Name: 解剖と実装ショウジョウバエ蛹アイディスク (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 48 s
Description: 学ぶショウジョウバエ蛹アイディスクの解剖・免疫染色・実装法。適齢蛹を選び、胸部斜切開で脳と眼盤を分離し、固定・染色後に顕微鏡観察可能な標本を作製する標準手法です。

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私たちは、このプロジェクトを可能にしたハワード・ヒューズ医学研究所のHHMI教授賞に感謝したいと思います。この作業のための施設と教育インフラストラクチャのサポートを提供してくれたカリフォルニア大学ロサンゼルス校のカレッジに感謝します。 この活動は、ミッドウェスタン大学からの資金提供と、チャリティー・フィデリティ・ギフト・ファンドからの寛大な寄付によっても支援されました。 原稿に対するコメントをいただいたJohn VandenBrooksさんと、技術協力をいただいたKrista Pearmanさんに感謝します。

この手順では、2日間の処置である。 1日目（2時間+解剖時間） 1.蛹アイディスク解剖<ol><li>解剖用の蛹を選択します。 注：解剖する蛹の年齢は実験的なニーズによって決定されます。しかし、細胞の形態を検査した場合、これはしばしば、ビデオに示す蛹の年齢である25℃、蛹殻形成（APF）の後42時間で行われる。濡れた絵筆で（0時間APF考えられる）白い蛹を収集し、25℃に維持し、新しいフライ食品バイアル中で（収集時間に基づいて）時系列順に並べ。できるだけ近い蛹間の時間差を維持するために、この同じ時系列順に熟成蛹を解剖。 </li><li>シリコーン解剖板上のリン酸緩衝生理食塩水（PBS、pH7.4で、レシピの材料を参照のこと）の低下に蛹を転送する。 </li><li>鉗子やピアスと蛹のケースの上部を持ち、Lを開く鋭いピンセットで蛹ケースのower部分。新たに形成された穴にケースから蛹を削除します。 </li><li>蛹でハサミで斜めカット、半ば胸部を作る。破片を除去またはPBSの新しいドロップに蛹ヘッドを移す。ピペット送風管を使用してクリーニングし（詳細は材料および図1を参照）、必要に応じて追加のPBSを加える。脱水症状を避けるために確認してください。 </li><li>しっかりとグリップピンセットで蛹頭部キューティクルの最上部。送風管の先端を使用して、穏やかに蛹のケースから、眼のディスクを含む、脳および他の組織を押し出すために蛹のケースに押し込み。キューティクル内の任意の組織をつかん避けるようにしてください。 </li><li> PBSを充填した送風管を使用して、穏やかに明確に分離し、脳および目のディスクを識別するために、ヘッドケースから脂肪体組織および他の破片を吹く。 注：蛹ヘッドケースに付着した脳を維持することは、研究者が彼を使用できるようになります目のディスクや脳に損傷を与えることなく、組織の将来の操作のための「ハンドル」として広告のケース。しかし、ヘッドケースから脳および目のディスクを除去することが一般的であり、これは全体的な手順および結果に有害ではない。それは頻繁に成功蛹ヘッドケース内および彼らが周囲の組織から明確に分離されるように、目からディスクと脳を抽出するために吹いてプッシュする複数の試みを取る。よりクリーンで別々の1は、目のディスクに固定から余分な組織を防ぐことができます周囲の組織からのアイディスクを得ることができます。 </li><li>切開の後、すぐに修正溶液0.5ml（材料を参照）、氷上で3ウェルガラス皿に組織を移す。数分間定着液（それは目のディスクの次のセットを分析するのにかかる時間は、通常）の表面上の組織フロート。 注記 ：これは解剖のこのラウンドで解剖された最初のアイディスクでない場合、completelyは修正液中に前のアイディスクを水没。特殊な染色手順（ 例えば 、活性酸素種、リソソームなど）を実行する場合、これは固定前に行う必要があります。これを行うために、適切な染色プロトコルを継続する前に、氷冷PBS中で解剖目ディスクを格納する。 </li><li>解剖されているすべてのアイディスクの解剖や水没に続いて、30分間室温でロッカーや岩に3ウェルガラス皿を移動します。 </li></ol> 2.