Name: 単離された血液灌流ラットの肺の準備にシングル微小血管透過性を定量化する (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-30T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: 学ぶ単離ラット肺の単一微小血管透過性定量化法。蛍光イメージングを用いて血液灌流肺の微小血管ネットワークを可視化し、LPS処理などの条件下で肺血管応答を評価する手法を解説します。

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研究は、KPにNIH HL75503によってサポートされていました。

テネシー大学健康科学センターの施設内動物管理使用委員会によって承認された動物で行われ、すべての実験であった。 灌流はラット肺の準備のための1。チューブ<ol><li> 図1に示すように、圧力変換器（P23XL）を接続します。血液灌流用タイゴンチューブ（＃18）と配管システムを準備し、顕微鏡ステージ上にチューブを置きます。 </li><li> 37℃の水浴温度を設定する</li><li>肺の入口および出口はタイゴンチューブを一時的に接続する。 </li></ol><img alt="図1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51552/51552fig1highres.jpg" width="500" /> 図1。血液灌流チューブ 。回路図は、孤立した肺の準備を通して血液を循環させるために使用される管のセットアップを示しています。また、示されたが、部品を通る配管I関連しているSがルーティングされた。心臓と肺の概略管および肺動脈（PA）、および左心房（LA）、カニューレ（青色破線）との接続部位を示すために含まれている。 ラット摘出肺の2。準備<ol><li>ケタミン（80〜100 mg / kg）を持つとキシラジン（5月10日mg / kg）を持つ、ラット（250〜300グラムのオスのSDラット）を麻酔。麻酔の外科的平面性を確保した後、仰臥位で動物を配置します。 </li><li>気管切開を行い、気管カニューレ（PE-90）を挿入し、外科用縫合糸で固定します。 </li><li>心臓穿刺（21のG翼状針）で心にヘパリン（100〜200 U）を注入、60秒、放血させる血液（〜12〜15ミリリットルの血液）を待つ。 </li><li> 2カニューレ（;長さ4cm、タイゴンチューブ、直径3mm一端にフレア）を準備し、生理食塩水で満たします。 </li><li>開胸を行います。右心室に切開（3ミリメートル）を作成し、肺に向かって切開部にカニューレのフレア端部をスライドさせ動脈。手術用縫合糸で肺動脈にカニューレを固定します。 </li><li> （3ミリメートル）左心室の頂点を切開し、切開部に第二のカニューレのフレア端部をスライドさせます。左心房にカニューレをガイド。臍テープ（2ミリメートル幅）を左心室にカニューレを固定します。 </li><li>任意の結合組織を解剖し、付属のカニューレと一緒に肺と心臓を取り出します。ペトリ皿に、肺や心臓を配置します。横隔膜面が上になるように、肺の位置を変更。 3カニューレは、同じ方向を向くようにします。 </li><li> XY方向に操作することができ、ステージ上の肺の準備を置く。顕微鏡に付属しているいずれかの段階では、チューブや、必要に応じて、構築されたカスタムメイドの段階を保持するように変更することができます。 </li></ol>ラット摘出肺の3。血液灌流<ol><li>同体積のアルブミン（5％）溶液を用いて放血血液を混ぜてリザーバに追加します。蠕動ポンプを起動し、フローRを設定14ミリリットル/分に食べました。血液がチューブを埋めることができます。 </li><li>シャント開いて、一時的な肺の出入口コネクタを外します。それぞれ、肺の入口と出口に、肺動脈と左心房のカニューレを取り付けます。配管内に気泡がないことを確認してください。 </li><li>第3の圧力トランスデューサー（P23XL）に気管カニューレを接続します。気管カニューレを介して30％の酸素で肺を膨張させ5cmのH 2 Oの圧力を維持する</li><li>肺灌流を開始するクランプでシャントを閉じます。 〜10で、肺動脈と左心房の圧力を維持し、3センチメートルH 2 Oであった。 </li></ol> 4。微小血管注入のための肺の準備<ol><li>肺で安全のレベルを超えてカテーテル用延長チューブの後端を持ち上げます。 </li><li>約30センチPE90チューブに長さ40cmのPE10チューブを約30cmを挿入して注入カテーテルを準備します。針（30 G）のATにPE10チューブの露出端を接続注射器（1 CC）に取り付けられ。 </li><li>延長チューブの隆起後端にカテーテルの組み合わせを挿入します。それは抵抗を受けるまで、左心房を通って肺にカテーテルの組み合わせを導く。それは抵抗を受けるまで、肺の中にさらに単独のPE10カテーテルを押してください。カテーテルを挿入しながら、無理な力を適用することは、肺を傷つけることに注意してください。 </li><li>リンゲル液で1ccの注射器を満たし、シリンジポンプに取り付けます。 10μL/分に注入速度を設定します。 </li><li>注入部位は、肺の他の部分に比べて薄いとなります。 </li><li>生理食塩水で肺を湿らし、明らかに注入部位を残すのに十分な大きさの穴をラップで肺をカバーしています。 </li><li> Oリング（オーダーメイド）の下にいくつかのストップコックグリースを綿棒＆Oリングの底にガラスカバースリップ（＃1.5、直径22mm）を配置します。優しく注入部位でのカバーガラスでOリングを配置。標準試験管HOLにOリングを固定しますデア。最近、15を報告したようにカバースリップ/ Oリングの組み合わせは、その下歯槽構造を歪曲していません。 </li><li>位置Oリング、上記蛍光顕微鏡の対物レンズ（20X）および肺表面に焦点を当てる。 </li></ol>微小血管スルー5。イメージング蛍光デキストラントランジット<ol><li> FITCの蛍光を画像化するための顕微鏡を準備します。 </li><li>撮像すべき領域を選択し、画像取得ソフトウェアを用いて1/minuteの速度で画像を取得する。 </li><li>シリンジポンプを使用してFITC-デキストラン20kDの（0.5 mg / ml）での注入を開始する。血管内の蛍光が徐々に増加し、最大値に達する。 60分間注入を続ける。 </li><li>その後、管腔の蛍光を洗い流しリンゲル輸液に切り替える。 10分かけて点滴用を維持する。洗い流し時の限界回転で画像収集を続ける。 </li></ol> 6。画像解析<ol><li>画像取得ファイルを開きます。 </li><li>場所領域画像フレーム内の微小血管の上の関心の。 </li><li>イメージファイルフレームごとに再生すると、すべてのフレームのための関心の各領域での蛍光強度を記録。 </li><li>時間の関数としての関心領域毎の蛍光強度の変化をプロットする。 </li><li>ウォッシュオフの10分後、最大蛍光強度と残留蛍光強度を定量化する。 </li><li>関心のその領域に関連する微小血管の透過性の指標を得るために、関心の各領域での残留蛍光強度を最大の比率を計算します。 </li></ol>

