Name: フローサイトメトリーによるマウス精子細胞のステップ固有のソート (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-31T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 31 s
Description: 学ぶマウス精子細胞のフローサイトメトリーによる4段階ソート法。DNA染色とサイズ・顆粒性を用いて高純度に分離し、精子形成の分子メカニズム研究を支援します。

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著者は、落射蛍光顕微鏡に関する技術的助言のための博士レオニードボルコフとEricブシャールに感謝したいです。 財政的援助 GBに（＃1 MOP-93781を付与）カナダ衛生研究所によって資金を供給

動物のケアは、シャーブルック大学の動物の管理と使用委員会に従いました。 1.チューブの準備<ol><li>細胞選別の前日には、5ミリリットルポリプロピレン丸底チューブに熱不活性化ウシ胎児血清（FBS）1〜2mlのを追加し、15ミリリットル、50 mlのポリプロピレン製コニカルチューブに。 重要なステップ：プロトコルで使用されるすべてのチューブが被覆されていることを確認してください。 注意：FBSコーティングは、管壁に付着する生殖細胞を防ぐことができます。 </li><li>ゆっくりとチューブが均一に回転子を使用して被覆するために4℃での反転により、O / Nを混ぜます。 </li><li>翌日、デカントすることにより、コーティングされたチューブからFBSを削除します。 <ol><li> *重要なステップ：5ミリリットルポリプロピレン丸底チューブおよび細胞調製のために使用される15、50 mlチューブは、（プロトコルは2.11から2.1ステップ）完全にファニング（サイドストリームのすなわち、不正確な偏差）を防止するために、FBSを空にしていることを確認します。 FBSを削除するには、P200のピペットを使用してください。 <br/&gt;注：残留FBSチューブでソートする前には、細胞または細胞選別の際に使用される他の管の汚染の損失につながる可能性</li><li>精製された細胞を収集するために使用される下部チューブラウンド5ミリリットルポリプロピレンでFBSの小残留量（約100〜200μl）を残して下さい。 </li></ol></li></ol> 2.細胞調製<ol><li> CO 2窒息続く（5％誘導はその後、2％に維持）、O 2 /イソフルランを使用して麻酔下で1人の男性にマウスを生け贄に捧げます。 </li><li>消費税​​及び1.5ミリリットルチューブにバッファをソートする500μlの小さなハサミでカプセル開放を行う両方の精巣およびミンチ。 </li><li>フラッシュ生殖最初切り捨て100-1,000μlの先端で1.5ミリリットルチューブで優しく上下にピペッティングにより精細管からの細胞、およびその後そのまま100-1,000μlの先端で。 </li><li> 40μmのセルストレーナーを使用して、1つの濾過工程によって破片や塊を取り除き、50mlのコニカルチューブの前にろ液を集めますiouslyステップ1でFBSをコーティングしました。 </li><li>以前手順1でコーティングされた15ミリリットルコニカルチューブに合計3 mlの容量と転送ろ液までのバッファを並べ替えて、フィルタを1回洗浄します。 </li><li> 0.8 mMのEDTAの最終濃度を得るために、細胞懸濁液（3ミリリットル48μl）を1ミリリットル当たり50ミリモルのEDTA pHが8の16μLを追加します。 </li><li>生殖細胞を固定するために、ゆっくりと乳白色の懸濁液が生成される穏やかな撹拌（低速でボルテックス）で10mlのピペットを使用して、氷冷100％エタノール3容量を追加します。 重要なステップ：ゆっくりとエタノールを加え細胞調製物の完全性を維持することが重要と重要です。私たちは、エタノールの急速な添加は効率をソートの主な減少で得られた細胞溶解を引き起こすことを指摘しました。 3ミリリットルの細胞懸濁液は、エタノール9mlを約1分で添加されるべきです。 </li><li>反転による時々混合しながら氷上で15分間細胞をインキュベートします。 </li><li> 5分間800×gで遠心し細胞懸濁液とクリアを削除上清。 </li><li>静かにバッファをソート2ml中の固定された生殖細胞を再​​懸濁します。 </li><li> SYTO16 DNA色素（DMSO中の1 mM溶液）の4μlを添加して、（光から保護）は、少なくとも30分間インキュベートします。 注：これは容易に精子細胞の高度に圧縮された核内に組み込まれる透過性DNA色素であるため、最高のソート結果をSYTO16を用いて得られます。 </li></ol> 3.セルソーターを設定注：ここでは、4-レーザー（405nmの - 紫、488nmの - 青、561 nmの - 黄緑色、633nmの - 赤）20パラメータBDFACSAria IIIセルソーターを用いています。 BD FACSDiva 6.1.3ソフトウェアは、データを視覚化し、分析するために使用されます。設定が使用ソータの種類に応じて変えることができます。 <ol><li>選別前に流体のシャットダウン手順（ソフトウェアで「サイトメーター」メニュー）の間にシース液として70％エタノールを実行して、FACSソーターを滅菌します。ソフトウェアのツールバーにある「サイトメーター」を選択し、「流体のshを選択。 &quot;をutdownプロセスで述べた手順に従ってください。 </li><li>準備し、任意の結晶および汚染物質を除去するように、0.22μmのフィルターを用いて1×PBSをフィルタリングします。タンク内の上側の溶接線にシースタンクを埋めます。 </li><li>ソフトウェアを起動し、ログインします。選別前に少なくとも30分間レーザーを温めるために、FACSソーターを開始します。流体工学からエタノールを洗い流すために、2つの流体起動プロセスを実行します。ソフトウェアのツールバーにある「サイトメーター」を選択し、「流体の起動」を選択します。プロセスで述べた手順に従ってください。 注意：これは、通常のシース液（1×PBS）で流体工学を復元します。 </li><li>ブロックソート、蒸留水で偏向板をきれいにし、それらを徹底的に乾燥させます。超音波処理浴中で2分間蒸留水管に入れ100μmのノズルを超音波処理します。徹底的にノズルを拭きます。 </li><li>フローセルに100μmのノズルを挿入し、12にノズルロックレバーを時計回りに回します時間位置。 20 PSIにシース圧を設定します。 </li><li>ストリームをオンにして、周波数の目標値を取得するために振幅を調整（30前後）、ドロップ1（150前後）とギャップ（12前後）、安定した液滴切り離しパターン（数サテライト滴）を確立します。減衰をオフにします。 </li><li>ストリームがストレートで、ソートブロックの角度を変更することにより、廃棄物の吸引器の中心に当たることを確認します。注：10 psiで130μmのノズルも試験したと明らかな差は見られませんでした。 </li><li>黄緑色レーザ用、青紫、赤のため-77.39、37.33および-39.85 0に設定レーザー遅延。 </li><li>黄緑色レーザ用、青紫赤1.0、0.75と0.96のための1.14へのスケーリング設定の領域。 </li><li> （ソフトウェアの「サイドストリーム」ウィンドウ内の）試験ソートを使用して、サイ​​ドストリームがファニングされていないことを確認してください。彼らはmiddlを打つように、「サイドストリーム」ウィンドウでは、各副流の電圧スライダーを調整テストコレクションチューブのE。中央ストリームが固まっていない場合は、中央の流れを制限するために、2位、3位、および4 番目のドロップ設定を調整します。 </li><li>サイトメーターのセットアップとソフトウェアの追跡（CS＆T）アプリケーション（「サイトメーター」メニュー）を起動します。 </li><li>製造元の指示を使用して、サイ​​トメーターの性能の特徴付けおよび追跡を自動化するために、350μlのあたり1滴でサイトメーターセットアップおよび追跡ビーズを使用してください。 </li><li> CS＆Tのアプリケーションを終了します。 CS＆Tの設定を適用し、ストリーム・パラメータがまだ安定した液滴切離しパターンを可能にし、（「切り離しウィンドウ」で）を、製造業者の説明書に記載されているようにスイートスポットボタンをオンにしてください。 </li><li>蛍光ビーズを使用してドロップ遅延値を最適化（材料の表を参照のこと）。 <ol><li>ホルダーに収集チューブを取り付けます。ソートブロックのドアを開きます。 「サイドストリーム」ウィンドウで、「選択した電圧をオンにしますテストソート」と引き出しを開き、コレクションチューブにアクセスできるようにアスピレーター引き出しボタンをクリックします。 </li><li>彼らは、チューブの中央に入るように、サイドストリームを最適化します。必要に応じて値スライダを調整します。 </li><li>ソートブロックのドアを閉じて、中央に明るいビーズスポットを得るために、マイクロメーターダイヤルを調整してください。選択を解除廃棄引き出し、テストの並べ替えと電圧。コレクションチューブを外します。 </li><li>製造者の指示に従って降下遅延を最適化します。 <ol><li>簡単に説明すると、ビーズバイアルを激しく振とうし、PBS 0.5mlのビーズの1滴を希釈します。 </li><li>製造者の指示を使用して、ソフトウェアで使用可能なドロップディレイ実験テンプレートを使用して、ドロップ遅延を設定します。また、ドロップ遅延を設定するには、[自動ドロップ遅延機能を使用しています。 </li><li>蛍光ビーズのチューブをロードし、しきい値率が〜3,000〜4,000のイベント/秒になるまで流量を調整します。 「初期」と最後にソート精度を設定します。LY「ソートレイアウト」ウィンドウの「微調整」します。光学フィルタを選択して、ビーズを並べ替えます。 〜100％を左にソートされるまで、ドロップディレイを調整します。 注：この手順は必ず側流への関心の種の細胞ことを確認することが重要です。ビーズと光学フィルタ100％滴偏差に近い達成するために使用されます。 </li></ol></li></ol></li><li> FSC検出器ブロックの左端にFSC 1.5 ND（減光）フィルターを置きます。 （「サイトメーター」ウィンドウで、「レーザー」タブで）1.00に2.00マイクロ秒とFSCエリアのスケーリングにウィンドウの拡張機能を設定します。 </li><li>サンプルチューブをロードする前に、凝集を避けるために、サンプルラインの最後に50μmのサンプルフィルタラインを配置します。これを行うには、「サイトメーター」メニューの「サンプルフィルタを変更」を選択します。 </li><li>サイドストリーム間ファニングずに良好な分離を達成するために、試料流体の組成をテストしpolypropyleに付着する細胞を防ぐためにNEチューブ。 <ol><li>サンプルチューブをロードし、偏向板をオンにして引き出しを閉じた状態で「テストの並べ替え」を選択します。分離はあまりファニングせずに発生した場合、サイドストリームを見てください。 注：ファニング起因サンプル緩衝液中に高タンパク質濃度に思われます。 </li></ol></li><li> FACS装置にサンプルチューブをロードします。 300 rpmでのサンプルの攪拌と4℃の試料温度を選択します。 「取得ダッシュボード」の「データを取得」を選択します。 </li><li>必要に応じて、（3.0の最大流量で）5,000イベント/秒の最大値に適切なイベント・レートを達成するために、サンプルを希釈します。選別された細胞の純度を維持するように厳密にこれらの制限を尊重しています。 </li><li>分析し、細胞を選別するために、関心の集団に干渉することなく、破片を除去するためにFSC閾値を最適化します。対数目盛では、作るために530/30フィルタを備えた光電子増倍管（PMT）検出器の電圧を調整総人口の蛍光シグナルが陽性集団（ 図1、ゲート1）のスケールに収まると、ゲートことを確認してください。 </li><li> SYTO16陽性集団の前方散乱面積（FSC-A）/側方散乱エリア（SSC-A）のプロットを生成し、約110 VリニアスケールでにFSC-Aを調整し、SSC-A約150 Vに非常に大規模な細胞および細胞凝集体を排除しながら、対数スケールですべてのイベントを可視化しました。 </li><li> 「ソートレイアウト」ウィンドウで、「ソート精度モード」に設定」4ウェイ純度」に（収量マスク：0、純度マスク：32、位相マスク：0）。連続ソートのための「ターゲットイベント」メニューから「連続」を選択します。 </li><li> （「ソートレイアウト」ウィンドウ）のチューブに対応するフィールドでソートする集団を追加します。高い真ん中の周波数と端部で低い周波数を持つものと集団を置きます。 