免疫染色<ol><li>慎重に修正液を除去し、0.3％トリトンX-100を含むPBSを0.5mlを加える（0.3％PBT、材料を参照）、10分間、ロッカー上で組織を洗浄する。 4回の洗浄（各10分）の合計のために、この手順を3回繰り返します。 注意：ウェルから溶液を注意深く除去は、組織の損傷または損失を防止するために、解剖顕微鏡下で行うことができる。溶液はピペットで慎重に吸引することができる。我々は、ファインtippeを好むdは、開口部は、組織を吸引する可能性を低減するために平坦化されてきた使い捨てトランスファーピペット。 </li><li>第4回の洗浄の最後に、洗浄液を除去し、ウェルに（材料を参照）0.5ミリリットルブロック溶液を追加し、30分間インキュベートする。 注：この時間枠は、あなたのニーズに応じて拡張することができます。 </li><li> 30分間のブロック時間の終了時に、マイクロウェルプレートのウェルに適切な数にする（ブロック溶液中に希釈された）一次抗体溶液の10μlをピペット。 NOTE：マイクロウェルプレートの一つのウェルは蛹ケースに取り付けアイディスクの約4対または添付脳眼ディスクの8孤立対を収容する。 （：500希釈1）および抗カット（1：200希釈）代表的なデータについては、このプロトコルで使用される一次抗体は、抗ホスホチロシンです。 </li><li> 3ウェルガラス皿から一次抗体溶液を充填したマイクロウェルプレートのウェルに解剖した組織を移す。 </li><li>場所湿らせたペーパータオルの上マイクロウェルプレートは、4℃で一晩、空のピペットチップボックス（または他の類似の容器）とストア内（脱水を防ぐため）。 </li></ol> 2日目（4時間+実装時間） <ol start="6"><li> 0.3％PBT（≈0.5ml）で新しい3ウェルガラス皿にマイクロウェルプレートからの組織を移し、ロッカー上で10分間組織を洗う。 4回の洗浄（各10分）の合計のために、このステップを3回以上繰り返します</li><li>最後の洗浄液を取り出し、ウェルにブロック溶液0.5mlを加える。 30分間ブロックする。 注：この時間枠は、あなたのニーズに応じて拡張することができます。 </li><li>ブロック溶液を除去し、ウェルに二次抗体溶液（ブロック溶液中に希釈し、あなたの一次抗体および蛍光波長に適した蛍光標識された抗体から作られる）の0.5ミリリットルを追加し、カバーまたはアルミニウムで光から3ウェルガラス皿を保護箔、室温で少なくとも2時間インキュベート温度。 注：すべてのその後の工程は、同様に、露光から保護されるべきである。このインキュベーションは、一次抗体のインキュベーションと同様のセットアップで、4℃で一晩延長することができるが、抗体の保存が望まれる場合、それはまた、実験用フィルム、またはマイクロウェルプレートで覆われた3ウェルガラス皿中で行うことができる。 </li><li>抗体インキュベーションの終わりに、二次抗体溶液を除去し、ウェルに0.3％PBT 0.5mlを追加し、10分間ロッカー上洗う。 4回の洗浄（各10分）の合計に対して、この手順を繰り返します。 注：（：1,000希釈1）DAPI染色が必要な場合は、最初の洗浄を開始する前に、最初の洗浄のために使用されるPBTの500μlに（資料を参照）、DAPIストック溶液0.5μlを添加する。 </li></ol> 3.取付<ol><li>最後の洗浄の終わりには、brのを除去するための媒体としての70％グリセロールまたはPBSを使用して、スライド上の触角/眼、ディスクをマウントアインスライドの一方の側に、プール内の他の望ましくない組織。 </li><li>慎重に鉗子間の静水圧を用いて組織を動かし、または非常に優しく鉗子先端で、スライドの中心に向かって列内の目のディスクをラインアップ。 </li><li>組織の周りからすべての余分なグリセロールまたはPBSを取り外します（研究室のウィッキング作用を利用してワイプまたは鉗子は、このために働く）。 </li><li>目のディスク列の一辺に沿って封入剤を少量（≈10μl）を置き、目のディスクに封入剤を広がるように組織上カバースリップを置く。 </li><li>スライドが完全に広がる組織/封入を可能にするために1〜2分間放置します。 </li><li>カバースリップのエッジの周りから余分な封入剤を拭き取り、明確なマニキュアでそれを封印。 </li><li>共焦点顕微鏡を用いて眼ディスクの蛍光画像をキャプチャします。 </li></ol>

