Name: マウス肺癌研究における有用な点滴や固定方法 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: 学ぶマウス肺への点滴法と固定法。気管挿管による薬液投与、死後固定、肺容積測定のプロトコルを解説。肺癌やその他の肺疾患モデル研究に有用で、実験の再現性と定量的形態解析を支援します。

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以下のプロトコルは、20〜35グラムのマウスではうまく機能システムが記載されています。この方法は、容易に、単に、カテーテルのサイズを変更することによって、より大きな又はより小さなマウスに適応することができました。全ての動物プロトコルは、ジョンズホプキンス大学動物実験委員会によって承認されました。 1.肺点滴注入<ol><li>挿管に使用する商業1インチ長い20グラム静脈カニューレを選択します。 </li><li>手動で、図1に示すように、それは先端のわずかな曲率を生成するために、曲げカテーテル先端を変更します。 </li><li>ケタミンの混合物（100mg / kg）およびキシラジン（15 mgの/ kg）でマウスを麻酔IPを注入し、反射運動の欠如によって麻酔を確認します。すぐに麻酔した後、目に獣医軟膏を適用します。麻酔が目に獣医軟膏を適用し、手術後や点滴鎮痛のためにカルプロフェン（5-10ミリグラム/キログラムSQ）を得た直後。 </li><li>畝を配置傾斜プラットフォーム上でSE仰向け。 図2に示すように 、縫合糸ループを有する大規模オフィスバインダーは完璧に作品をテープで固定しました。 </li><li>首とクリーンの腹の部分を剃るし、70％アルコールで首エリアを消毒。新しいlatex-とpowder-無料の手袋を使用すると、70％アルコールで消毒手術器具を使用しています。 </li><li>鋭いハサミを使用すると、約12ミリメートル下顎切歯の下に首に小さな外科的切開を行います。 </li><li>気管の腹側の壁を見ることができるまで、ピンセットで軽く首尾側で皮膚を引っ張ります。 </li><li>そっと舌を撤回し、マウスの腹面に向かって傾斜して曲がった先端でカニューレを挿入します。 1.4のように、首の皮膚を軽く引いて、気管にカニューレを挿入します。 注：少し練習すると、カテーテルが気管を下に移動する表示されます。それが食道に入る場合には、カテーテルの動きの視覚的な目撃情報はありません。いいえ切開ん気管内に作られています。 </li><li>カテーテルを首の気管に見られると、約5mm、確実に声帯を通過したが、まだ十分に気管分岐部の上にすることを進みました。 </li><li>ゲルローディングピペットチップでカテーテルを介して注入することにより、液体の50μlにまで浸透させるための準備。ルアーハブでチップを置きますが、マウスの呼吸で先端同期内の流体の動きを観察するために慎重に見て注入する前に。その後、点滴を注入。 </li><li> 1mlシリンジを使用すると、すぐに肺の中の液体の深いを分散を助けるためにカテーテルを介して肺に空気の0.6ミリリットルの比較的急速なインフレを行います。カニューレを削除します。 </li><li>カニューレを削除します。 </li><li> VetBondための添付文書の指示通りに小さな手術創を閉鎖するためにシアノアクリレート接着剤の少量を使用してください。個々のケージにマウスを置き、彼らが目を覚ますまで、視覚的に監視し、discomfの兆候なしで正常に動作ORT。 </li></ol> 2.肺固定注：すべての実験手順は、マウスで行われると、肺がホルムアルデヒド（または任意の他の所望の固定剤）で固定することにより組織学的処理のために準備することができます。 <ol><li> IACUC許容可能な手順でマウスを生け贄に捧げます。ビデオに示されている代表的なマウスの場合、麻酔したマウスの頚椎脱臼が使用されます。 </li><li>外科、気管の腹側を露出させ、小さなカットを作る、と気管に18 Gスタブ針の先端を挿入し、スレッドとそれを結びつけることによって（まだ行っていない場合）気管切開を行います。 </li><li>慎重に、正中切開で胸郭を開き、ダイヤフラムを切り取って、肺を露出するために胸部側面の壁を取り除きます。 </li><li>ホルムアルデヒドを含むリングスタンド上の容器に針のルアー端を接続します。 図3を参照してください 。 </li><li> 25センチメートルMOUのレベルを超えてホルムアルデヒドの上面を設定SE。 図3を参照してください 。次は、コックの終わりから流体を実行して、固定チューブ内に空気が存在しないことを確認してください。貯留管に気管カニューレのルアー端を接続します。ホルムアルデヒドで肺を膨らませるコックを開きます。少なくとも20分間、圧力下肺を残します。 </li><li>ホルムアルデヒドで肺を膨らませるコックを開きます。少なくとも20分間、圧力下肺を残します。 </li><li>次に、スタブ針の端部を越えて気管を縛ります。それはuncannulated気管の多くを露出するために、針の上にゆっくりと引き戻すのに役立つことがあります。安全に接続すると、ストップコックを削除します。 </li><li>慎重に肺を解剖します。 </li><li>一晩ホルムアルデヒドで肺を置きます。長い時間が微細であり、シミや手順が特定の時間を指定することができます。また、z軸を修正などの他の液体の固定剤は、点滴注入、浸漬のために使用することができます。 </li><li>さらに組織学的処理の前に、測定次に説明するように固定された肺容量。 </li></ol>固定肺容量の3測定<ol><li> 図4に示すように、アルキメデスの原理を用いて、肺容量を測定します。ホルムアルデヒドから固定肺を外し、心臓や他の非肺組織を分析。 </li><li>完全に水の下で肺を維持するために使用される以前に構築シンプルな自家製のワイヤ支持デバイスを使用してください。 注：このデバイスが使用されている方のバランスと両立させることが必要です。 図5に示される典型的な装置は、プラスチックピペットと薄い（20 G）のワイヤから形成されています。このシステムは、ビデオで使用さバランスでうまく動作しますが、簡単にほとんどの研究室残高に適合させることができます。 </li><li>水の代わりに、サポートするケージとのバランスと風袋の水の≈200mlのビーカーを置きます。 図6を参照してください金属ケージを取り外します。水面に肺を置き、下に押して、水ケージと。 </li><li>バランスの重量を記録します。この数は、置換された水の量を反映しているため、肺容量の直接の尺度です。肺または縫合糸またはワイヤケージのいずれかの部分が側面やビーカーの底に接触しないことを確認してくださいするように注意してください。 </li><li>精度については、この測定を繰り返します。水から肺を取り出し、組織の乾燥。再び所定の位置にケージを入れたビーカーを風袋引きし、肺容量測定を繰り返します。 2つのボリュームの測定値は、その後、平均化されるべきです。 注：肺がより約一週間のためにホルマリン中に残っている場合は、肺の中の空気が液体に溶解されます。この場合、肺は沈むので、水没肺を維持するために、図5のような任意のデバイスを使用する必要がなくなります。このような場合、ボリュームが、図4に示されるように、それが完全に浸漬されるまで、縫合糸のいずれかの文字列によって肺を保持することによって簡単にすることによって測定することができます。 </li></ol>

