Name: Gavagingアダルトゼブラフィッシュ (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 9 s
Description: 学ぶアダルトゼブラフィッシュの胃管投与法。口腔・糞便経路で伝播する病原体研究に不可欠な、溶液を正確に投与する4ステップの技術を解説。安全かつ効率的な方法で実験精度を向上させます。

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ロックフェラー大学比較バイオサイエンスセンターでは、このプロジェクトのためのサポートを提供した。我々は技術支援のためのジャのMonnasに感謝。

1。麻酔溶液を調製<ol><li>原液から、または粉末状のいずれかから、システムの水の中にMS-222の150 mg / Lでの解決策を準備します。 </li><li> pHメーターを用いてpHを確認します。 </li><li> pHが7〜7.5の間になるまで、必要に応じて炭酸水素ナトリウム緩衝液。 </li><li>回復時間は通常1分未満ですインチ回復する魚のためのMS-222からフリーシステム水のタンクを準備します。 </li></ol> 2。強制経口装置を製造する<ol><li>口から魚の腸の電球に近似した長さよりも少し多くに明らか22-G注入チューブをカットします。当初、我々は必要な長さの最善の見積りを取得するために使用されている各々の新しいグループに1つの魚を麻酔を示唆している。 </li><li>それが安全であると脱着の危険がなくなるまで½インチ22-Gの針の上にカットの明確な注入チューブを押し込みます。 ½22-C針が使用できない場合は、アプリに長い針をカットroximatelyその長さ。 </li><li>魚が小さい場合完了すると、カテーテル注入チューブは、約1針の先端からセンチ、またはより短いを拡張する必要があります。 </li><li> 1-CC luerlokシリンジに22-G針ハブを取り付けます。 </li></ol> 3。強制経口の準備<ol><li>手術用メスの刃でスポンジに溝を切った。 </li><li> MS-222から空きシステム水中でスポンジを浸す。 </li><li>平らな面の上に湿らせたスポンジを置きます。 </li><li> 22-Gカテーテルチューブと1 ccのシリンジへの強制経口投与に適した5μlの解決策を策定する。 </li></ol> 4。麻酔と強制経口<ol><li>手続き前に少なくとも24時間の高速魚。 </li><li>それは、その立ち直り反射を失い、テールフィンのピンチに反応しませんが、鰓蓋の動きを維持するまで、MS-222溶液中で魚を置きます。これは通常、約2〜3分かかります。 </li><li>麻酔液から魚を取り出し、それを中に配置少しスポンジから突出ヘッド付きスポンジの溝が、スポンジで覆われてエラ。 </li><li>垂直位置にスポンジを動かします。 </li><li> 22-Gカテーテルチューブを使用してゼブラフィッシュの口を開きます。 </li><li>先端が鰓（約1cmまたはチューブの長さ）は、過去になるまでゆっくりとチューブを挿入します。注入管は、強制する必要はありません。抵抗は、チューブが鰓弓や心臓を打つことが可能性を示唆している。 </li><li>抵抗がある場合は、優しく、撤回し再配置して、もう一度試してください。 </li><li>ゆっくり材料を注入します。 </li><li>注入しながら、解決策は鰓や口を経由して終了しないことを確認してください。 </li><li>回収タンクにスポンジと場所から魚を外します。 </li><li>回復は、通常1分未満で発生し、均衡を直立水泳や維持魚によって示されます。 </li><li>積極的にMを追放魚を視覚化することによって示されるように逆流のために魚を監視その口、あるいは全く鰓蓋の動きからaterial。 </li><li>彼らが回復した後に魚は、通常のタンクに戻すことができます。 </li></ol>