<ol><li>Ready, D. F., Hanson, T. E., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+Drosophila+retina%2C+a+neurocrystalline+lattice%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Development of the Drosophila retina, a neurocrystalline lattice.</a> Dev Biol. 53 (2), 217-240 (1976).</li>
<li>Wolff, T., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+beginning+of+pattern+formation+in+the+Drosophila+compound+eye%3A+the+morphogenetic+furrow+and+the+second+mitotic+wave%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The beginning of pattern formation in the Drosophila compound eye: the morphogenetic furrow and the second mitotic wave.</a> Development. 113 (3), 841-850 (1991).</li>
<li>Carthew, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pattern+formation+in+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Genet+Dev%22%5BJournal%5D)">Pattern formation in the Drosophila eye.</a> Curr Opin Genet Dev. 17 (4), 309-313 (2007).</li>
<li>Bao, S., Cagan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preferential+adhesion+mediated+by+Hibris+and+Roughest+regulates+morphogenesis+and+patterning+in+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+cell%22%5BJournal%5D)">Preferential adhesion mediated by Hibris and Roughest regulates morphogenesis and patterning in the Drosophila eye.</a> Dev cell. 8 (6), 925-935 (2005).</li>
<li>Grzeschik, N. A., Knust, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IrreC%2Frst-mediated+cell+sorting+during+Drosophila+pupal+eye+development+depends+on+proper+localisation+of+DE-cadherin%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">IrreC/rst-mediated cell sorting during Drosophila pupal eye development depends on proper localisation of DE-cadherin.</a> Development. 132 (9), 2035-2045 (2005).</li>
<li>Sprecher, S. G., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Switch+of+rhodopsin+expression+in+terminally+differentiated+Drosophila+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Switch of rhodopsin expression in terminally differentiated Drosophila sensory neurons.</a> Nature. 454 (7203), 533-537 (2008).</li>
<li>Zuker, C. S., Cowman, A. F., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+structure+of+a+rhodopsin+gene+from+D.+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Isolation and structure of a rhodopsin gene from D. melanogaster.</a> Cell. 40 (4), 851-858 (1985).</li>
<li>Voas, M. G., Rebay, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signal+integration+during+development%3A+insights+from+the+Drosophila+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Dyn%22%5BJournal%5D)">Signal integration during development: insights from the Drosophila eye.</a> Dev Dyn. 229 (1), 162-175 (2004).</li>
<li>Hsiao, H. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+and+immunohistochemistry+of+larval%2C+pupal+and+adult+Drosophila+retinas%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Dissection and immunohistochemistry of larval, pupal and adult Drosophila retinas.</a> J Vis Exp. , 4347(2012).</li>
<li>Call, G. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomewide+clonal+analysis+of+lethal+mutations+in+the+Drosophila+melanogaster+eye%3A+comparison+of+the+X+chromosome+and+autosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Genomewide clonal analysis of lethal mutations in the Drosophila melanogaster eye: comparison of the X chromosome and autosomes.</a> Genetics. 177 (2), 689-697 (2007).</li>
<li>Chen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discovery-based+science+education%3A+functional+genomic+dissection+in+Drosophila+by+undergraduate+researchers%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Discovery-based science education: functional genomic dissection in Drosophila by undergraduate researchers.</a> PLoS Biol. 3 (2), 59(2005).</li>
<li>Wolff, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+techniques+for+pupal+and+larval+Drosophila+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protoc%22%5BJournal%5D)">Dissection techniques for pupal and larval Drosophila eyes.</a> CSH Protoc. 2007, (2007).</li>
<li>Williamson, W. R., Hiesinger, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+developing+and+adult+Drosophila+brains+and+retinae+for+live+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Preparation of developing and adult Drosophila brains and retinae for live imaging.</a> J Vis Exp. 37, 1936(2010).</li>
<li>Xu, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+genetic+mosaics+in+developing+and+adult+Drosophila+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues.</a> Development. 117 (4), 1223-1237 (1993).</li>
<li>Duffy, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GAL4+system+in+Drosophila%3A+a+fly+geneticist%27s+Swiss+army+knife%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist's Swiss army knife.</a> Genesis. 34 (1-2), 1-15 (2002).</li>
</ol>