<ol><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li>
<li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animals%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).</li>
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<li>Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+measurement+of+lung+volumes+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">In vivo measurement of lung volumes in mice.</a> Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).</li>
</ol>

ここで説明する手順は、いくつかの利点を有します。まず必要な機器は、簡単で安価です。第二に、挿管はすぐにいくつかのエラーで行うことができます。第三に、固定された肺容量を一定の圧力で肺を固定した後、測定する能力は、肺10内の構造や細胞の適切な定量化を可能にします。 挿管に対する1つの可能な欠点は、簡単な手術です。これは、2 番目の点滴が必要な場合は、手順を繰り返す能力を制限することができます。しかし、私たちが日常的に一週間か二週間後に第二の点滴を行うことができた接着剤の慎重な手術や用途に。連続繰り返し点眼が必要な場合または反復肺機能検査が必要な場合、別の挿管アプローチがより望ましい13,14かもしれません。 点滴をしているでは、言及されるべきであるいくつかの実用上の問題があります。それは重要なtとしますO口の初期開口部に舌の動きにできるだけ優しくします。鉗子を使用する場合、それは舌を傷つけることは容易であるので、ヒントは、ゴム管で覆われるべきであり、これはマウスの死...

多くの理由により、肺癌は、マウスにおいて広く研究されていません。その理由の一つは、肺へのアクセスは、インビボで非常に困難であり、固定肺の定量分析は、一般的に行われないということです。このホワイトペーパーで説明する方法は、この状況を改善するように設計されています。目標は、本明細書に大きく肺癌または他の病理との設定、マウスの肺の分析を補助する単純な方法を記載することです。これらのアプローチのいずれも、全く新しいませんが、彼らはここで説明するように簡略化して、スタンドアロンの方法として一緒に提示されていません。 主に縦方向の研究における個々のマウスで繰り返し肺機能や気管支肺胞洗浄を行うことを目的に、マウスの肺の挿管のための方法を記載している原稿の数がありました。そのオリジナルの論文以来、覚書に異なるアプローチが記載されている他のいくつかの論文がありましたE挿管1 -9。これらの方法の全てが正常に使用することができるが、それらは通常、かなりの訓練を必要とし、重要な故障率なしに、多くの場合ではありません。加えて、肺機能測定を行うために、カニューレには、空気漏れがないようにしっかりと十分な気管にフィットする必要があります。しかし、挿管のための別の実用化は、肺に直接特定の薬剤（癌細胞または他の傷害）、または治療薬を送達することです。このような手順は、タイトなフィッティングカニューレも任意の洗練された肺機能の機器を必要としません。ここに示されているこの方法の新規な特徴は、食道に入るカニューレのいずれかの可能性なしに挿管を可能にする簡単な外科的処置を必要とします。この単純なアプローチは比較的少ないトレーニングや経験を持つ成功した挿管を可能にします。以下のような多くの30匹のマウス/時間がゼロに近づく故障率と、この方法を用いて治療することができます。 Tたら彼のマウスは、負傷または癌性肺が、その後組織学的および病理学的分析のために取り外すことができ、犠牲にする準備ができています。しかし、適切に他の肺との比較のために任意の組織学的変数を定量化するためには、固定手順を標準化し、適切に固定された肺容積10を定量化することが不可欠です。本稿では詳細に標準化された固定手順と同様に固定肺容量を測定する方法を可能にする簡単な手順について説明します。そのようなボリューム決意することなく、唯一の相対密度が10を測定することができるので、体積は、組織学の定量化に不可欠な測定基準です。肺気量がわかれば、しかしながら、肺の細胞、および他の構造の測定値の絶対的な測定値は、その後、定量することができます。

<table><tbody><tr><td>ラボラトリーバランス</td><td>オーハウス</td><td>アドベンチャー プロ モデル AV 313&nbsp;</td><td>他の天びんは、1〜300 gの範囲がある場合に使用できます</td></tr><tr><td>20 g ルアー静脈カテーテル</td><td>インシルテ</td><td></td><td>他にもいくつかの可能なベンダー、e.g.、Jelco Optiva</td></tr><tr><td>500 ml ラボボトル</td><td>その他</td><td></td><td>いくつかの可能なベンダー</td></tr></tbody></table>

