June 13th, 2014
静的接着アッセイは、Tリンパ球および他の細胞型間の相互作用をモデル化するために使用することができる強力なツールである。プレートリーダーは、シリアル回洗浄し、以下の接着細胞の数を定量するために使用される相互作用は、接着分子でコーティングされたウェルに標識されたT細胞を注入することによって生成される。
この手順の全体的な目標は、細胞接着を定量化することです。これは、まず第2ステップで96ウェルマイクロプレートを接着分子でコーティングすることによって達成されます。初代ヒトT細胞を血液から単離し、CFSEで標識します。
次に、T細胞に治療によって刺激を与え、T細胞の接着性に影響を与えます。最終ステップでは、処理した細胞をマイクロプレートに加え、接着を行います。最終的には、ウェルあたりの蛍光量を測定して、処理条件ごとの接着細胞の割合を決定できます。
この手法の主な利点は、モデルやアンテナへのT細胞の添加のような既存の方法よりも、T細胞とerl細胞の共培養が不要であることです。この方法は、特定の薬剤がリンパ球の接着にどのように影響するかなど、免疫学分野の重要な質問に答えるのに役立ちます。この方法は、ラインフットの生物学に関する洞察を提供しますが、好中球などの他のマイエ細胞にも適用できます。
この方法の視覚的なデモンストレーションは、ステップを習得するのが難しく、精度とスキルを必要とするため、非常に重要です 接着分子を含むマイクロプレートをコードするには、まず96ウェルプレートの24ウェルを50マイクロリットルの洗浄溶液で洗浄し、その後、コーティングされていないコントロールウェルを除く各ウェルを50マイクロリットルのコーティング溶液で摂氏37度で1時間インキュベートします。次に、ピペットの先端がウェルの底に触れないように、コーティング溶液を穏やかに吸引します。次に、さらに50マイクロリットルの洗浄液でウェルを洗浄した後、マイクロプレートをウェルあたり50マイクロリットルの接着溶液でインキュベートします。
再び、摂氏37度で。1時間後、接着液を穏やかに吸引し、50マイクロリットルの洗浄液でウェルをもう一度洗浄します T細胞を分離するには、まず全血の各ミリリットルあたり50マイクロリットルのヒトT細胞濃縮カクテルを十分に混合し、次に処理した血液を室温で20分間インキュベートします。次に、処理した血液6ミリリットルと、1%Dグルコースが豊富な等量のカルシウムおよびマグネシウムを含まないPBSを室温で50ミリリットルの円錐形チューブに加え、溶液を穏やかに混合します。
次に、15ミリリットルのリンパ調製物を新しい50ミリリットルの円錐管に加え、希釈した血液サンプルをリンパ球分離培地に慎重に重ねます。細胞層をGの400倍、摂氏20度で20分間分離し、ブレークオフします。次に、新しいパスターピペットを使用して上層を取り除き、リンパ球層を界面で乱さないようにします。
リンパ球層を新しいペスターピペットで新鮮な円錐管に移します。リンパ球に9ミリリットルのPBSを加え、細胞を穏やかに引き出して懸濁液全体に均一に分布させます。細胞をスピンダウンし、ペレットを培地に再懸濁します。
次に、細胞をT 75培養フラスコに分注します。適切な培養期間後に細胞を刺激するために、20ミリリットルの培養培地を注入します。まず、6つのT細胞に2.4×10の無血清培地を加え、次に37°Cのインキュベーターで細胞を飢餓状態にします。
2時間後、細胞をスピンダウンし、ペレットを再懸濁します。PBS1ミリリットルに、室温で8分間暗所で蛍光マーカーで細胞を標識し、その後、摂氏37度のPBSを10ミリリットル加えて反応を停止します。次に、細胞をスピンダウンした後、ペレットを1.2ミリリットルの予熱接着溶液に再懸濁します。
コーティングされたマイクロプレートを摂氏37度に温め、次に細胞を1.5で8つの150マイクロリットルアリコートに分割します。ミリリットルチューブは、1ミリリットルあたり10ナノグラムのPMAで1本のチューブを刺激し、ポジティブコントロールとして機能します。刺激の制御、未洗浄の負荷制御、ICAM 1コーティングの制御にサービスを提供するために、3つのチューブを未処理のままにし、抗CD3抗体の濃度が異なる4つのチューブを刺激します。
次いで、刺激された細胞混合物のウェルごとに1×10〜5番目の細胞の50マイクロリットルを直ちにマイクロプレート内の適切なウェルに分注し、プレートを摂氏37度で15分間インキュベートする。接着細胞の割合を決定するには、まず、各ウェルを150マイクロリットルの温かい接着溶液で洗浄します。プレートを数秒間静かに振った後、ピペットチップでウェルの底に触れないように、各ウェルから培地を慎重に吸引します。