著者らは開示するものは何もない。

このプロセスはシンプルで簡単に実行できるように見えますが、実際には、このテクニックを習得するには多くの練習が必要です。 私たちは日常的に、生徒は、はるかに扱いやすい 3 齢目の円盤12 を解剖して取り付ける方法を学ぶことから始めます。 この練習は、腕、手、指の適切な解剖位置を開発するのに役立ち、 解剖顕微鏡下での鉗子の操作が安定し、簡単で、経験豊富になります。 本質的に、練習期間は鉗子を指と親指の自然な延長にし、解剖に必要な個別かつ微妙な動きを可能にするという目標を達成する必要があります。 
PBSを使用してマウントする場合は、少量のPBSがマウントプロセスですぐに蒸発するため、常に追加のPBSを用意してください。 もう 1 つの一般的な問題は、Fix ソリューションでアイ ディスクが折りたたまれ、アイ ディスクがその方向に固定されることです。 これは、アイディスクをフィックス溶液に完全に沈める前に、アイディスクをフィックス溶液の表面にしばらく(通常は次のアイディスク解剖の長さ)浮かべることで回避できます。
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キイロショウジョウバエ ：発達と細胞生物学の分野が大幅にモデル生物の影響を受けてきた。このモデルの中では、目のディスクの研究はシグナル伝達、細胞生物学やその他の分野に関する知識を大いに貢献してきました。後半に第三の幼虫齢目のディスクが広く研究し、それが発達期間の一連のスナップショットを与えるように、利用するための強力なモデルであるされている、独自のシグナリング分子、およびプロセスとのそれぞれが、形態形成溝は、目のディスクを横切って進むにつれて8。しかし、更なる発展の蛹の段階に発達過程の理解を拡大する必要性がある。蛹のアイディスク3-7の研究がなされてきた一方で、私たちの知識は3齢目のディスクに行われている仕事の幅広さに近づかない。これは、蛹のアイディスク解剖で大きな困難に一部起因している。したがって、プレゼンテーション解剖の適切な方法が大幅にこの分野の研究を展開することができます。 簡単に、特に中旬蛹期間を中心に、解剖された蛹のアイディスク開発中の段階がありますが、他の期間は、はるかに困難な解剖べきである。このプロトコルは、普遍的にすべての蛹の発育時間枠のために使用することができる蛹目ディスクを切開するための1つの方法を表している。このプロトコルは、midpupal時点から目ディスクを分析するための簡単かつ迅速に方法を示す別のプロトコル9の代替として使用することができる。このプロトコルは、もともと撮影さと機能ゲノミクス（URCFG）蛹眼の解剖の手法で10,11でUCLAの学部研究コンソーシアムで高度な学部学生を訓練するために開発されました。多くの学部学生がこのような厳しいテクニックを学ぶためにこのビデオと方法を利用することができました。