<ol><li>Ware, L. B., Matthay, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">The acute respiratory distress syndrome.</a> N Engl J Med. 342, 1334-1349 (2000).</li>
<li>Matthay, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">The acute respiratory distress syndrome.</a> J Clin Invest. 122, 2731-2740 (2012).</li>
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<li>Ofori-Acquah, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+of+barrier+function+in+the+lung+reflects+diversity+in+endothelial+cell+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Microvasc+Res%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity of barrier function in the lung reflects diversity in endothelial cell junctions.</a> Microvasc Res. 75, 391-402 (2008).</li>
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<li>Qiao, R. L., Bhattacharya, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmental+barrier+properties+of+the+pulmonary+microvascular+bed%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">Segmental barrier properties of the pulmonary microvascular bed.</a> J Appl Physiol. 71, 2152-2159 (1991).</li>
<li>Parthasarathi, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+connexin43+mediates+acid-induced+increases+in+pulmonary+microvascular+permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Endothelial connexin43 mediates acid-induced increases in pulmonary microvascular permeability.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 303, (2012).</li>
<li>Wu, Y., Perlman, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+methods+for+assessing+alveolar+mechanics%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+1985%22%5BJournal%5D)">In situ methods for assessing alveolar mechanics.</a> J Appl Physiol 1985. 112, 519-526 (2012).</li>
<li>Kuebler, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+signaling+mechanism+between+gas+and+blood+compartments+of+the+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">A novel signaling mechanism between gas and blood compartments of the lung.</a> Journal Clin Invest. 105, 905-913 (2000).</li>
</ol>