マウス肺癌研究における有用な点滴や固定方法

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

負傷またはマウスを殺すことなく、直接肺に生き薬、細胞、または化学物質を植え付けるする能力は、肺癌研究における重要なツールです。肺機能の測定のためにマウスを挿管する方法を示す公開されている多数の方法がありますが、どれもマウスの大規模コホートにおける急速な気管点滴注入のための潜在的な問題もなくはありません。本研究では、簡単かつ迅速な方法は、効率的な方法でそのような点滴注入を実施する研究者を可能にすることが記載されています。この方法は、特殊な工具や照明を必要とせず、非常に少し練習して学ぶことができます。これは、マウスを麻酔気管を可視化するために、首に小さな切開し、その後、直接静脈カテーテルを挿入することを含みます。小さな切開を迅速に組織接着剤で閉じ、マウスを回復させます。熟練した学生や技術者が2分/マウスの平均速度で点滴を行うことができます。 Tたら癌が確立されている彼、肺の定量的な組織学的分析の必要性がしばしばあります。伝統的に病理学者は、通常、固定時に肺膨張を標準化するために気にしない、との分析は、多くの場合、非常に主観的スコアリングシステムに基づいています。これはいつか肺腫瘍の大きさの粗推定値のために十分に適切であり得るが、肺の構造または細胞の任意の適切な立体定量化は、再現固定手順とそれに続く肺容量の測定を必要とします。ここでは、両方が圧力下で肺を固定して、正確に固定された肺容量を測定するための簡単​​な信頼性のある手順について説明します。唯一の要件は、1 MG-300グラムの範囲に亘って正確である実験室のバランスです。ので、ここで提示された手順が大幅にマウスで肺癌を作成、治療、および分析する能力を向上させることができます。

手順は、それ自体で任意の一般的な結果にはならない最初のプロトコルで説明します。それが唯一の直接気管内に物質を植え付けるために非常に信頼性の高い手段が記載されている。 図7は、トリパンブルーは、ここで説明する方法で点眼した肺の一例を示しています。気管またはマウス11,12に直接与えられた他の染料またはトレーサーで見てきたものに類似した色素の広範な分布は、あります。また、それぞれ広範な線維症または肺気腫、その結果、肺にブレオマイシンまたはエラスターゼのいずれかを提供するために、このメソッドを使用しています。 死後肺の構造変化を定量化するために記載された手順を25センチH 2 Oの圧力で固定肺ボリューム上のデータを提供このような体積測定は、総数10内に細胞又は組織密度のその後の公正な組織学的測定値を変換するために必須です。この論文のみデ非常に正確な肺容量を得るための手段をスクライブ。 9 10〜12週齢の健康のBalb / cマウスでは、左肺容量が全体の約30％であると0.82±0.09ミ...

本稿の目的は、大幅に肺癌または他の病状とのセットアップとマウスの肺の分析を支援する単純な方法を記述することです。我々は、簡単かつ確実に肺の点滴注入、固定、および肺容量の測定を行うために3プロトコルを提示します。

