Name: 哺乳動物細胞における小胞体ローカライズされたmRNAの可視化 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 24 s
Description: 学ぶ小胞体関連mRNAの可視化法。哺乳動物培養細胞を用いて、選択的透過化と蛍光in situハイブリダイゼーションでER結合mRNAを検出し、遺伝子発現制御のメカニズム解明に貢献します。

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この作品は、XACとAFPに国立科学カナダ工学研究評議会からの補助金によって支えられて

1。抽出のための材料の調製<ol><li>細胞の調製<ol><li>実験する前に、少なくとも1日に酸処理されたカバースリップ上種子組織培養細胞。我々は、これらの2つの細胞株が分泌されたタンパク質の強固な生産を示す限り、COS-7またはU2OSを使用し、よく定義されたERを持っています。高い抽出効率を達成するために、細胞は実験の日にカバースリップ上で80％コンフルエントを超えてはならないことに注意してください。 </li><li>特に外因性のmRNAが検討されている場合には、細胞は、標準的なトランスフェクションプロトコールを用いて目的の遺伝子を含むプラスミドで播種後1日目にトランスフェクトする。次に、細胞を抽出する前に少なくとも18時間のためのmRNAを発現するように許可されています。 </li></ol></li><li>翻訳阻害剤で細胞を処理<ol><li> ERでのmRNAの関連のメンテナンスにそのままリボソームの効果をテストするために、細胞の関連を混乱させる翻訳阻害剤で治療することができますmRNAは11とリボソームの。 </li><li> （4 -メチル-2,6 - dinitroanilino） - -などhomoharringtonin（HHT）、pactamycin、または2と翻訳開始の阻害剤、同時にに従事してリボソームを可能にしながら、N-メチルプロピオンアミド（MDMP）は、トランスクリプトとの関連付けから新しいリボソームを防ぐ12月14日翻訳を完了します 。哺乳動物細胞における最もタンパク質の翻訳速度に関係なく、コドン使用頻度またはmRNAの長さ15の、1秒あたり5個のアミノ酸であるため、30分の治療は27,000ヌクレオチド（タンパク質をコードする限り、オープンリーディングフレームを持つメッセージのリボソームをオフにクリアする必要があります）9000アミノ酸である限り。 </li><li>そのような阻害剤は、ピューロマイシンとして新生鎖の早期の排出を促進し、こうしてポリソーム12を破壊する 。しかし完全にmRNAとピューロ処理リボソームの関連付けを破壊するために、EDTAなどのキレート剤はマグネシウムジギトニン抽出バッファ11に追加する必要があります。 </li> &lt;liは&gt;この実験では、細胞を200μMのピューロマイシン、5μMのHHT、または抽出前に30分間コントロール培地で処理される。 </li></ol></li><li>ジギトニンのExtraction Bufferの調製。フリー（ すなわち細胞質、非ER関連）の転写産物の障害なく、ERに局在するmRNAを可視化するために、我々は選択的にジギトニン、3β-hydroxysterolsと優先的に相互作用するステロイド配糖体を持つ細胞を透過性。低濃度では、ジギトニンは選択&#39;漏出16&#39;を引き起こし、細胞膜の部分をpermeabilizes。これとは対照的に、コレステロールの貧しい小胞体膜と核膜は、16,17そのまま残されます。 <ol><li>ジギトニン（シグマアルドリッチ）粉末を5％重量/体積の蒸留水に溶解し、この原液を、小さなボリュームに分注し、-20℃で保存されている我々の経験では、融解後の再凍結は、溶解ジギトニンの効率を低下させる。 </li><li>の原液10倍のCHOバッファー（1Xワーキング溶液濃度：115ミリメートルのKAc、25mMのHEPES緩衝液pH7.4、2.5mMのMgCl 2、2mMのEGTA、150 mMスクロース）はRNaseフリーの試薬 ​​を用いて調製し、-20℃で保存されている作業溶液（1倍CHOバッファ）RNaseフリー水で原液を希釈することにより調製される、4℃で保存することができます</li></ol></li></ol> 2。ジギトニン抽出<ol><li>抽出溶液を準備する<ol><li>平坦な表面を有する加熱ブロックは、予備加熱40℃ですと抽出中にこの温度で​​維持した。 </li><li> RNaseフリーである平らな作業面を形成するためには、加熱ブロックは、パラフィルムM（ビーミスCompany、Inc）を新鮮な部分でいくつかの水と重なって湿らせる。パラフィルムシートおよび加熱ブロックの間に気泡がRNaseフリーの手袋やキムワイプ（VWR）を用いて平滑化される。 </li><li> 1X CHOバッファを水浴中でインキュベートすることにより、37℃に加温する。 </li><li> 6ウェルプレートを洗浄するために使用されそして細胞を固定。 3ウェルの各行は、1つのカバースリップのために使用されます。