著者らは、開示することは何もありません。

リアルタイムイメージングと相まって孤立血液潅流肺標本は、単一の肺の微小血管内の透過性の変化を測定するためのシンプルなツールを提供しています。我々は、LPSの注入に応じて透過性の変化を定義するには、この方法を適用した。我々のデータは明らかに、LPS注入は、微小血管透過性の増加を引き起こしたことを示唆している。また、データも、LPSによって誘導された透過性の変化は、細静脈や毛細血管の両方で類似していたことを示している。このように、この技術の主な利点は、単一の微小血管の漏出だけでなく、血管のグローバルネットワークを定義する機能です。この技術は、グローバル透過性の変化をもたらすことを考えると、そのような重量分析のような他の一般的に使用される方法を用いて得られたものと、これらの値を比較することが可能である。従って、本方法はまた、他の研究で報告されたものと微小流体漏れ情報の比較を可能にする。 と比較してより広く血管透過性の変化を決定するための技術を用い、実時間イメージングに基づく方法は、肺組織サンプルのno後処理を必要としない。蛍光団の保持の程度は、蛍光体の注入およびその後のウォッシュオフ中に...

肺における微小血管透過性の増加は、浮腫および肺胞の妥協ガス交換の開発につながり、急性肺損傷（ALI）1-3の主要な特徴である。従って、血管透過性の推定値は、肺損傷および提案された治療的介入の有効性の範囲を定義する上で重要である。このような血中遊離肺のウェット対ドライ比と微小血管ろ過係数として重量分析は、広く浸透性4,5を推定するための方法を使用します。他の方法は、肺組織中の6-8放射性または蛍光プローブの保持を定量することが挙げられる。しかしながら、上記の方法は、透過性データを解明に向けて肺組織サンプルのpostexperiment処理を必要とする。一匹の動物は、単一の治療プロトコルに使用することができるので、大型動物番号は完全な研究のために必要とされ得る。上記の方法の共通の特徴は、彼らが平均血管透過性を決定するということです組織サンプル内の全ての血管。しかし、周知の肺ミクロおよびマクロ血管が表現型的に異なっている9ことが確立されている。このため、透過性の応答は、同様に9,10の様々な血管セグメントの中で異質かもしれません。このように、組織サンプル中のすべての肺血管の平均透過性を定量化することは十分にこの不均一性を反映しない場合があります。 単離された血液灌流肺製剤において、肺表面上の血管が正立顕微鏡4,11,12によって可視化することができる。これは、単一の容器内の応答を特徴づけるため、応答13内の任意の不均一性に対処することができます。また、微小血管の蛍光イメージングを利用して、蛍光ベースのアッセイは、組み込むことができる。また、左心房のマイクロカテーテルは、血管11,14内剤および蛍光プローブを送達するために使用することができる。マイクロカテーテルは、小さな肺領域への配信を制限し、このようにEX注入された薬剤と蛍光団にリージョン内でのみ血管を装った。これは、同じ肺内の複数の小領域は、研究に必要な動物の全体的な減少をもたらす、別々の実験のために使用することができる。 リアルタイムイメージングは​​、孤立した肺の準備の単一微小血管の血管および血管外蛍光の動的な変更の取得を可能にします。したがって、画像フィールド内の各微小血管のために、フルオロフォアおよびウォッシュオフの注入の間蛍光の変化を記録し、オフライン14を定量することができる。最大残留血管の蛍光値を用いて、撮像視野内の各微小血管の透過性指数を決定することができる。炎症性または有害な薬剤に応じて、透過性の変化を決定するために、所望の薬剤を最初に投与することができ、その後の透過性指数を決定した。また、画像フィールドには、注入によって肺の領域内のどこにでも設定することができるマイクロカテーテル、所望の血管網を選択する際の高度な柔軟性を可能にする。このように、リアルタイムで画像化と並行して孤立した血液灌流肺の準備は、単一の肺の微小血管内の透過性を定量化するための魅力的な実験モデルを提供しています。