、並べ替え中に2,500 Vに電圧プレートを設定し、サンプル収集トンを保ちます氷上ubes。 </li></ol> 4.セルソーティング<ol><li>すぐにソートする前に、丸底チューブを先にコーティングされた5ミリリットルポリプロピレン50μmのフィルターを用いてフィルタセル。 </li><li>バッファをソート1-2 mlの広範囲にフィルターを洗ってください。 </li><li> 図1に詳述ゲーティング方式以下の488 nmレーザーを搭載したセルソーターを使用してソート固定生殖細胞は、以前に氷の上のセクション1でコーティングされた5ミリリットルポリプロピレン丸底チューブ内の精製画分を収集します。 <ol><li> FBSの100〜200μlのが管壁に選別された細胞の付着を回避するために、コレクションチューブに保たれていることを確認します。 </li><li> SYTO16の濃度が仕分け期間中に蛍光の変動を回避するために飽和していることを確認します。仕分けグラフィックでアレクサフルオロ488パラメータ（DNA染色）での細胞染色強度のさらなる変化がない場合SYTO16が飽和しています。必要に応じて、1μlを添加します飽和状態に達するまでの仕分けチューブにSYTO16。 </li><li>アレクサフルオロ488-A VSイベントの数：次のパラメータを表示し、グラフィック上の総イベントを表示します。 </li><li> 図1に示すように、ゲート1の正DNA染色細胞を選択します。 <ol><li>パラメータとしてFSC-A対SSC-Aを使用してグラフィック上にゲート1から表示セル<ol><li> 図1に示したように、ゲート2でセルを選択します。 </li><li>パラメータとしてアレクサフルオロ488-A対FSC-Aを使用してグラフィック上にゲート2から表示セル。 </li><li> 図1に示したように、ゲート2のグラフィックの上にゲート5とゲート6とセルを選択します。 </li><li>パラメータとしてアレクサフルオロ488-A対アレクサフルオロ488-Wを使用してグラフィックに表示され、別々にゲート5及びゲート6。 </li><li>選択して精子形成は、図1に示したように、ゲート5グラフィックと精子は、ゲート6グラフィックスに10-12精子細胞をステップに1-9精子細胞を繰り返します。 </li></ol></li><li>表示パラメータとしてアレクサフルオロ488-A対FSC-Aを使用してグラフィック上にゲート1からの細胞<ol><li> 図1に示したように、ゲート3とゲート4とのセルを選択します。 </li><li>パラメータとしてアレクサフルオロ488-A対アレクサフルオロ488-Wを使用してグラフィックスの表示を別々ゲート3とゲート4。 </li><li>選択して精子形成は、図1に示したように、ゲート3のグラフィックと精子は、ゲート4のグラフィックに15-16精子細胞を、手順に13-14精子細胞を繰り返します。 </li></ol></li></ol></li></ol></li></ol>

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著者らは、競合する金銭的利益はないと宣言している。

精子形成細胞は常に精上皮の複雑さだけでなく、in vitro培養の限られた成功を与えて研究する挑戦されています。長年にわたり、様々な種から生殖細胞を精製するための多くの手法が開発されました。パーコールまたはウシ血清アルブミン勾配で重力を用いて沈降精製技術は通常、無傷の胚細胞の良好な収率を提供するが、このような減数分裂四倍体細胞および精子細胞10のようないくつかの細胞型の間の適切な定義を欠いています。また、これらの技術は、面倒な試行錯誤なしに再現することがそれらを困難にする、多くの研究室に容易に利用できない場合があり、特殊なデバイス（多くの場合、自家製）が必要です。装置は、通常、細胞の生存を維持するために4℃に保たれるように、これらの方法は、時間がかかり、振動に非常に敏感でかつ不便です。成功した場合、沈降法は、しかし、数百万の精製ライブCを提供人口あたりells。しかし、達成することができる細胞濃縮の低レベルは、めったに以上の80〜90％の純度に達しないようにこれらの技術の主な欠点です。分子分析の主要な障害を表すDNA、RNAまたはタンパク質含有量によって測定した場合、特定の場合には、他の細胞型から...