洗浄を3回繰り返し、吸引ごとにピペットの角度を変えます。次に、プレートリーダーの電源を入れ、タスクメニューの下にあるプレート読み取りソフトウェアを開きます。[新規] をクリックして、新しいプロトコルを設定します。
次に、アクションメニューで読み取りオプションを選択します。「蛍光強度」をクリックし、「OK」をクリックします。励起波長を 485 として、発光波長を 528 として入力します。
次に、光学オプションメニューで下部を選択し、[OK]をクリックします。次に、アクションメニューに戻り、温度を摂氏37度に設定して、[OK]をクリックします。最後にマイクロプレートをロードし、実行をクリックします。
結果をスプレッドシートにエクスポートした後、数式を使用して、これらの画像内のアドヒアランスセルの割合を計算します。初代T細胞を用いた接着アッセイの一例を、種々の濃度の抗CD3抗体で刺激するものを示す。刺激を受けていない細胞は、ネガティブコントロールとして機能します。
PMA処理された細胞は、ポジティブコントロールとして機能します 抗CD3抗体の場合、表にはCFSEの相対蛍光強度が表示されます。標識された初代T細胞を異なる用量の可溶性抗CD抗体3個で刺激し、IAM上にプレーティングし、1つのコーティングウェルをコーティングしました。すべての条件について、トリプリケートウェルの平均強度を計算し、ロードされた全細胞の相対的なパーセンテージに変換できます。
典型的な実験では、接着性PMA処理細胞の割合は40〜50%であるのに対し、非刺激細胞の割合は5〜10%であるが、刺激に使用される抗CD3抗体の濃度が増加するにつれて、付着細胞の割合が増加することに留意されたい。一度マスターすると、このテクニックは適切に実行すれば3時間未満で実行できます。この手順を試行する際には、未洗浄のウェルの蛍光を測定して蛍光入力を決定することを忘れないでください。
データ分析における重要な価値。このビデオを見れば、静的な細胞接着を定量化する方法について十分に理解できるはずです。人間の血液サンプルを扱う作業は非常に危険である可能性があるため、この手順を実行するときは、白衣や手袋を着用するなどの予防措置を常に講じる必要があることを忘れないでください。
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静的接着アッセイは、Tリンパ球と他の細胞タイプ間の相互作用を研究するための方法です。これは、マイクロプレートを接着分子でコーティングし、蛍光測定を用いて接着したT細胞を定量化します。
Quantifying integrin-mediated adhesion in T lymphocytes provides a mechanistic readout for evaluating immunomodulatory compounds that influence immune cell trafficking and synapse formation. This static adhesion assay enables target validation by linking intracellular signaling events to functional adhesive outputs, supporting de-risking of immunomodulator candidates in early discovery. The assay’s adaptability to other integrin-ligand pairs (e.g., VLA-4/fibronectin) extends its utility across inflammatory and autoimmune disease areas.
The assay fits within the discovery continuum from target validation to lead identification, where quantitative adhesion measurements help prioritize immunomodulators based on functional impact on T cell behavior.