行の最初の2ウェルに、温められたCHO緩衝液2 mlを加えています。最後のウェルに、固定液（PBS + 4％パラホルムアルデヒド（電子顕微鏡学））2mlを追加されます。細胞は、抽出のための準備が整うまで、このトレイは、37℃のインキュベータに格納することができます。 </li><li>ジギトニン抽出液を使用直前に暖かいCHOバッファーで0.025％の株式ジギトニン溶液を希釈することにより調製される。もう一度ピューロ処理した細胞では、抽出用緩衝液は、さらに効率的にリボソーム11を破壊するために20mMのEDTAを含まなければならないことに注意してください。抽出溶液100μlの滴は抽出直前にパラフィルムで覆われた加熱ブロックに配置されます。 </li></ol></li><li>ジギトニン抽出と細胞固定<ol><li> 37℃インキュベーターからセルを削除します。 </li><li>抽出プロセスの実行中に、カバースリップをjewlerの鉗子の助けを借りて操作されます。ととも​​に鉗子は、カバーグラスをピックアップし、増殖培地の洗浄するだけでなく含有する第二の最初とCHOバッファにそれを浸し。 </li><li>迅速キムワイプでカバースリップの裏側オフ過剰バッファリングをオフにしみ、直ちに抽出溶液に、下向きにカバースリップ、セル側に配置します。 </li><li> 10秒後、ピンセットでカバーガラスを拾うとすぐに電池側はよく入った、4％パラホルムアルデヒド固定バッファに、上向きにし、それを転送します。 </li><li>室温で少なくとも15分間固定でサンプルインキュベートしてみましょう。 </li></ol></li><li>未抽出コントロール細胞の調製。細胞質内のmRNAの総量を決定するために、それが未抽出コントロールサンプルを準備することをお勧めします。 <ol><li>カバースリップ上で培養した細胞はジギトニン抽出工程（2.2.3）がスキップされることを除いて、（セクション2.2を見てください）​​上記のように調製されています。 </li><li>固定後、非抽出された細胞をPBS +0.1％Tritonで透過処理する必要がX-100で室温で15分間インキュベートした。 </li></ol></li></ol> 3。 FISH染色<ol><li> 蛍光 in situハイブリダイゼーションのためのプローブを設計<ol><li>利害のmRNAの一次配列は、RNAstructure 5.0 18などのRNA二次構造予測ソフトウェアを使用して折り返されている。 mRNAの折り畳みが視覚的に主要な二次構造の自由である約50ヌクレオチドの領域を識別するために評価される。 </li><li>この領域の逆相補は、プローブの5 &#39;末端（統合DNA Technologiesから購入）に取り付けられたAlexa546蛍光体で合成される。 </li><li>プローブは-20℃で保存することができ、100μMのストック濃度にRNaseフリー水で希釈して</li></ol></li><li> FISHプローブによる染色<ol><li>ただしジギトニン抽出した細胞が0.1％2mlのトリトンX-100で希釈し、これらの固定サンプルを処理、さらに透過処理を必要としないことに注意してくださいPBSは、FISH染色の前に室温で15分間、バックグラウンド信号を低減するのに役立ちます。 </li><li>次いで、スライドを任意の残留ホルムアルデヒドまたはTriton X-100を削除するには、PBSで2回洗浄する。 </li><li>次に、細胞を1Xクエン酸ナトリウム緩衝液（150mM NaClおよび15mMクエン酸ナトリウム）で25％〜60％ホルムアミドで2回洗浄する。一般的には、長さが50から60ヌクレオチドである特定のFISHプローブ、60％ホルムアミドが使用されますが、オリゴ（dT）FISHプローブを用いた染色ポリ（A）mRNAについて、ホルムアミドのレベルは25％にまで低減されています。 </li><li>染色槽を準備するには、150ミリメートルペトリ皿の底は水でおおわれているとパラフィルム片を水に浮かべています。水はこのようにパラフィルムが皿の底に付着することができ、皿を裏返すことによって除去される。気泡が手動でキムワイプで除去される。 </li><li>各カバースリップが染色されるためには、額面上に関心のFISHプローブを含むハイブリダイゼーション溶液100μlドロップをピペット染色チャンバー内afilm。在庫FISHプローブはの作業濃度にハイブリダイゼーション緩衝液で25％〜60％ホルムアミド（1×SSCは、100 mg / mlの硫酸デキストラン、1 mg / mlの酵母tRNA、5mMのバナジルリボシド複雑な、25から60パーセントホルムアミド）で希釈し、 0.2μMで。ホルムアミドの量が使用されている特定のプローブに最適化されており（ステップ3.3.3を参照）SSCの洗浄緩衝液と同じ濃度で存在すべきであることに注意してください。 </li><li>カバースリップは、このような組織培養インキュベーターとして加湿チャンバーに37℃で染色室で魚の溶液上にセル側に前面を下にして置き、5から24時間インキュベートする。 </li></ol></li><li>染色サンプルを洗浄し、取付<ol><li> RNaseフリーウォッシングエリアを準備するには、そのような実験台として、レベル、平らな面にパラフィルムのストリップを敷設。レベルの表面ぬれた、パラフィルムが平らであることを確認するには、上にパラフィルムを配置して、手動でキムワイプで任意の気泡を除去する。 </li><li>染色室ですインキュベーターから取り出し、平らな平らな場所に置いた。カバーガラスは、その後、それぞれのカバースリップの端の近くに魚の洗浄緩衝液約500μlのピペッティングして浮いています。溶液は毛細管作用を介して、カバーガラスとの間にパラフィルムで、描画されます。 </li><li>各カバースリップでは、洗浄緩衝液1ml（1×SCCの25から60パーセントのホルムアミドで、3.3.3のステップを参照してください）​​は、洗い場のパラフィルム（ステップ3.4.1を参照）にピペッティングしています。 </li><li>ピンセットを用いて、カバーガラスを染色室から除去され、それぞれを洗浄緩衝液滴の上に置かれており、室温で5分間インキュベートした。洗浄工程を3回繰り返す。 </li><li>スライドガラスを70％エタノールで洗浄し、キムワイプで乾燥させる。 </li><li>各カバースリップについては、マウントソリューション（DAPI Fluoromount™をG、南部Biotech）の25μlをスライドに分注される。このソリューションは、4 &#39;、6 - ジアミジノ-2 - フェニルインドール（DAPI）、汚れのDNAが含まれており、核の可視化を可能にすることに注意してください。 </li><li> USIngの鉗子とキムワイプ、カバースリップの背中を乾燥させ、余分な魚の洗浄緩衝液は、試料を乾燥させずにオフにブロットする。各カバースリップはその後マウンティング溶液の液滴の上に、下に向けてセル側に配置されている。 </li><li>マウントされたサンプルは、標識されており、4℃で保存することができます</li></ol></li></ol> 4。イメージングと定量<ol><li>イメージング<ol><li>落射蛍光顕微鏡をFISH染色後の画像にセルを使用されています。トランスフェクトされた細胞は、適切なチャネルで明るい蛍光シグナルによってトランスフェクト細胞から分化することができます。理想的には、取得した各フィールドには、定量化のためのバックグラウンド蛍光を決定するために使用するトランスフェクトしていないセルが含まれています。 </li><li>各フィールドの魚およびDAPIチャンネルの画像が得られる。また、細胞はタンパク質マーカーと共染色されている場合は、免疫蛍光チャンネルの画像も取得されています。ジギトニン抽出を使用することもできることに注意してください小胞体に結合したリボソームとタンパク質11を可視化する。 </li><li>フィールド間の蛍光強度を比較することができるようにするには、各チャネルの露光時間は、実験の各セットに一定のままで残っているはずです。 </li><li>再び別のカバースリップ上の細胞との間の蛍光強度を比較することができることを保証するために、魚の信号でepiluminescence強度や崩壊での日々の変化は、イメージング、単一一気にカバースリップのすべてをすることによって最小化されるべきである。 </li></ol></li><li>定量。小胞体に局在するmRNAの量を定量化するために、我々は、 ニコンのNIS要素ソフトウェアを使用しています。しかし、このようなImageJのような他の画像解析ソフトを使用することができます。 <ol><li> ニコンのNIS要素画像解析ツールを使用して、細胞周囲と核が興味（ROIの）の別々の領域として概説されています。 </li><li>各ROI、蛍光強度（I T総細胞強度のためと私はNのために核の強度）と領域（TとN）を記録し、Excelスプレッドシートにエクスポートされます。 </li><li>各画像は、バックグラウンド蛍光強度（I B）は 、非トランスフェクトされた細胞の強度を記録することによって決定される。ポリ（A）mRNAレベルが分析されている場合は、セルの空き領域が選択されています。 </li><li>合計ERの量（抽出した細胞）または細胞質（未抽出細胞）の蛍光は式で計算されます。 [A、T] [I T - I B] - [A N] [I N - I B] </li><li>核の染色強度も計算し、様々なトリートメントの間の内部コントロールとして使用することができます。核はジギトニン処理17またはリボソーム混乱11には影響されませんので、核のmRNAの量は、これらの治療法のそれぞれの間に一定のままで残るべきです。核蛍光を計算するには、次の式が使用されます。 [A、N] [I N - IB] </li><li> ER-標的である細胞質mRNAの30から40％が未抽出細胞から細胞質の平均蛍光で割った30から40抽出した細胞の平均的なERの蛍光（4.2.4参照）を取ることによって計算することができます（再度4.2.4を参照） 。それが抽出され、未抽出細胞が調製染色し、並行して画像化されることが重要です。 </li></ol></li></ol>