<table><tbody><tr><td>タイゴンチューブ</td><td>フィッシャーサイエンティフィ</td><td></td>ック<td>#18</td></tr><tr><td>圧力トランスデューサ</td>ー <td>データサイエンスインターナショナル</td><td>P23XL</td><td>必要数量 3</td></tr><tr><td>バタフライニードル</td><td>グライナー バイオワン</td><td>450081</td><td>21 G</td></tr><tr><td>蠕動ポンプ</td><td>コール パーマー</td><td>マスターフレックス L/S</td><td></td></tr><tr><td>PE-90 チューブ</td><td>ベクトン ディキンソン</td><td>427421</td><td>30 cm 必要</td></tr><tr><td>PE-10</td>チューブ <td>ベクトン・ディッキンソン</td><td>427401</td><td>40 cmが必要</td></tr><tr><td>シリンジポンプ</td><td>ブレインツリー・サイエンティフィック</td><td>BS8000</td><td></td></tr><tr><td>Oリング</td><td></td><td></td><td>直径20mmの穴とOリングをホルダーに固定するためのハンドルでカスタムメイド</td></tr><tr><td>直立蛍光顕微鏡</td><td>オリンパスアメリカ</td><td>BX61WI</td><td></td></tr><tr><td>画像取得ソフトウェア</td><td>分子デバイス</td><td>メタモルフ</td><td></td></tr><tr><td>FITC デキストラン 20KD</td><td>シグマ アルドリッチ</td><td></td><td>0.5 mg/ml (試験実験で計算された透過性指数値に基づいて適合性が示された場合、分子サイズの異なるデキストランを選択できます)&nbsp;</td></tr><tr><td>リポ多糖類</td><td>シグマアルドリッチ</td><td></td><td>血清型0111:B4</td></tr></tbody></table>

単離された血液灌流ラットの肺の準備にシングル微小血管透過性を定量化する

Quantifying Single Microvessel Permeability in Isolated Blood-perfused Rat Lung Preparation

単離された血液灌流肺製剤が広く可視化し、単一の微小血管内シグナリングを定義するために使用される。リアルタイムイメージングにより、この調製物を結合することによって、個々の肺微小血管透過性における変化を決定することが可能となる。ここに我々は、ラットの肺を隔離し、自己血でそれらを灌流する手順について説明します。その後、我々は小さな肺領域にマイクロカテーテルを経由してフルオロフォアまたは薬剤を注入するための手順の概要を説明します。記載され、これらの手順を使用して、我々は、細菌のリポ多糖の注入を受けてラット肺微小血管内の透過性の増加を決定した。データは、リポ多糖の両方細静脈や毛細血管の微小血管セグメントにわたって流体の漏れを増加させたことを明らかにした。したがって、この方法は、血管透過性のセグメント間の応答を比較することが可能となり、従って、応答内の任意の不均一性を規定する。肺の透過性を定義するために一般的に使用される方法は、肺組織サンプルの後処理を必要としながら、リアルタイムイメージングの使用は、本方法から明らかなように、この要件を回避する。このように、リアルタイムで画像化と組み合わせた孤立性肺準備が肺微小血管透過性を決定するために、従来の方法に比べていくつかの利点を提供しています、まだ開発し、実装するための簡単​​な方法です。

灌流チューブおよび関連機器に接続された単離された血液灌流肺製剤が図2に示されている。本明細書に記載された手順は、任意のネズミ種を用いることができるが説明のために、我々は、スプラーグドーリーラットを使用した。左心房マイクロカテーテルを通して注入は、肺のわずかな領域に到達する。注入された領域は注入によって誘発される変色（ 図3）によって識別することができます。リアルタイムイメージングのために配置されるよう肺の調製は、図4に示されている。 <img alt="図2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51552/51552fig2highres.jpg" width="600" /> 図2。単離された血液灌流肺製剤 。写真は灌流チューブに接続し、自己血で灌流摘出ラットの肺を示しています。肺の横隔膜面がMIに直面...