<table><tbody><tr><td>リン酸緩衝生理食塩水(PBS、pH 7.4)</td><td></td><td></td><td>80 g NaCl、2g&nbsp;KCl、14.4 g Na2HPO4、2.4 g KH2PO4、ボリュームを1 &#956にします。l、pHを7.4に調整し、オートクレーブまたはフィルター滅菌し、オートクレーブ滅菌したddH2OでPBSに希釈してから使用してください。</td></tr><tr><td>トリトン X-100</td><td>プロメガ</td><td>H5142</td><td>注意:刺激性!手袋を着用してください。</td></tr><tr><td>0.3% PBT</td><td></td><td></td><td>1.5 ml の Triton X-100、500 ml 1X PBS。</td></tr><tr><td>37%ホルムアルデヒド溶液</td><td>フィッシャーサイエンティフィック</td><td>F75P1GAL</td><td>注意:有毒で、おそらくヒトの発がん性物質!手袋を着用してください。&nbsp;</td></tr><tr><td>解決策</td><td></td><td></td><td>を修正(&asymp;PBS中の4%ホルムアルデヒド) 50 &mu;l 37% ホルムアルデヒド、450 &mu;l 1x PBS、使用前に新鮮に作る</td></tr><tr><td>正常なヤギ血清</td><td>ロックランド抗体&アッセイ</td><td>B304</td><td>アリコート 1mlの容量で-80 &#176で保存します。C</td></tr><tr><td>ブロック溶液</td><td></td><td></td><td>PBT中の10%NGS。これは4°で作成および保管できます。Cは使用前に数日間。</td></tr><tr><td>DAPIストックソリューション</td><td>Life Technologies</td><td>D3571</td><td>核の染色に用。ddH2Oを含む1 mg/ml溶液を調製します。</td></tr><tr><td>VectaShield Mounting Medium</td><td>Vector Labs</td><td>H-1000</td><td>Mounting</td></tr><tr><td>medium Glycerol</td><td>Sigma</td><td>G5516</td><td>マウント用。ddH2Oで70%希釈液を調製します。</td></tr><tr><td>装置</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>:章動</td><td>ミキサーVWR</td><td>82007-202</td><td>3ウェルガラス皿で組織を揺るがすために使用されます</td></tr><tr><td>シルガード182シリコーンエラストマーキット</td><td>クレイデン</td><td>NC9897184</td><td>シリコーン解剖皿を作るために使用されます</td></tr><tr><td>シリコーン解剖皿 シリコーン解剖皿</td><td></td><td></td><td>を作るために使用シルガードエラストマーキット(上)を指示に従って穏やかに混合します(気泡を避けるため)。混合物をペトリ皿(任意のサイズ)に注ぎます。シルガードが37°Cで一晩硬化するのを許します。Cインキュベーター。</td></tr><tr><td>3ウェルガラス皿</td><td>コーニング</td><td>7220-85</td>これらの<td>3ウェルの品種はもう利用できません、これは9ウェル製品です。</td></tr><tr><td>72ウェルマイクロウェルミニトレイ</td><td>Nunc</td><td>438733</td><td></td></tr><tr><td>シャープ鉗子(デュモン#55)</td><td>ファインサイエンスツール</td><td>11255-20</td><td></td></tr><tr><td>バンナス型マイクロハサミ、ストレート、5mmブレード</td><td>テッドペラ</td><td>1346</td><td></td></tr><tr><td>100mmホウケイ酸ガラス毛細血管</td><td>ワールドプレシジョンインスツルメンツ</td><td>1B100-4</td><td>ニードルプーラーで引っ張って、PBSの小さな流れが流れることを可能にする細かいポイントチップを作ります。</td></tr><tr><td>使い捨てトランスファーピペット、ファインチップ</td><td>Samco Scientific</td><td>231</td><td></td></tr><tr><td>チューブの寸法は、内径 (ID) x 外径 (OD) x 壁の厚さ (インチ</td><td></td><td></td><td></td>)</tr><tr><td>PVC チューブ (1/8 x 3/16 x 1/32)</td><td>Nalgene</td><td>8000-0010</td><td>図 2 に示すように、プルドニードルでブロワーチューブを組み立てます。</td></tr><tr><td>タイゴンシリコーンチューブ(3/32 x 5/32 x 1/32)</td><td>サンゴバンパフォーマンスプラスチック</td><td>ABW00004</td><td></td></tr><tr><td>タイゴンシリコーンチューブ(1/32 x 3/32 x 1/32)</td><td>サンゴバンパフォーマンスプラスチック</td><td>スABW00001</td><td></td></tr></tbody></table>

解剖と実装<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;蛹アイディスク

Dissection and Mounting of Drosophila Pupal Eye Discs

Drosophila melanogaster eye discは、多くの異なる生物学的プロセスを研究するために使用できる強力なシステムです。 これには、ommatidia1と呼ばれる約800の個別の眼球ユニットが含まれています。 各オマチジウムには、第3幼虫のインスター2の形態形成溝の通過後に未分化細胞から発生する8つのニューロン光受容体が含まれています。 光受容体の逐次分化に続いて、錐体細胞や色素細胞などの非神経細胞が発達し、機械感覚剛毛細胞3も発生します。 すべてのオマチディアル細胞タイプの構造化された配置、未分化細胞タイプのプログラム細胞死、およびロドプシン発現を含む最終的な分化プロセスは、蛹フェーズ4〜7を通じて発生します。この技術は、蛹性眼板の操作に焦点を当てており、一般的に解剖される第3のインスター眼椎間板よりも本質的に実行が難しい蛹期の眼板を解剖する方法についての洞察と指導を提供します。 この技術は、さまざまなタンパク質やその他の細胞成分の可視化を可能にするための免疫染色の詳細も提供します。