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</ol>

特別な利害関係は宣言されません。

様々な細胞内のサイトへのmRNAの局在化は、mRNA局在タンパク質と転写産物の相互作用を介して、細胞内のローカルな要件への彼らの最終目的地へのタンパク質が適切にソートするため、遺伝子発現の微調整のための重要な広範な現象である地域19,20。 ここに記載のアッセイを用いて、我々は、分泌タンパク質をコードするmRNAがリボソームや翻訳の存在下または非存在下で、ERで維持できるかどうかの質問を再訪。実際、我々はこれらのmRNAのサブセットが、この活動11を持っていることがわかった。たとえば、この抽出プロトコルを使用して、我々はALPPとCYP8B1 mRNAの両方が制御におけるERの表面処理されたCOS-7細胞（ 図1-2）に局在していることが判明しました。しかし、翻訳阻害ピューロまたはHHT、ALPPだけではなく、CYP8B1 mRNAで細胞を処理した後、機能的なリボソームと翻訳（ <stron...

真核生物では、コードするmRNAは、翻訳時の3,4リボソームとtransloconsの間の直接的な相互作用を介して分泌され、膜タンパク質は、共同翻訳シグナル認識粒子1,2によってERに標的とすることができるし、ERに保持することができる。しかし、mRNAはごく最近まで不明であったリボソームや翻訳のいずれかの独立した小胞体に標的にし、維持することができるかどうかを指定します。これまでの研究では、細胞分画技術を用いて、ERでの翻訳に依存しないmRNAの関連があるかどうかを対処しようとしました。過酷な化学的条件は潜在的に繊細なmRNAの小胞体関連が中断される可能性があり、ER由来の小胞から、リボソームの関連付けを解除する必要がありましたので、これらの研究では、5月8日のための証拠を提供する、決定的なものではなかったと9,10に対してリボソーム依存しないmRNAのERへのアンカリング。 これらの問題を回避するために、我々はprotoを開発しました小胞体に結合したmRNAを単離すると、画像にCOL。この手順では、同時に、ER形態とその関連分子のすべてを保持しながら、効果的に細胞（非小胞体に結合したmRNAを含む）のすべての細胞質のコンテンツを削除し、軽度抽出処理を伴う。このプロトコルを使用して私たちは、mRNAのサブセットを対象としており、その後、リボソームまたは翻訳を11の独立して、ERに保持されていることを実証した。