孤立した血液灌流肺準備が肺表面上の微小血管ネットワークを可視化することが実現可能になります。ここでは、リアルタイムの蛍光画像を用いて単離された肺における単一微小血管の透過性を定量化するためのアプローチを記載する。

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with ...

この手順の全体的な目的は、蛍光法を用いて、単離したラット肺の単一微小血管における透過性を定量化することです。まず、ラットの肺を単離し、自己血で灌流させます。次に、左心房微小カテーテルを肺の狭い領域に挿入し、フルオラフォー（fluora four）標識デキストリンを注入します。次に、タグ付きデキストリンを注入しながら、肺微小血管の画像を収集します。最後のステップは、ソフトウェアを用いて画像から単一微小血管の透過性を定量化することです。最終的に、LPS処理後などの異なる条件下における肺微小血管の透過度を示すことができます。この手順の実演を行うのは、私の研究室の博士研究員であるKava Kasami博士です。まず、外科的麻酔面にあることが確認された雄ラットに気管切開を行います。PE 90気管カニューレを使用し、縫合糸で固定します。次に、21ゲージのバタフライ針を用いて、心臓に100～200 unitsのヘパリンを注入します。1分間待機した後、採血を行います。血液を回収し、生理食塩水と共に別にしておきます。長さ4cmで片端がフレア状になった3mmのティゴンチューブ製のカニューレ2本に充填します。次に、開胸術を行います。右心室にカニューレを挿入するのに十分な大きさの切開を加え、肺動脈に向かって片方のカニューレのフレア端を滑り込ませます。縫合糸でカニューレを固定します。同様の手法を用いて、もう一方のカニューレを左心室の心尖部から左心房に向かって挿入します。2 mm幅の臍帯テープで固定してください。次に、妨げとなる結合組織を除去し、カニューレと共に肺と心臓を取り出します。肺の横隔膜面を上にし、3本のカニューレをすべて揃えてペトリ皿に移します。解剖した標本を、圧力トランスデューサに接続された18番のTygonチューブ（流入・流出チューブとして機能）を備えた調節可能なステージに移動させます。次に、回収した血液に同量の5% albumin溶液を混ぜ合わせます。この混合液をローディングリザーバーに加えます。ポンプを14 milliliters per minuteで始動させます。チューブ内に気泡がないことを確認してください。準備段階において。肺動脈を肺入口チューブに、左心房カニューレを出口チューブに接続します。チューブ内に気泡がないことを再度確認し、シャントが開いていることも併せて確認してください。気管カニューレを3番目の圧力トランスデューサーに接続します。気管カニューレを介して30%酸素で肺を膨張させます。肺を5 cmH₂Oの圧力に維持します。次にシャントをクランプし、ポンプを14 milliliters per minuteで始動させます。灌流中の肺灌流を開始するには、ポンプを調整して肺圧を約10 centimeters of waterに、左房圧を3 centimeters of waterに維持します。まず、血液注入肺の準備から始めてください。まず、40 cmのPE 10チューブを30 cmのPE 90チューブに挿入して、注入カテーテルを作製します。PE 10チューブのもう一方の端を、1 ccシリンジに取り付けた30ゲージの針に接続します。肺に接続されたチューブの端を準備した試料の上に持っていき、そこに注入カテーテルを装着します。注入カテーテルを左心房へ、そして抵抗を感じるまで肺へと誘導します。過度な力を加えると肺を損傷します。マイクロカテーテルによる肺への損傷はプロトコルの成功率を低下させるため、マイクロカテーテルの適切な挿入が極めて重要です。次に、シリンジにリンゲル液を満たし、ポンプに取り付けます。10 microliters/min の速度で溶液をゆっくりと注入します。注入部位は、肺の他の部分に比べて徐々に蒼白になります。注入部位を除き、肺表面を湿らせた状態に保つため、速やかにプラスチックで包みます。次に肺を視覚化するため、22 mmのカバーガラスにOリングを取り付けて観察窓を作成します。ストップコックグリースを用いて、Oリングを試験管ホルダーに固定します。その後、この窓を注入部位の上に配置します。20倍対物レンズをカバーガラスの上に回し、肺に焦点を合わせてセットアップを完了させます。視覚的な歪みは生じないはずです。次に、任意の溶液を肺に注入します。この例では、生理食塩水の後に、ZI結合デキストリン1 mLをシリンジポンプを用いて60分かけて肺に注入します。イメージングソフトウェアを使用して、1時間の注入期間中、1分に1枚の画像を記録し、その後の洗浄ステップでもさらに10分間記録を継続します。FITCデキストリンの注入後、同じ流量でリンガー液をさらに少なくとも10分間注入し、洗浄を行います。後で取得した画像を解析し、FITC注入中の関心領域における最大蛍光強度をスコアリングします。次に、10分間の洗浄後の残留蛍光の最大蛍光強度をスコア化します。血管透過性の変化は、LI（肺傷害）の広く用いられているモデルである細菌リポ多糖（LPS）処理後のフィッツ・デキストリン注入を用いて調査しました。リンゲル液で処理した微小血管では残留蛍光は低かったものの、LPSで処理した血管では高くなっていました。さらに、リンゲル液の注入と比較して、LPSの注入は透過性指数を有意に低下させ、画像視野内のすべての血管において透過性が全体的に上昇していることが示唆されました。さらに、リンゲル液の注入と比較して、LPS注入は透過性指標の有意な低下を引き起こし、画像視野内のすべての血管において透過性が全体的に増加したことが示唆されました。このビデオを視聴することで、摘出した鳥の肺の準備方法、左尾側マイクロカテーテルの挿入方法、およびマイクロレベルでの透過性の定義について深く理解できるはずです。

