Name: マウスの気管内挿管経由直接喉頭鏡検査 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 58 s
Description: 学ぶマウスの気管内挿管法。オトスコープを用いた直接喉頭鏡検査により、無侵襲かつ反復可能な気管挿管を実現します。慢性実験における呼吸生理学研究や薬物投与に適した信頼性の高い手法です。

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ベテラン総務省からメリットグラントと国立衛生研究所のNHLBIからT32-HL098062の助成金は、この作品を支持した。我々は感謝ランドルフH·ヘイスティング、医学博士の助言を認めるしたいおよびVAサンディエゴのヘルスケア·システムの獣医療部隊のアドバイスとサポート。

1。動物の準備<ol><li> （小さいマウスが専門家によって挿管することができます）8週間以上経過しており、以上の20グラムのマウスを入手します。 </li><li>麻酔<ol><li>腹腔内麻酔前のようにケタミンおよびキシラジンの20 mg / kgを、それぞれ、をマウスに注射する。 （この用量は完全にマウスを麻酔するには不十分であるが、人工呼吸器に、挿管した後、安全な転送を容易にする。）が、投与量の調整は、制度的に獣医師に相談して麻酔応答に応じて必要な場合があります。） </li><li> 90〜120秒の誘導チャンバ内の3.5％イソフルラン/酸素を用いたマウスに麻酔を誘導する。 </li><li>慎重に呼吸数を観察します。それは、以下45以上BPMに徐々に遅くする必要があります。 </li></ol></li></ol> 2。挿管の準備<ol><li>誘導室からマウスを取り外し、しっかりと首筋。 </li><li> GENTするクッション細かい鉗子を使用してくださいLY口から舌を伸ばす。 </li><li> 2本の指の間に舌を保持し、穏やかな力を加えることにより、舌の拡張を維持する。 </li><li>上下動と耳鏡の鏡の上でマウスを上に引き上げます。 </li><li>しっかりscruffingながらオトスコープの接眼レンズをのぞきながら舌と首筋により穏やかにマウスを引き上げます。 </li><li>声帯を十分に確認してください。彼らは、この時点で簡単に表示されるはずです。喉頭のaditus（喉頭開口部の構造）は、比較的白になります。呼吸のたびにコードの動きがあるはずです。コー​​ドが動いていないか、不十分で可視化されている場合は、わずかに動物を回転させ、ゆっくりと首を過伸展。 </li><li>利き手で、鉛筆のように、カテーテルの先端を通って延びるPE10チューブの長さ1cmで、カテーテル内に20のG、1を保持し、鏡の横に挿入します。 PEチューブはスタイやブジーとして機能します。 </li><li> PE10 tubiに指示NG（スタイレット）声帯を通って、ハブが下顎切歯のレベルになるまでのPEチューブを介して20gのカテーテル（気管内チューブ）を進める。すぐにこのスタイレットを取り外します。 </li><li>そっと鏡の外動物を取り、実験を通して全身麻酔を維持するために継続的な2％のイソフルランで人工呼吸器に動物を配置することにより、チューブの位置を確認します。挿管を確認するため、PEEPトラップを通過する呼気（気泡）可視化する。食道挿管が数泡になるかもしれないが、それは同様に顕著または気管内挿管と同様に一貫性がありません。また、負のたわみ（ 図1）のトレース気道内圧を観察します。これらは、チューブの適切な配置を確認する。あるいは、IVチューブに少量の水を置き、ETチューブに接続します。呼吸2とマウスとの間での動きの確認。食道挿管、Pの場合案内圧力スイッチのトレースが有意に高い圧力と負の偏向を明らかにします。呼気終末CO 2が参考になるが、技術的にはこれは、小さな換気量（〜200μL）指定された非常に困難であろうし、これを行うための機器は非常に高価である。説明した単純な技術は完全に十分であり、はるかに安価である。イソフルラン麻酔が使用できない場合、すべての手順は、全身麻酔のためのキシラジン10-20 mg / kgのケタミンと併用して80〜120 mg / kgのを用いて行うことができる。 </li></ol> 3。代替技術：直接喉頭鏡検査オトスコープの技術では、主に肺に研究物質の直接点眼用に、他の目的のために容易に使用されている。 <ol><li>誘導チャンバ内で90〜120秒間、3.5％で、この手順のためだけではイソフルランで動物に麻酔を誘導する。 </li><li>動物首筋しっかりと頭蓋底と優しく舌を伸ばす細かいピンセットで。 </li><li>優しく舌を保持し、動物がさらにプルアップすることができなくなるまで鏡（未変更）にまっすぐな動物を引っ張る。 </li><li>声帯だけでは、この技術によって、ほとんどの場合、可視化されますが、動物およびHyper-拡張完全なビューにそれらをもたらすために、首を回転させることができます。 </li><li>声門への点滴を含むゲルローディングピペットを進め、流体を植え付ける。鏡を下咽頭とシールを行っているため、マウスはコードを経由しない任意の残液を吸引します。これは簡単にrhonchorousによって検証された流体が肺の中に完全に分散するまで、呼吸時にマウスが、今になり鳴ります。 </li><li>あるいは、液体の後ろの空気塊と流体の50μLを含む0.5ミリリットル注射器にPE10チューブを接続します。 0.5センチメートルのため声帯を注意深くPEチューブを前進させ、徐々に気道内に内容を放電してください。しかし、下気道への時折のトラウマは、Uを発生するサンプルのより良い配達せずに、このテクニックを歌う。 </li></ol>