哺乳動物細胞における小胞体ローカライズされたmrnaの可視化

Visualization of Endoplasmic Reticulum Localized mRNAs in Mammalian Cells

真核生物では、分泌され、膜タンパク質は小胞体（ER）の表面に局在しているエンコードのメッセンジャーRNA（mRNA）のほとんど。しかし、これらのmRNAの可視化が困難な場合があります。これは、mRNAの一部のみがER関連のときは特にそうであり、この細胞小器官への分布は非標的（ すなわち &quot;自由&quot;）転写産物は妨害されます。同時に、ERの整合性を保ちながら、ER関連mRNAを監視するために、我々は、細胞が選択的に細胞膜をpermeabilizesジギトニン抽出溶液に短い露光で処理させる方法を開発し、したがって細胞質内容が削除されました。このメソッドはin situハイブリダイゼーション（FISH） 蛍光 inと結合されているとき、1は明らかに蛍光顕微鏡で、ERに結合したmRNAを可視化することができます。このプロトコルを使用してバルク·ポリ（A）転写産物または特定のmRNAのいずれかのためにER-関連度を評価することができるさらに定量化した。プロセスでは、1は、mRNA-ERの相互作用の性質を調べるために、このアッセイを使用することができます。

ER関連であるmRNAの割合を決定するために、 胎盤アルカリホスファターゼ（ALPP）またはシトクロムP450-8B1（CYP8B1）が含まれていたプラスミドでトランスフェクトしたCOS-7細胞のいずれかジギトニンで抽出した後、固定、または直接修正されました（ 図1を参照して、比較する&quot;Ctrlキーを抽出された&quot;には&quot;Ctrlキーを押しながら未抽出&quot;）。非核保有蛍光が両方のサンプルで定量し、ER関連するmRNAの一部は（ 図2）を算出した。我々のデータは明らかにALPPとCYP8B1の両方に対して、細胞質mRNAの約60％がERに関連付けられていることを示しています。これらのmRNAの両方が、ER内腔で処理されたタンパク質をエンコードするので、我々の結果は、このようなmRNAは小胞体の表面に換算されているという考えと一致している。 リボソーム解離した後、これらの転写産物のER-関連を監...

ここでは、哺乳類の組織培養細胞に小胞体関連mRNAを可視化する方法を説明します。この手法は、蛍光灯に続く細胞質の内容を削除するジギトニンと形質膜の選択的透過性上昇を伴う<em&gt;その場で</emどちらバルクポリ（A）mRNAまたは特定の転写産物を検出するために&gt;ハイブリダイゼーション。

哺乳動物細胞における小胞体ローカライズされたmRNAの可視化

In eukaryotes, most of the messenger RNAs (mRNAs) that encode secreted and membrane proteins are localized to the surface of the endoplasmic reticulum ...