<ol><li>Royes, J. -A. B., Chapman, F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRoyes%2C+J-AB+%22Preparing+Your+Own+Fish+Feeds%22">Preparing Your Own Fish Feeds</a>. , Department of Fisheries and Aquatic Sciences, Florida Cooperative Extension Service, Insitute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida. (2009).</li>
<li>Gomez-Gil, B., Cabanillas-Ramos, J., Paez-Brambila, A., Roque, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardization+of+the+bioencapsulation+of+enrofloxacin+and+oxytetracycline+in+Artemia+fransciscana+Kellogg%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Standardization of the bioencapsulation of enrofloxacin and oxytetracycline in Artemia fransciscana Kellogg.</a> Aquaculture. 196, 1-12 (1906).</li>
<li>Langdon, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microparticle+types+for+delivering+nutrients+to+marine+fish+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Microparticle types for delivering nutrients to marine fish larvae.</a> Aquaculture. 227, 259-275 (2003).</li>
<li>Langdon, C., Nordgreen, A., Hawkyard, M., Hamre, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+wax+spray+beads+for+delivery+of+low-molecular+weight%2C+water+soluble+nutrients+and+antibiotics+to+Artemia%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Evaluation of wax spray beads for delivery of low-molecular weight, water soluble nutrients and antibiotics to Artemia.</a> Aquaculture. 284, 151-158 (2008).</li>
<li>Zang, L., Morikane, D., Shimada, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Protocol+for+the+Oral+Administration+of+Test+Chemicals+to+Adult+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">A Novel Protocol for the Oral Administration of Test Chemicals to Adult Zebrafish.</a> Zebrafish. 8, 203-210 (2011).</li>
<li>Goldsmith, J. R., Jobin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Think+Small%3A+Zebrafish+as+a+Model+System+of+Human+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Think Small: Zebrafish as a Model System of Human pathology.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. , (2012).</li>
<li>Tysnes, K. R., Jorgensen, A., Poppe, T., Midtlyng, P. J., Robertson, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+expermients+on+use+of+zebrafish+as+a+laboratory+model+for+Giardia+duodenalis+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Parasitologica%22%5BJournal%5D)">Preliminary expermients on use of zebrafish as a laboratory model for Giardia duodenalis infection.</a> Acta Parasitologica. 57, 1-6 (2012).</li>
<li>Marie, B., Huet, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+toxic+cyanobacterial+bloom+%28Planktothris+agardhii%29+on+fish%3A+Insights+from+histopathological+and+quantitative+proteomic+assessments+following+the+oral+exposure+of+medaka+fish+%28Oryzias+latipes%29%5BTitle%5D)+AND+%22Aquatic+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Effects of a toxic cyanobacterial bloom (Planktothris agardhii) on fish: Insights from histopathological and quantitative proteomic assessments following the oral exposure of medaka fish (Oryzias latipes).</a> Aquatic Toxicology. 114-115, 39-48 (2012).</li>
<li>Canadian Council on Animal Care. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22CCAC+guidelines+on%3A+the+care+and+use+of+fish+in+research%2C+teaching+and+testing%22">CCAC guidelines on: the care and use of fish in research, teaching and testing</a>. , CCAC. Ottawa, Ontario, Canada. (2005).</li>
<li>Harper, C., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHarper%2C+C+%22The+Laboratory+Zebrafish%22">The Laboratory Zebrafish</a>. , CRC Press. Boca Raton, Florida, USA. (2011).</li>
<li>De Tolla, L. J., Srinivas, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+the+Care+and+Use+of+Fish+in+Research%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Guidelines for the Care and Use of Fish in Research.</a> ILAR Journal. 37 (4), (1995).</li>
<li>Topic Popovic, N., Strunjak-Perovic, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tricaine+methane-sulfonate+%28MS-222%29+application+in+fish+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Ichthyology%22%5BJournal%5D)">Tricaine methane-sulfonate (MS-222) application in fish anaesthesia.</a> Journal of Applied Ichthyology. 28, 553-564 (2012).</li>
<li>Field, H. A., Kelley, K. A., Martell, L., Goldstein, A. M., Serluca, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+gastrointestinal+physiology+using+a+novel+intestinal+transit+assay+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterology+%26+Motility%22%5BJournal%5D)">Analysis of gastrointestinal physiology using a novel intestinal transit assay in zebrafish.</a> Neurogastroenterology & Motility. 21, 304-312 (2009).</li>
</ol>

著者は、彼らが競合する経済的利益を持っていないことを宣言します。

意義この手法は改善で大人ゼブラフィッシュをgavagingするための2つの前述の技術上のいくつかの利点を提供する。まず、魚を抑制するためにスポンジを使用すると、2人を必要とする前に説明した手法とは対照的に、一人が、手順を実行することができます。7番目は、カテーテル注入チューブが原因で二次的な外傷を最小限に抑えることができ、IVカテーテルよりも柔軟性があり鈍先端の注射器を使用して同様に穿孔。7,8第三に、明確なチューブを使用することによって、解決策は簡単に魚を入力可視化することができます。そして最後に、強制経口投与装置は、多くの魚を強制摂取する必要がある場合、それが迅速かつ効率的に再利用することを可能に安定である。一般に、胃管栄養法の技術は、消費およびゼブラフィッシュに経口投与化合物の他の方法に見られる濃度のばらつきを低減し、そのようにも電話するために必要な魚の量を減少させることができる実験erform。1-5 重要なステップ<p class="jove_conten...