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</ol>

著者は、彼らが競合する経済的利益を持っていないことを宣言します。

本報告書では、非外傷性であり、同じ動物で繰り返し使用することができ、マウスを挿管するための簡単​​で信頼性の高い技術が記載されている。この技術は、適度の和を購入することができ、簡単な実験室又は医療​​機器を用いて達成することができる。もともとヘイスティングス4らによって報告された直接喉頭鏡検査技術もまた、様々な目的のために使用することができるが、主に、正確に下気道に試験物質を送達する。我々は、その使いやすさ、スピード、シンプルさ、信頼性、低費用、および反復測定のための潜在的な日までの他の研究者によって報告されたものと、この技術は、優れた発見した。 マウスを挿管するための技術は新しいものではありません。最も初期の報告の一つは、気管の使用透視24のGカテーテル5の経口挿管した。しかしながら、この研究など6,7は、TECを複製するのに十分な情報を提供しなかった私たちの研究室でhnique。最近の他の研究者らは、大きな成功8,9と、この透視技術を使用している。ブラウンらによる最初の詳細な研究は、マウスは...

実験用マウスは、生​​物学と病理生物学の主要な哺乳類のモデルとして、事実上すべての種に取って代わっています。実験用マウスは、明確かつ広範囲にヒト疾患のモデルとして価値があることが示されている最小の哺乳類の種であり、人間の生物学と疾患の我々の理解の進歩に非常に貴重であることが判明した。短い妊娠期間と実質的により低いコストは、生物医学研究では一般的なツールとして、ヌルおよびトランスジェニックマウスの開発および研究を可能にした。しかし、平均的な実験用マウス（20〜25 g）を大きさが、結果として、一部の研究者は、より大きな哺乳動物種を研究、生理学的または外科的に基づく研究で彼らの研究を制限しています。これらの研究ではマウスを使用する障害は、深い麻酔下で生理学的測定または広範囲の外科的処置を可能に挿管法で遭遇する困難さである。気管切開1は 、標準的なTEとして用いられてきたこのため、技術と必要な控えめなスキルを実行するのが非常に容易するのではなく、挿管のchnique。しかし、気管切開は、慢性または回復手術の研究を助長されていません。従って、それは、急性実験に制限される。気管切開は、炎症や機密生理的反射神経が重要である、研究の交絡変数を指定できます。 当研究室では、他の研究者によって記載されている技術のほとんどを試してみましたが、さまざまな理由で、それらが不十分発見した。気管切開も外傷性であり、出血や気道の炎症を誘発する。ずっとより問題は、それが都合良く繰り返すことができないことである。設備の適度な投資を必要とする多くの比較的非侵襲的な技術が十分に信頼できるものではない。他の技術は、機器が特定のアプリケーションで動作するかどうかを知らなくても、正当化することは困難で高価な装置を必要とする。従って、我々はもはやtは不要非外傷技術の開発が求められてハン特殊な装置の適度な投資は、迅速かつ確実に達成することができる、慢性モデルで繰り返すことができ、多数の動物で使用することができる。ここでは、このような技術を報告する。