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

本手順の全体的な目的は、肺癌またはその他の肺病変を有するマウスの作製および解析に大きく寄与する簡便な方法を提示することです。まず、癌細胞または化学的治療薬を肺に直接注入する方法について説明します。次に、死後の固定および肺容量の測定方法について述べます。これは、まずわずかに改良した静脈カニューレを用いてマウスに挿管することで行われます。次に、目的の液体をカニューレ経由で肺内に注入します。その後、すべてのin vivo実験が完了し、マウスが死亡した後に処置を行います。肺を固定液のリザーバーに接続します。最終ステップとして、肺を解剖し、肺容量を測定します。最終的に、固定された肺組織の定量的形態を、実験的な肺サンプル間で比較することができます。既存の手法に対するこの新しい設置技術の主な利点は、本法を用いればカニューレを気管に誤って挿入する可能性がほとんどないことです。一定の圧力下で肺を固定する手順は簡便であり、異なる肺の間でも一貫した固定が可能です。最後に、固定したマウス肺の体積を測定する方法により、肺細胞および構造要素を定量化するための適切な標準化が可能になります。本手法を用いて、薬剤またはその他の目的物質の肺への直接投与と、肺の正確かつ精密な測定を実現します。手順を開始する前に、市販の長さ1インチ、20ゲージの静脈留置針の先端を手でわずかに曲げてください。次に、足指へのピンチ刺激に反応がないことで麻酔状態を確認した後、成マウスの眼に軟膏を塗布し、大型のオフィスバインダーと縫合ループを用いて、傾斜したプラットフォーム上でマウスを仰臥位に固定します。頸部の腹側を剃毛し、70% alcoholで皮膚を消毒します。その後、鋭い鋏を用いて、下顎切歯から約12 millimeters下の頸部に小さな外科的切開を加えます。次に、ピンセットを使用して、気管の腹側壁が見えるまで頸部の皮膚を優しく引っ張ります。その後、舌をそっと除けて、先端が曲がったカニューレをマウスの腹面に向けて挿入します。先ほど実演したように、再び頸部の皮膚を軽く引っ張ります。カテーテルが気管内で観察されたら、カニューレを気管に挿入し、カテーテルを約5 mm進めて声帯を通過させます。次に、50 µLの注入液を充填したゲルローディングピペットの先端を、カテーテルのルアハブに設置します。マウスの呼吸に同期して、ピペット先端の液体が移動することを確認してください。次に、1 mLシリンジを用いて注入液を注入します。液体の分散を促し、肺を膨張させるため、直ちにカテーテルから0.6 mLの空気を注入して肺を膨らませます。その後、カニューレを抜去します。少量のシアノアクリレート系接着剤で手術創を閉鎖し、マウスを個別のケージに入れて、完全に回復するまで観察します。最終的な実験時点の後、動物の頸部を小さく切開し、気管の腹側を露出させます。その後、18ゲージのスタブニードルの先端を気管に挿入します。糸を用いて針を気管に結び付け、正中切開で胸郭を慎重に開きます。次に、横隔膜を切除し、側胸壁を取り除いて肺を露出させます。続いて、ストップコックの端からホルムアルデヒドを流し出し、固定用チューブ内に空気が入っていないことを確認してください。次に、ホルマリン液とリザーバー、および充填済みチューブを気管切開針のルアー端に直接接続します。ホルマリン液の液面を口の高さから25 centimeters上に設定し、ストップコックを開いて固定液で肺を膨張させます。肺を少なくとも20 minutesの間加圧状態に保った後、針をゆっくりと引き抜いて、カニューレが挿入されていない気管部分をさらに露出させ、同時に、残った針の先端よりも先の気管を縛って封鎖します。気管をしっかりと結紮した後、ストップコックを取り外し、慎重に肺を摘出します。次に、肺をホルムアルデヒドに一晩浸します。ここでは、プラスチックピペットと20ゲージの細いワイヤーで作製した、固定肺容積の測定中に肺を固定するための一般的な器具を示します。まず固定肺容積を測定し、その後、肺から心臓およびその他の非肺組織を摘出します。次に、ワイヤーサポートデバイスを装着し、約200 millilitersの水を入れたビーカーを天秤に載せ、風袋引きを行います。その後、デバイスを取り外します。肺を水面に置き、デバイスを使用して組織を水中に押し込みます。肺の縫合糸やデバイスのどの部分もビーカーの側面や底に触れないように注意しながら、天秤で重量を記録します。この数値は排除された水の体積を反映しており、したがって肺容量の直接的な測定値となります。次に、ワイパーで肺を乾かし、再びデバイスでビーカーを拭き取り、肺容量の測定を繰り返します。次に、これら2回の容量測定値の平均を算出します。たった今実演したように、トリパンブルーを注入した肺の例を示します。マウスの気管に直接投与した他の染料トレーサーで観察されたのと同様に、染料が広範囲に分布していることに注目してください。この操作を行う際は、カニューレの挿入に細心の注意を払い、先端を腹側に向けて保持することが重要です。ここで説明した手法は、肺がんの研究に有用ですが、マウスを用いた他のほとんどの肺疾患モデルにも適用可能です。

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気管内点滴は直接肺に溶質を提供します。この手順では、肺の遠位領域にinstillateの配信をターゲットとし、従って多くの場合、肺胞の勉強を目的とした研究に組み込まれています。我々は、マウスで気管内点滴を行うための詳細な生存のプロトコルを提供しています。...