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ラットの胸膜表面の肺癌転移における微小循環血流速度を、閉鎖胸部肺生体内顕微鏡法を用いて自動的に測定する方法が提示されています。このモデルは、げっ歯類の肺転移に関する生理学的研究を実施するための広範なツールとして使用される可能性を秘めています。...

ラットの肺転移における微小循環血流速度の自動測定

ex vivoでの肺灌流（EVLP）臓器を評価し、ドナープールを拡張する機能を有効にすることで、より容易に利用できるようになるためにヒトでの肺移植を可能にした。ここでは、ラットのEVLPプログラムと将来の拡張のための再現可能なモデルを可能に改良の開発について説明します。...

孤立の方法<em&gt;エクスビボ</emラットモデルにおける&gt;肺灌流：ラットEVLPプログラムの開発の教訓

修正されたLandis技術は、微小灌流技術を用いた制御および試験条件下で、正常ラットと遺伝子組み換えラットの腸間膜における個々の微小血管の透水係数のペア測定を可能にします。これは、生理学的条件下で微小血管の透過性と経血管交換を調節するメカニズムを評価するための便利な方法を提供します。...

ラット腸間膜に微小血管透過性の調節を調査するために、微小灌流法

本稿では、ラット脳の抵抗血管での血管の機能を評価するためのビデオ顕微鏡検査のプロトコル体外について説明します。原稿もレーザー...

分離抵抗性ラットの動脈のビデオ顕微鏡を用いた血管制御機構の評価

孤立したウサギの肺の準備は肺の調査の金の標準的な用具である。この出版物は、気道反応性、肺保存、肺移植および肺水腫における前臨床研究に関与する生理学的および病理学的メカニズムの研究のために開発された技術を説明することを目的とする。...

ウサギモデルにおける孤立した肺灌流システム

ここでは、イソレクチンB4の単一染色を使用して、マウス全体の肺組織の肺微小血管密度の偏りのない定量を行うためのシンプルで経済的なプロトコルについて説明します。...

小葉全体のマウスにおける肺微小血管密度の定量化

学ぶ単離ラット肺の単一微小血管透過性定量化法。蛍光イメージングを用いて血液灌流肺の微小血管ネットワークを可視化し、LPS処理などの条件下で肺血管応答を評価する手法を解説します。

単離された血液灌流ラットの肺の準備にシングル微小血管透過性を定量化する

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