このプロトコルの使用例として、異なる抗体で免疫染色midpupalを示す結果（42時間APF 25°Cで）眼のディスクはホスホチロシン残基に対する抗体を使用することにより、図2に示されている、細胞の膜とすることができる観測された（ 図2A）。これはmidpupal段階の前に発生する最後のパターニングプロセス以下蛹眼の個眼細胞の規則的な配列を同定するために用いることができる。別の代表的な画像は、錐体細胞の核がカット転写因子（ 図2B）に対する抗体を用いて同定されることができ示す。 <img alt="図1" fo:content-width="4.5in" src="/files/ftp_upload/52315/52315fig1highres.jpg" width="450" /> 図1：解剖手順で使用送風管のアセンブリー·ダイアグラム番目の詳細については、材料のセクションを参照してください送...

この技術の目標は、研究者があらゆる年齢のショウジョウバエの眼板の解剖、免疫染色、および装着を行うことを可能にすることです。

The Drosophila melanogaster eye disc is a powerful system that can be used to study many different biological processes.  It contains approximately 800 ...

drosophila melanogasterの蛹の眼盤の解剖およびマウントの手順について説明します。適切な段階の蛹を選択してください。まず、蛹のケースを突き刺し、ケースから蛹を取り出すことで解剖を開始します。蛹の胸部中央を斜めに切開します。蛹を切開した後、脳とiisを分離し、iisをマウントする前に処理を行います。顕微鏡観察を開始するために、解剖工程に適した日齢の蛹を選択します。蛹を解剖皿上のPBSの大きな液滴の中に置きます。口鉤（こうこう）を下向きに配置するのが最適です。こちらが、口鉤を下向きにした状態です。ピンセットで蛹をそっと掴みます。先の鋭いピンセットで蛹ケース内部の発育中の蛹を強く挟みすぎないよう注意してください。蛹ケースに穴を開け、4つのステップを広げて端を切り離します。穴の中に手を入れ、形成されたばかりの蛹を取り出します。次に、ハサミを用いて、胸部の中央付近で蛹を斜めに切断します。次に、デブリを除去するか、PUを新しいPBS液へ移すのが最適です。洗浄はピペットブロワーチューブを使用して行い、脱水を避けるよう注意しながら、必要に応じてPBSを追加してください。次に、ピンセットで瞳孔頭のクチクラ上部をしっかりと把持します。ブロワーチューブの先端で、クチクラ内の組織を掴まないように注意してください。瞳孔ケース（pupil case）をそっと押し、脳と眼ディスク（eye disc）をケース外に押し出します。この操作を補助するために、ブロワーチューブでPBSを用いて、ここで見られるようにデブリを頭部ケースからそっと吹き飛ばし、脳と眼ディスクを明確に分離・特定できるようにします。脳と眼ディスクが周囲の組織から分離され、容易に特定できるまで、必要に応じて押し出しと吹き飛ばしの操作を繰り返します。ここで眼ディスクが確認でき、この蛹はすでに色素沈着が始まっており、眼ディスクにわずかな色が付いています。視神経乳頭は赤色で囲まれ、脳はその間にハイライトされています。より高い倍率では、個々の視神経乳頭を容易に識別できます。ここでも、視神経乳頭は赤色で囲まれ、脳はその間に位置しています。ピンセットとブローチューブを最適に使用して、脳とイメージングディスク（I.Discs）の洗浄および残りの組織からの分離を続けます。その際、後の操作でピンセットで保持するためのハンドルとして利用できるよう、眼ディスクと脳は頭部クチクラに付着したままの状態を維持してください。ブローイングや押し出す操作の過程で、脳と眼ディスクが頭部クチクラから脱落することはよくあります。Iディスクと脳を慎重に単離した後、組織を固定液に静かに移します。最初は、I discが潰れたり閉じた状態で固定されたりしないよう、固定液の表面に浮かべておきます。最適な方法は、I discを解剖して固定液に浮かせておくことで

dissection-and-mounting-of-drosophila-pupal-eye-discs

Research

JoVE Journal

Biology

生物学

このプロトコルは、3齢段階でのショウジョウバエの幼虫から成虫のディスクを切り離すために使用される解剖手法を示しています。言って後に組織を固定し、翼、足、そして目のディスクを削除するメソッドは、直接、その後の可視化のための顕微鏡スライド上に示されている。...