ゼブラフィッシュに経口化合物を投与するための現在の方法は、塩水エビ2、脂質カプセルダイエット3と混合し、ワックススプレービーズ4へとグルテンベースの食事経由bioencapsulatedゼラチンダイエット1に混入飼料、、上にトップコートした管理の化合物が挙げられる。5制限経口投与したこれらの方法は、個々の魚によって高い浸出率と不完全または予測不可能な化合物の消費量が含まれています。感染症研究で、魚に投与感染量は研究の成功のために重要かもしれない知っているので、これらの変数は、問題がある。また、前作では水浴で投与特定の化合物が研究下にあってもよい腸の効果が発生する前にエラをゼブラフィッシュに有毒な病変を引き起こすことが示されている。6 胃管栄養法は、AKを生成物の正確な量を投与するために他の実験動物種で使用される標準的な方法である医学と薬学研究における研究のためノウン濃度。ごく最近の文献に記載されてgavagingゼブラフィッシュのためのメソッドを持っています。記載の技術は、一つの溶液5μlを提供するために2-20μlのピペットに取り付けられた24-Gカテーテルシースを使用して二人方法である。7方法は、上記の第一及び第二の上の8.7％と39％の死亡率であったそれぞれ裁判;死亡のほとんどは妊娠女性に起因するものであった。第二強制飼養技術はメダカ（ メダカ ）の溶液5μlを管理する鈍い先端が強制経口注射器を使って説明した。死亡で8情報が提供されなかったし、強制経口投与を行うの厳密なプロセスが記載されていません。アニマルケアカナダ評議会と研究所ゼブラフィッシュによると、魚の体重の1％までは、胃管を介して投与することができる。9,10私たちの目標は、COMの正確なボリュームを提供するの再現、安全かつ効率的な方法を開発することでしたポンド経口両性の成体ゼブラフィッシュへと再生のすべての段階である。この手順は、化合物の正確な経口投与が必要とされる任意の研究のために適用可能である。

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>A sponge</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1-cc luer lock syringe</td><td>Becton Dickinson Co</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22-G Micro-Renathane Implantation tubing (cut)</td><td>株式会社ブレインツリーサイエンティフィック</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 22-G針(必要に応じてカット)</td><td>Becton Dickinson Co</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pH</td><td>メーターHannaプローブ</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1メスブレード</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td colspan="4">試薬/材料</td></tr><tr><td>MS-222 (Finquel)</td><td>Argent Laboratories</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

gavagingアダルトゼブラフィッシュ

Gavaging Adult Zebrafish

ゼブラフィッシュは、生物医学研究におけるin vivoモデルにおいて重要になってきている。効果的な方法が開発され、科学研究のため溶液中の化合物または薬剤を送達するために利用されなければならない。成体ゼブラフィッシュに経口化合物を投与するための現在の方法は、魚によって自発的消費の変動に起因する不正確である。強制経口投与手順は生物医学研究における研究のためにゼブラフィッシュに感染性病原体の正確な量を提供するために開発されました。生後6ヶ月以上の大人のゼブラフィッシュは、MS-222のバッファとカット22-G針先端に取り付け柔軟なカテーテル注入チューブを使用して溶液5μlと強制経口投与の150 mg / Lでで麻酔した。チューブの先端が鰓（約1cm）を越えて延長されるまで、可撓性チューブは、ゼブラフィッシュの口腔内に低下した。溶液をゆっくり腸管に注入した。この方法では、魚は無事回復と、時間の88％に有効であった。この一人が1時間で20〜30魚を強制経口投与することができますように手順も効率的です。この方法は、正確に成体ゼブラフィッシュにおける感染症研究、又は他の化合物の研究のための薬剤を投与するために使用することができる。