マウス肺への溶質の直接気管点眼

本研究で報告された新たなプロトコルが組み合わせによるマウスの単一細胞の解像度で肺転移の選択的検出を可能に...

組み合わせによるマウスのシングルセル解像度で肺転移の可視化の向上<em&gt;のin-situ</em肺組織とのX-gal染色の&gt;灌流<em&gt; lacZを</em&gt;タグ付き腫瘍細胞

このビデオでは、線維化誘導剤であるブレオマイシンで気道をプレコンディショニングすることにより、マウスの肺に肺腺癌細胞を移植する方法について説明しています。この方法は、肺がん細胞のマウス肺への同所性生着を有意に強化します...

腺癌の生着:マウスの肺に癌細胞を移植する方法

このビデオでは、肺の点滴、固定、肺活量測定のために気管に液体を導入する簡単で信頼性の高い方法を説明しています。...

肺の点滴と固定:気管に液体を導入し、肺を固定して固定された肺容量を測定する

本論文では、マウスが回復することを可能にし、それ以降の回で学んだことが肺機能測定や肺点滴用のマウスを挿管のstriaghforwardかつ効率的な方法を説明します。手続きは、直接気管を照らす安価な光ファイバ光源を必要とする。...

マウス肺挿管の簡単な方法

事前の負傷で気道をコンディショニングすることでマウスの肺に肺癌細胞の同所性同種移植を大幅に強化する手法について述べる。このアプローチは肺微小環境、転移播種、肺癌併存、間質相互作用の研究にも適用可能性があり、派生した異種移植片をより効率的に患者を生成します。...

同所性同種肺がん細胞生着の効率を高めるブレオマイシンとマウスの気道をプレコンディショニング

ここに提示される肺固定のための有用なプロトコルは、肺気腫のマウスモデルからの肺標本の組織学的評価のための安定した状態を作成する。このモデルの主な利点は肺の崩壊またはデフレなしで同じ一定した圧力の多くの肺を固定できることである。...

マウスにおける気腫の評価に対する一定圧力下での肺固定

マウスにおける実験剤の気管内(IT)投与は、しばしば遠位肺への非対称的な送達をもたらす。 本報告では、生きているマウスの各肺を非手術的にカニューレする直接気管支内(IB)アプローチについて述べた。...

マウス肺内の選択的剤沈着を改善するための直接気管支内投与

この方法の目的は、肺腫瘍病理の検査および肺への転移の評価のためのマウス肺の灌流、膨張、および固定のための簡単で効率的な方法を提示することである。...

腫瘍組織学におけるマウス肺の多灌流とインフレーション

蛍光顕微鏡による分析のために、肺気道内の真菌胞子の自然な位置を保持する真菌病因モデルの方法を提示します。...

気道内の真菌胞子の空間動態を保存するマウス肺の効率的なイメージング法

肺がんの新しい治療法を開発する上の主な課題には、局所疾患が転移性疾患に進行する際の腫瘍微小環境のモデル化が含まれます。ここでは、肺がんの同所性同系モデルを確立する簡単な方法を説明し、経時的な疾患の in vivo...

肺癌の同系同所性マウスモデルを生成するための低侵襲法

学ぶマウス肺への点滴法と固定法。気管挿管による薬液投与、死後固定、肺容積測定のプロトコルを解説。肺癌やその他の肺疾患モデル研究に有用で、実験の再現性と定量的形態解析を支援します。

マウス肺癌研究における有用な点滴や固定方法

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