3齢幼虫ショウジョウバエの幼虫から成虫ディスクの解剖

我々は、特異的に発現される新規の赤色蛍光タンパク質（RFP）レポーターの説明...

のアイ成虫原基の可視化を支援するために新しいRFPレポーターショウジョウバエ</em

成人を準備するために標準的なアプローチ...

大人の準備ショウジョウバエ</emシンセクショニングおよび顕微鏡分析のための>アイズ

ショウジョウバエの想像上の椎間板を染色するとき、椎間板が露出しているが体に付着したままの状態で大まかな解剖が行われることがよくあります。染色されたディスクは、目的のディスクを分離してマウントします。このプロトコル例は、翼の想像上の椎間板の解剖と取り付けの手順を示しています。...

ショウジョウバエ幼虫の想像上板解剖:発達中の上皮を観察する方法

このビデオでは、ショウジョウバエの蛹から眼と脳の複合体を解剖し、分離する方法を説明しています。この注目のプロトコールは、例えば免疫染色や他の遺伝子発現実験と適合性のある高品質の組織を作製する手順を示しています。...

ハエの蛹からの眼脳複合体の解剖:網膜組織を分離する方法

ショウジョウバエの成体構造は、虚数円盤と呼ばれる袋のような構造に由来します。これらのディスクの解析により、組織決定、コンパートメント境界の確立、細胞増殖、細胞運命の仕様、平面細胞の極性など、多くの発生過程に関する洞察が得られます。このプロトコールは、光/蛍光顕微鏡用の架空ディスクを調製するために使用されます。...

解剖や成虫の免疫染色からキイロショウジョウバエ

このプロトコルは、生きたショウジョウバエの蛹の眼神経上皮をイメージングするための効率的な方法を提供します。この方法は、組織の動きと不均一なトポロジーを補正し、複数のGFPタグ付き接合タンパク質を使用して細胞境界の視覚化を強化し、簡単に組み立てられるイメージングリグを使用します。...

のライブイメージングショウジョウバエ蛹アイ

このプロトコルは、 ショウジョウバエの眼/触角成虫（EAD）に蛍光マークされ、遺伝的に定義されたクローンの腫瘍を生成する方法を示します。なお、第3齢幼虫とどのように遺伝子発現の変化と腫瘍侵襲性を可視化し、定量化するためにそれらを処理するからEADと脳を分析する方法について説明します。...

ザ<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;成虫盤腫瘍モデル：遺伝的モザイクを用いた遺伝子発現と腫瘍侵襲性の可視化と定量化

このプロトコルは、長期のex vivo培養およびショウジョウバエ成虫ディスクのライブイメージングのための詳細な方法を記載しています。それは目のディスクのライブイメージングの10時間の期間内に光受容体の分化と個眼回転を示します。プロトコルは簡単で、高価なセットアップを必要としません。...

長期のライブイメージング<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;アイディスク

免疫組織化学、西部の分析、および RNA 抽出のための組織の処理のためのプロトコル、ショウジョウバエ蛹網膜を解剖するための手術方法を提案する.

免疫組織化学、西部の分析、および RNA の隔離のためのショウジョウバエ蛹網膜の解剖

本記事では、試薬を節約し、少数の想像椎間板を取り扱いやすくする効率的な幻想椎間板解剖および抗体染色プロトコルについて説明します。...

ショウジョウバエ・メラノガスターからの眼触角および翼の想像円板の小規模解剖および抗体染色

学ぶショウジョウバエ蛹アイディスクの解剖・免疫染色・実装法。適齢蛹を選び、胸部斜切開で脳と眼盤を分離し、固定・染色後に顕微鏡観察可能な標本を作製する標準手法です。

解剖と実装

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