<table><tbody><tr><td>手術耳鏡ヘッド</td><td>ウェルチアリン</td><td>21700</td><td>$188.98</td></tr>耳<tr><td>鏡ハンドル</td><td>ウェルチアリン</td><td>71000</td><td>$112.20</td></tr>再<tr><td>利用可能な鏡</td><td>ウェルチアリン</td><td>22002</td><td>$3.98</td></tr><tr><td>細かい鉗子</td><td>ミルテックス</td><td>18-779</td><td>$107.18</td></tr><tr><td>耳鏡</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>を保持するための小さなクランプスタンドイソフルラン気化器(真空廃ガス処理付き多回路)</td><td>Summit Medical</td><td></td><td>$3,000</td></tr><tr><td>Flexivent(動物用人工呼吸器)</td><td>SCIREQ</td><td></td><td>$35,000</td></tr><tr><td>静脈内カテーテル(20 G、1インチ)</td><td>BD</td><td>381233</td><td>$9.62</td></tr><tr><td>ポリエチレンチューブ(PE10)(内径0.011インチ、外径0.024インチ) 100フィート</td><td>イントラメディック、クレイアダムス</td><td>427401</td><td>$115.70</td></tr><tr><td>ケタミン100 mg / ml(10mlボトル)</td><td>バトラー</td><td>23061</td><td>$10.00</td></tr><tr><td>キシラジン (100ml ボトル)</td><td>Vedco</td><td>24105</td><td>$20.00</td></tr><tr><td>イソフルラン (250ml ボトル)</td><td></td><td></td><td>$15.00</td></tr><tr><td>臭化ベクロニウム 10 mg/10ml</td><td>ファイザー</td><td>NDC 0069-0094-01</td><td>$15.00</td></tr></tbody></table>

マウスの気管内挿管<em&gt;経由</emオトスコープの使用&gt;直接喉頭鏡検査

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

マウスは、野生型およびトランスジェニックの両方が、現在、生物医学研究において主要な哺乳類のモデルである。挿管や人工​​呼吸は深い麻酔や肺機能の測定値の下に手術を必要とする全体の動物実験のために必要である。気管切開は、機械的な換気を可能にするために、これらのマウスでは気道に挿管するための標準となっている。経口気管内挿管が原因かなりの技術的な難しさや専門性の高い高価な装置の必要性が報告されているが、正常に多くの研究で使用されていなかった。ここでは、2.0ミリメートルの鏡を装備オトスコープを使用し、気管内チューブなどの20のG静脈内カテーテルを使用する直接喉頭鏡検査の手法を報告する。私たちは、挿管し、マウスでは肺機能の正確な評価を行うために広くかつ確実に、この技術を使用している。この技術は、経験豊富な手の中に本質的に動物の損失で、安全であることが証明された。さらに、この手法慢性モデルにおけるマウスの反復研究のために使用することができる。