この手順の目的は、小胞体または小胞体に関連するメッセンジャーRNAを視覚化することです。これは、最初に哺乳類組織培養細胞をカバースリップに播種することによって達成されます。手順の2番目のステップは、細胞に結合していない細胞質mRNAを除去するための抽出バッファーで細胞を処理することです。次のステップは、細胞を迅速に固定し、蛍光in situハイブリダイゼーションによってmRNAを染色することです。最後のステップは、erに関連する蛍光の量を画像化し、定量化することです。最終的に、結果は、mRNAがさまざまな条件下でこのオルガネラの表面とどのように関連しているかを示すことができます。この方法は、分泌タンパク質をコードするmRNAがリボソームやタンパク質合成とは無関係にERの表面に維持できるかどうかなど、細胞生物学的な重要な疑問に答えるのに役立ちます。この方法の視覚的なデモンストレーションは、いくつかのトリッキーな細胞操作ステップを伴うため、非常に重要です。実験の費用が7つになる前に、少なくとも1日前に酸処理されたカバースリップに組織培養細胞を播種し、OSのために細胞は、分泌タンパク質の産生が高く、ERが明確に定義されているため、どちらも適切な選択肢です。外因性のMr NAが調査されている場合は、播種後1日で細胞をトランスフェクションし、その後、MRを可能にするためにさらに18時間細胞をインキュベートします。NA 式。実験当日。高い抽出効率を達成するために、細胞はカバースリップ上の80%coの流暢さを超えないようにする必要があります mRNAがERと相互作用するかどうかを検出する 翻訳細胞は、これらの薬剤でリボソームとmRNAとの間の相互作用を妨害する薬剤で処理することができます これらの薬剤または抽出の30分前に細胞に培地を制御します。この場合、翻訳阻害剤、純粋なマイシンおよびホモハリントンinまたはHHTが使用されます。まず、dig toninと1 XCOのワーキングバッファーを含む新たに調製した抽出溶液を摂氏37度に温めます。加熱ブロックを摂氏40度に設定し、逆さの金属ブロックを挿入して平らな作業面を形成します。金属ブロックを水で湿らせてから、新しいパラフォームで覆い、RNAフリーの手袋と糸くずの出ないティッシュを使用して気泡を滑らかにします。次に、カバースリップの各ペアについて、細胞を洗浄して4つのウェルに固定するための6ウェルプレートを準備します。最後の2つのウェルに2ミリリットルの温めたCHOバッファーを追加します。固定液を2ミリリットル加えます。次に、プレートが必要になるまで摂氏37度で保管します。加熱ブロック上に、処理するセルのカバースリップごとに100マイクロリットルの抽出液を滴下します。次に、宝石商の鉗子を使用して、細胞コーティングされたカバースリップを手に取り、CHOバッファーを含む1番目と2番目のウェルに浸します。これにより、成長培地が洗い流されます。次に、カバースリップの裏側から余分なバッファーをすばやく吹き飛ばします。そして、カバースリップセルを下にして抽出溶液に簡単に置きます。10秒後、カバースリップセル側を上にして固定バッファーに移し、少なくとも15分間保持する必要があります。細胞抽出ステップは、ER結合していないすべてのcyopプラスチックmRNAを除去するために不可欠です。さらに、抽出せずに細胞が固定されているコントロールカバースリップを準備します。固定後のステップ。これらのunex抽出されたコントロール細胞をPBSで2回洗浄し、次にPBSおよびTRITTON X 100でパーマアーゼします。必須ではありませんが、抽出した細胞を同じPBSおよびTriton溶液で洗浄して、細胞を透過した後のバックグラウンド蛍光を減らす必要があります。スライドをPBSで2回洗浄して、固定剤と洗剤を取り除きます。次に、スライドを60%ファイドで2回洗浄し、ワンタイムクエン酸ナトリウムバッファーまたはSSCで洗浄します。しかし、オリゴDTフィッシュプローブを使用してすべての細胞を染色すると、ポリmRNAはファイドのレベルを25%に低下させます次に、フィッシュプローブでハイブリダイゼーションバッファーを調製します。ストックフィッシュプローブをハイブリダイゼーションバッファー中のファイドと同じ濃度で0.2マイクロモルに希釈します。次に、染色チャンバーを準備します。150ミリメートルのペトリ皿の底に水を入れます。次に、パラフォームを水に浮かべ、皿を逆さまにします。パラフィルムは、水が逃げるときに皿の底に付着します。気泡がある場合は、手袋と糸くずの出ないティッシュで、パラフィルムに魚のプローブを含むハイブリダイゼーション溶液の100マイクロリットルのカバースリップピペットごとにそれらを取り除きます。次に、カバースリップセルを下にして溶液の上に置きます。最後に、暖かい加湿チャンバーでチャンバーを5〜24時間インキュベートします。魚の染色時間が終了する前に、RNAフリーの洗浄エリア、水で濡れた平らな表面を準備し、パラメータのストリップで覆います。手袋とリンフリーティッシュで気泡を取り除きます。染色が終了したら、各カバースリップピペットの作業領域にチャンバーを移し、1ミリリットルの洗浄バッファーを洗浄エリアに移します。カバースリップを転写するパラフィルム まず、各カバースリップの端近くに半ミリリットルの魚を洗うバッファーをピペットで取り付けます。液体は毛細管現象によりカバースリップの下に引き込まれます。次に、鉗子を使用して、カバースリップをチャンバーから取り外し、洗浄バッファーの滴の上に置きます。そして5分待ちます。この洗濯方法をさらに3回繰り返します。洗浄領域に新鮮な1ミリリットルの洗浄バッファーを使用します。その間、スライドガラスを70%エタノールできれいにし、糸くずの出ないティッシュで乾かします。次に、各カバースリップについて、25マイクロリットルのDPIマウント溶液をスライドに適用します 鉗子を使用して、カバースリップを手に取り、糸くずの出ないティッシュで裏側を乾燥させ、余分な洗浄バッファーを取り除きます。次に、カバースリップセル側を下に向けて取り付け液の滴に移します。完成したスライドは、コストがイメージされるまで摂氏4度で保管できます。胎盤アルカリホスファターゼまたはシトクロムP 4 58 Bを含むプラスミドをトランスフェクションした7つの細胞をトニンで抽出し、次に固定または直接固定して、これらのmRNAのうち小胞体が関連している割合を決定しました。非核蛍光を両方のサンプルで定量し、両方のmRNAについてER関連mRNAの画分を計算しました。細胞質画分の約60%は、これらの転写産物のER関連を監視するためにERに関連付けられていました。リボソーム解離トランスフェクトコストの後、7つの細胞をコントロール培地、pur MYCINまたはHHTで処理し、次にトニンと固定mRNAを抽出しました。染色により、A LPPはリボソーム破壊後もERに結合したままであったが、CYPの8つのP 1 mRNAは残っていないことが明らかになった。mRNAの定量はこの観察を裏付け、重要なことに、核内mRNAのレベルがすべてのサンプルで一貫していることを示しました。これらのデータから、A LPP転写産物などのER標的mRNAのサブセットが、リボソーム分解後もERの表面に保持されていることが明らかになりました。このプロトコルを使用して、mRNA核外輸送の分析に使用される他のアッセイと組み合わせた場合、小胞体などの異なる細胞内コンパートメントにさまざまなmRNAがどのように局在するかの調査を開始できます。この手順は、新たに合成されたmRNAのER表面への初期標的化を研究するために使用できます。