妊娠女性を含む魚の男女が正常（ 図1）を強制経口投与した。成功した手順は、鰓や口を出見ない液体で1分未満をとります。チューブはカテーテル抜去により見ない血で、力がなくても、簡単に入ります。の手順では、約10分で魚あたり30から45秒の平均は、3か​​ら4の魚を強制給餌する必要、迅速である。 ゼブラフィッシュは、任意のソリューション以上の5μlの強制経口投与すべきではありません。 10μlのソリューションを強制経口投与では、わずか50％の成功率（ 図2）となりました。 10μlに強制経口投与は、妊娠女性でも完全に失敗しました。本研究では、成魚は0.2グラム、それぞれの平均の重量を量った。 CCACの勧告を使用し、これは解決策4μlのがそれぞれの魚に投与することができることを意味します。 5μLの現在の使用は、これらの勧告に一致するであろう。この手法は、約10％であったmortalit翌日死んで発見された妊娠女性に主に起因するyの速度。この死亡率は他の報告された強制飼養技術よりも大幅に低いですが、それは研究の目的のため...

動物モデルとしてゼブラフィッシュの使用の増加は、化合物および溶液の既知量を送達するための効果的な方法の開発が必要である。後述の強制経口投与手順は成人ゼブラフィッシュに安全かつ効率的に、確実に、溶液の正確なボリュームの経口送達を可能にします。

Gavagingアダルトゼブラフィッシュ

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

このビデオの目的は、成ゼブラフィッシュへの経管栄養（ゲージング）の手法を実演することです。私たちは、経口糞便ルートで伝播する病原体を研究するためにこの手法を開発しました。この手法を用いることで、正確な量の溶液を投与することが可能です。成ゼブラフィッシュを用いた研究について。全工程は4つのステップで構成されます。最初のステップは、経口投与装置（ガバージュ装置）の準備です。2つ目は、150 mg/Lの緩衝MS 2 22で魚を麻酔させることです。3つ目のステップは、溶液を魚に経口投与（ガバージュ）することです。そして最後は、魚を回復させ、有害作用がないかモニタリングすることです。ガバージュ装置を作製するには、22ゲージのインプランテーション用チューブを魚に適した長さにカットし、それを22ゲージの針に取り付けてから、1 mLのルアーロックシリンジに固定します。溶液の準備が整ったら、装置内に吸引させます。ゼブラフィッシュに投与する場合、スポンジにメスまたはハサミでスリットを入れておき、魚をスポンジに入れたときにしっかりと固定されるようにします。スポンジは、湿った状態を維持するために、あらかじめシステム水に浸しておきます。また、処置完了後に魚を移すため、麻酔剤を含まないシステム水で満たしたリカバリータンクを用意しておきます。処置の少なくとも24時間前からは、魚を絶食させてください。ネットを使用して、魚をMS 2 22麻酔タンクに移します。尾鰭をつまんでも反応がないことで麻酔状態にあることが確認できたら、魚を麻酔液から取り出し、頭部がわずかに突き出し、鰓が覆われるようにスポンジの上に置きます。スポンジを垂直に立て、22ゲージの植込用チューブを用いてゼブラフィッシュの口を開けます。チューブの先端が心臓の位置を越えるまで、ゆっくりと挿入します。挿入する長さは魚のサイズによって異なります。抵抗がある場合は、ゆっくりと引き抜いて位置を調整し、再度試みてください。ゼブラフィッシュの腸管にチューブを無理に押し込む必要はありません。適切な位置に到達したら、溶液を注入し、チューブを抜きます。スポンジから放して、魚をリカバリータンクに入れます。正しく行われていれば、チューブはゼブラフィッシュの腸管内にスムーズに挿入されるはずです。鰓や口から溶液が流出していないことを確認します。チューブの先端や魚の鰓から血液が見えないことも確認してください。最も多い問題は、口や鰓から液体が流出することであり、これはチューブが魚の体内に十分深く挿入されていないことを示しています。この手法の総合的な成功率は88%です。適切に実施した場合、投与する液量は5 µL以下に抑える必要があります。投与量が多いと、手法の成功率が著しく低下するためです。10 µLの溶液を投与しようとしたところ、総合的な成功率は50%まで低下しました。このビデオでは、成体ゼブラフィッシュへの経口ゾンデ投与（ガバージュ）の方法を実演しました。この手法を用いることで、既知量の溶液をゼブラフィッシュに正確に投与することができます。本手法の従来法に対する利点は、より柔軟な素材を使用しているため、妊娠した雌への経口投与（ガバージュ）をより効果的に行えることです。ご視聴ありがとうございました。皆様の研究の成功をお祈りいたします。

Research

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