上記の技術を持つ挿管は、信頼性と高速です。気管内チューブの適切な配置は、最も容易にします（ 図1）をトレースする気道内圧に（通常は、PEEPトラップ）で人工呼吸器回路の、負のたわみの水没呼気リムから期限切れのガスバブリングを観察することによって検証される。気道内圧のトレースにマイナスの偏向は最も信頼性が高い。他の呼気人工呼吸器回路2に接続静脈チューブに小液滴の移動を使用している。我々は広範囲にこの技術を使用していないが、それは、チューブの位置を確認するのに十分であるべきである。経験豊富なオペレーターは最初のパスで、この方法の時間の約90％を使用して、マウスを挿管することができます。チューブがすぐに削除され、失敗しているもののために、動物をイソフルラン麻酔で再誘導し、配置が再試行されます。動物は、ESOの場合は人工呼吸器回路に接続のままにした場合介入がない場合はphageal挿管、胃が徐々に吹き込む高いピーク気道内圧、低酸素血症、そして最終的に死を生成します。高いピーク気道内圧が負の吸気努力なしで認められた場合には、動物は、速やかに人工呼吸器から取り出して、抜管されなければならない。...

私たちは、2.0ミリメートルの鏡と耳鏡を使用して直接喉頭鏡検査を介したマウスでは、気管内挿管のための、シンプルな信頼性が高く、比較的安価な方法を開発した。この技術は、非外傷性であり、慢性の実験において反復測定のために使用することができる。私たちは、優れた気管切開または以前に非外科的手法を報告したために見つける。

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

この手順の全体的な目的は、マウスに経口的に確実に挿管することです。まず、麻酔をかけた動物を適切な方向で慎重に配置します。次に、耳鏡のスペキュラムを用いて声帯を確認し、スタイレットを使用して気管内チューブを喉に通します。次に、挿管したマウスを人工呼吸器に接続し、チューブが適切に配置されているかを確認します。あるいは、耳鏡を用いて肺に試験物質を投与することも可能です。最終的に、肺における正確な圧力-容量関係を測定することができます。気管切開などの既存の手法に対する本手法の主な利点は、迅速に実施でき、無出血で外傷がなく、かつ繰り返し行える点にあります。挿管の手順は習得が困難であり、解剖学的構造と挿管のメカニズムを同時に視覚的に確認できなければ、書面による指示だけではほとんど意味をなさないため、本手法の視覚的な実演が極めて重要となります。耳鏡を用いた気管挿管を行うには、まず麻酔をかけた8週齢のマウスの項皮を把持し、次にクッション付きの微細ピンセットを用いて舌を口から優しく引き出します。ピンセットで舌を保持して軽く力を加え、伸展状態を維持しながら、マウスを垂直方向の動作で耳鏡のスペキュラム上に引き上げます。動物の項皮をしっかりと保持したまま耳鏡の接眼レンズから覗き、舌と項皮を引くことで、マウスを耳鏡のスペキュラムの全長まで引き込みます。声帯を注意深く観察してください。声帯は容易に視認でき、呼吸に合わせて喉頭開口部の構造と共に動くはずです。喉頭のATUは比較的白く見えるはずです。声帯が動いていないか、あるいは視認性が低い場合は、動物をわずかに回転させ、首をゆっくりと過伸展させます。次に、利き手で、先端から1 cmのPE 10チューブが挿入された20ゲージ・1インチのカテーテルを、鉛筆のように持って準備します。次に、カテーテルを膣鏡の側面に挿入します。PE 10チューブを声帯に向けて通し、ハブが下顎切歯の高さに達するまでチューブに沿ってカテーテルを進めます。その後、チューブを速やかに抜去します。次に、動物をスペキュラムから人工呼吸器へと慎重に移動させ、PEEPトラップを通過する呼気バブルを確認してチューブの位置を検証します。気道圧のトレースを観察し、負の偏向が見られることでチューブが適切に留置されていることを確認します。食道挿管の場合、圧力トレースでは圧力が著しく高く、負の偏向は見られません。あるいは、少量の水をIVチューブの一部に入れ、そのチューブを挿管チューブに接続し、マウスの呼吸に合わせて水が移動することを確認します。耳鏡法の別の用途として、マウスへの試験物質の投与が挙げられます。腟鏡を用いてゲルローディングピペットを声帯まで挿入し、目的の治療薬を最大50 µLまで滴下します。マウスは、管を通じて液体を吸引します。肺に液体が完全に分布するまで、呼吸音が聞こえることを確認してください。処置後、ピペットをゆっくりと抜き、マウスをヒーティングパッドの上に置いてください。あるいは、温度制御された保温テーブルの上に置いたケージの中に動物を入れます。動物が完全に回復したら、元のケージに戻します。耳鏡を用いた挿管は信頼性が高く、迅速に行うことができます。この代表的な気道圧波形において、青色の線は気道圧を、赤色の線は挿管直後のマウスにおける一回換気量の波形を示しています。圧曲線の下方への負の偏向は、自発呼吸努力によるマウスの胸腔内陰圧の発生と、気管内チューブが適切に配置されていることを示しています。この代表的な圧容積曲線では、先ほど実演したように20ゲージの静脈留置針を用いてマウスを挿管し、パントニウムで麻痺させ、機械換気を行いました。これらの曲線は、カテーテルが30 cm H₂Oまでの水圧で漏れがないことを示しており、したがってマウスにおける正確な圧容積関係の測定に使用できることを証明しています。この図では、代表的な用量反応曲線が示されています。本実験において、対照動物は25 mg/mLまでのメチルコリンに対して最小限の反応しか示さなかったのに対し、アルブミンで免疫し負荷を与えたマウスは、処置に対して過剰反応を示しました。測定は、先ほど実演した通りに20ゲージのカテーテルで挿管したマウスを用いて行われましたが、直接喉頭鏡を用いて気管切開したマウスで行った測定結果と区別がつかないものでした。肺への定量的な投与は、より信頼性が高く、均一になります。例えば、この画像に示されているように、直接投与法を用いることで、アレルギー性炎症モデルにおいて抗原を下気道へ正確に投与することが可能です。このビデオを視聴することで、マウスにおいて耳鏡を用いて直接喉頭鏡下挿管を行う方法について十分に理解することができます。

