June 12th, 2013
単球由来のマクロファージは自然免疫系の重要な細胞である。ここでは、使用して簡単に説明する in vitroでモデル。勾配遠心分離、負ビーズ単離および特異的な細胞培養条件を使用して、単球由来マクロファージは、表現型および機能的研究のために生成することができる。
次の実験の全体的な目標は、ヒト末梢血から単球を分離し、それらをさまざまなマクロファージ分極タイプに区別することです。これは、最初に密度勾配遠心分離によってヒト末梢血単核細胞を単離することによって達成されます。第2のステップとして、ネガティブビーズ単離を行い、純粋なCD14陽性単球を得る。
次に、単球を特定の条件下で培養して、特異的に分極したマクロファージを誘導します。最終的に、マクロファージ分極マーカーの培養条件に応じた差次的発現は、定量的PCRによって決定できます。この方法は、マクロファージの異なる分極タイプへの分化を解剖するのに役立ちます。
アテローム性動脈硬化症などの炎症性疾患において非常に重要な特徴です。ボランティアから前腕静脈から30ミリリットルの全血を採取した後、血液を2本の非ポリスチレン50ミリリットルの円錐管に均等に分割します。次に、各チューブの血液を10ミリリットルのPBSで希釈します。
次に、各チューブの25ミリリットルの全血とPBSに25ミリリットルのヒストパックを加え、ヒストパックと血液が混ざらないように注意します。その後、チューブを400G、室温で30分間、休憩なく遠心分離します。スピン後、まずプラズマ層を吸引し、次に不透明な界面層を新しい50ミリリットルのチューブに移します。
界面から細胞を20ミリリットルのPBSとCDTAで250Gおよび4°Cで5分間洗浄します。次に、上清を廃棄した後、ペレットを10ミリリットルのPBSとCDTAに懸濁し、10秒間ボルテックスして細胞をよく混合します。次に、200マイクロリットルの細胞懸濁液を300マイクロリットルのPBSとEDTAで希釈し、500マイクロリットルのトライアムブルーで希釈します。
10平方あたり約200〜500個の細胞を達成するために、ヘモサイトメーターは、細胞を120Gで10分間3回スピンダウンすることにより陰性単離を開始する。次に、細胞を洗浄してもう一度カウントした後、10 XPBSの1ミリリットルを追加し、1ミリリットルあたり7個の細胞のうち10の5倍で簡単にセットできる緩衝液で希釈します。次に、単球濃縮カクテルの1ミリリットルあたり50マイクロリットルで、細胞を摂氏4度で10分間インキュベー
トします。インキュベーションボルテックスの最後の1分間、単球濃縮ビーズを30秒間セプトします。次に、ビーズ1ミリリットルあたり50マイクロリットルを細胞に加え、ビーズを細胞懸濁液中でさらに5分間インキュベートします。2回目のインキュベーション後、細胞溶液の量を最大2.5ミリリットルにします。
EEPバッファーを増やすと、溶液は茶色がかった色に見えるようになります。次に、チューブをEEP磁石に室温で2分半入れます。ビーズ結合細胞が付着する機会を得た後、非結合単球を含む緩衝液を新鮮な滅菌チューブに注ぎます。
結合していない細胞をPBSとEDTAで一度洗浄し、細胞をマルチウェルプレートに移し、6つの細胞を培養プレートに1×10回あたり1ミリリットルの培養培地を加えると、溶液は白っぽい色に見えるようになります。最後に、目的の実験条件下で細胞を6日間培養し、マクロファージの分化を誘導します。3 日後にメディアの半分を 6 日後に新しいメディアと交換します。
目的の実験的分析のために細胞を採取します。上記のプロトコルを使用して、6つの単球のうちの約25倍10は、CD14のフローサイトメトリー染色によって決定される100ミリリットルの血液単球純度から日常的に得られ、最初に培養物に添加すると95%より日常的に大きくなります。単球は最初は丸い形をしており、数時間以内に浮かびます。
しかし、彼らは付着し、6日後には目玉焼きや紡錘のような外観になります。MCSF単独の培養、または酸化LDLを添加した培養では、過去24時間、または酸化LDLに曝露されていない細胞の約80%が、ヨウ化プロピジウムによって決定されるように生存可能です。一方、酸化LDLによる染色処理では、6日間の培養後に約70%の細胞生存率が得られます。
MCSFフローでは、サイトメトリー解析により、細胞が白血球マーカーCD 45 roを発現し続ける一方で、単球マーカーCD 14をダウンレギュレーションすることが示されています。細胞培養中にマクロファージの分極を誘導する可能性のある特定の条件に応じて、分極を成功させるためには追加のマーカーが必要です。特定の条件により、マクロファージの分極が誘導される可能性があります。
例えば、M1分極マクロファージはIL 6やTNF αなどの典型的なマーカーを発現し、M 2分極マクロファージはCD 36やCD 2 0 6を発現するため、マクロファージは機能実験でさらに研究することができます。例えば、酸化LDLの取り込みは、蛍光標識LDLを用いて研究することができます。この実験では、細胞を1ミリリットルあたり10マイクログラムのDII標識酸化LDLに4時間曝露し、核をdpiで再染色しました。
このヒストグラムは、MCSF誘導マクロファージによるDII酸化LDL取り込みのフローサイトメトリー測定を示しており、未処理のコントロール細胞を表す灰色の単色のヒストグラムと黒色のオープンヒストグラムが示されています。酸化LDL処理マクロファージを発現後。この技術により、研究者はヒトマクロファージの分化と不均一性を研究することができます。
これにより、動脈硬化症などの炎症性疾患を研究し、新たな疾患メカニズムや新規治療標的を特定することができます。
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この記事では、ヒトの末梢血から単球を単離し、マクロファージに分化させる方法を提示します。このプロセスには密度勾配遠心分離と負のビーズ分離を用いて純粋なCD14陽性単球を得ることが含まれ、その後特定の条件下で培養し、分極研究を行います。
This in vitro model provides a human-relevant system to study macrophage heterogeneity, addressing a key limitation of murine models in immunology and inflammatory disease research. By enabling the isolation and polarization of primary human monocytes, the method supports target validation and mechanistic de-risking in early discovery programs focused on innate immunity. It offers a scalable, reproducible platform for screening immunomodulatory compounds and identifying disease-relevant macrophage phenotypes.
The method fits within the discovery continuum from target identification to lead optimization, particularly for immunomodulatory and anti-inflammatory therapeutic areas.