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JoVE Journal

Biology

生物学

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ローカライズされた翻訳のメカニズムを研究するために酵母ミトコンドリアでのmRNA関連のアイソレーション

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小胞体とミトコンドリアの相互作用の研究によって、<em&gt;その場で</em固定された細胞における&gt;近接ライゲーションアッセイ

生きた細胞の細胞内小器官のマルチカラー単一膜蛋白質のローカリゼーションのためのプロトコルを紹介します。蛍光物質を添付、自己ラベリング タンパク質を使用します。~ 18 の精度と同じ細胞小器官の異なる膜コンパートメントに位置するタンパク質をローカライズできる...

単一の膜タンパク質生きた哺乳類細胞の細胞内小器官のマルチカラー ローカリゼーション顕微鏡

ここでは、分子ビーコン、スピニングディスク共焦点顕微鏡、オープンソース分析を用いたライブショウジョウバエメラノガスター卵室における内因性mRNA人身売買の可視化、検出、分析、追跡のためのプロトコルを提示する。ソフトウェア。...

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我々は、アスコルビン酸ペルオキシダーゼ2およびワサビペキシダーゼ染色を含む相関光および体積電子顕微鏡を用いて遺伝子改変後の全細胞におけるミトコンドリアおよび小和性網膜の分布を研究するためのプロトコルを提示し、同じセクション内の標的遺伝子の有無にかかわらず細胞のシリアル断面、および電子顕微鏡によるシリアルイメージング。...

相関光と体積電子顕微鏡によるミトコンドリアと小体網膜イメージング

膜接触部位(MCS)を研究するための新しいアプローチの必要性は、これらの細胞構造とその構成要素の研究への関心の高まりにより高まっています。ここでは、MCSに存在するオルガネラ内およびオルガネラ間タンパク質複合体を同定および定量するために、以前に利用可能であった顕微鏡技術を統合したプロトコルを紹介します。...

近接ライゲーションアッセイによるER-ミトコンドリア接触部位における内因性オルガネラ内タンパク質相互作用の可視化と定量

細胞がコンフルエントに達するように、彼らは、継代培養や継代する必要があります。このビデオでは、接着および浮遊細胞の両方を継代培養するための手順をデモンストレーションを行います。...

哺乳動物細胞をトリプシン処理し、継代培養

学ぶ小胞体関連mRNAの可視化法。哺乳動物培養細胞を用いて、選択的透過化と蛍光in situハイブリダイゼーションでER結合mRNAを検出し、遺伝子発現制御のメカニズム解明に貢献します。

哺乳動物細胞における小胞体ローカライズされたmRNAの可視化

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