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げっ歯類の呼吸の生理学と気道炎症細胞のサンプリングの繰り返し測定が望ましいですが、一般的には不可能。ここでは、気道過敏性と気道炎症細胞のサンプリングの繰り返し測定を可能に経口挿管マウスの反復可能な方法を説明します。...

気道抵抗測定とマウスにおける気管支肺胞洗浄液のサンプリングのためのリバーシブル、非侵襲的方法

本論文では、マウスが回復することを可能にし、それ以降の回で学んだことが肺機能測定や肺点滴用のマウスを挿管のstriaghforwardかつ効率的な方法を説明します。手続きは、直接気管を照らす安価な光ファイバ光源を必要とする。...

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ヒトにおける肺疾患の状態を模倣するモデルの使用は、特定の疾患の病態および/または病因を研究するため、および治療的介入を開発するために重要である。ここで直接マウス肺への外因性材料を提供することができ、非侵襲的気管内挿管法が提示されている。...

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ポリプロピレン ガイド カテーテルを用いた家兎気管内挿管

この記事の目的は、実験室のマウスの挿管の洗練された方法を説明することです。この方法は非侵襲的であり、したがって、呼吸機能の連続モニタリングおよび/または肺への治療の注入を必要とする研究に理想的である。...

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換気を維持し、低酸素症を回避しながら左肺虚血再灌流(IR)損傷を引き起こすマウス手術モデル。...

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ここでは、非侵襲的中咽頭気管内挿管 を介した 気管内リポ多糖(LPS)送達のプロトコルを提案します。この方法は、動物の外科的処置の外傷を最小限に抑え、LPSを気管、次に肺に正確に送達します。...

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このプロトコルは、マウスを最適に配置し、カメラベースの耳鏡を経経口的に挿入することで、声門の視覚化、組織の外傷を最小限に抑えた迅速な挿管、および肺への一貫した液体の送達を可能にする方法を示しています。...

マウス肺への液体送達の方法論の改善:消費者向け耳鏡を使用した挿管

学ぶマウスの気管内挿管法。オトスコープを用いた直接喉頭鏡検査により、無侵襲かつ反復可能な気管挿管を実現します。慢性実験における呼吸生理学研究や薬物投与に適した信頼性の高い手法です。

マウスの気管内挿管

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