一倍体の丸い精子細胞は、精子形成と呼ばれるプロセスによって精子に分化します。これには、鞭毛の獲得、クロマチンと細胞骨格のリモデリング、核の凝縮、細胞質の大部分の喪失など、さまざまなステップが含まれます。これらのユニークな細胞イベントは、受精に適した無傷のゲノムを持つ成熟した機能的な配偶子を生成するために、細かく制御する必要があります。精子形成は、これまでプロセスのさまざまなステップを通じて進行をサポートできる信頼性の高い細胞培養システムがなかったため、in vitroでの研究はほとんどできません。さらに、実際のin vitro技術では収率が低くなります1,2。In vivoでは、精子形成のさまざまなステップを通じた適切な移行は、雄性配偶子の自然な機能的完全性にとって重要です。分化ステップによる精子細胞の精製の成功は、精子形成の分子特性評価を可能にするのに十分な濃縮レベルで達成されたことはありません。例えば、精子分化の主要なステップの精製は、発達中の先端体、ミッドピースの形成3、細胞結合ダイナミクス4、RNAダイナミクス5、クロマチンリモデリングプロセス6,7、またはゲノム安定性8を研究するために特に有用であろう。精子細胞の精製は、その進行性の形態学的変化、既知の病期特異的な外部バイオマーカーの欠如、およびそれらの特異な形状とサイズによって妨げられてきました。
ほとんどの雄性生殖細胞はDNA染色と倍数性(DNA含量)との間に直接的な関係を示していますが、そのような正の相関関係はもはや精子細胞には適用できないことに気づきました。これは、精細管切片がさまざまな精子形成ステップ全体でDNA染色の強度にばらつきがあることを早期に観察したことに由来しています。DNA染色は、精子形成ステップ1から7までの一倍体染色体(円形精子細胞)と一致していますが、DAPIまたはSYTO16では、核再編成の開始前後に蛍光強度が急激に増加し、クロマチンリモデリング(精子形成ステップ8)が核凝縮の開始時にピークに達する(精子形成ステップ11-12)ことが観察されました。核が凝縮すると、DNA染色強度は精子形成まで減少します(精子形成ステップ16)。これは、ヒストンがプロタミンに置き換わるという特異なクロマチン構造遷移の形成に関連している可能性が高いと推測しました。そこで、精子細胞のDNA強度の変化を主な選択パラメータとして、精細胞の分離を可能にする信頼性の高いフローサイトメトリー法を開発しました。
単純なフローサイトメトリーのアプローチは、見かけのDNA含有量(SYTO16染色)、サイズ、および粒度に基づいて、高純度（95-100%)のマウス精子細胞を分離するために説明されています。精子細胞は4つの集団に分けられます。精子形成のステップ1-9、10-12、13-14、および15-16。精製された精子細胞は、遺伝/ゲノム解析だけでなく、私たちのグループ9からの最近の出版物に記載されているように、プロテオミクスアプリケーションにも適しています。

<table><tbody><tr><td>イソフルラン</td><td>ABBOT</td><td>05260-05</td><td>安楽死前のマウス麻酔用</td></tr> ウ<tr><td>シ胎児血清</td><td>Wisent</td><td>90150</td><td>チューブコーティング用</td></tr><tr><td>1x PBS</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>BioShop</td><td>EDT</td><td>ソーティングバッファー調製用</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H</td><td>ソーティングバッファー調製用</td></tr><tr><td>100% エタノール</td><td>Les alcools de commerce</td><td>092-09-11N</td><td>細胞固定用</td></tr><tr><td>SYTO 16</td><td>Life Technologies</td><td>S7578</td><td>DNA 染色</td></tr><tr><td>5 ml ポリプロピレン丸底チューブ</td><td>BD ファルコン</td><td>352063</td><td>ソーテッド セル コレクション</td></tr><tr><td>15 ml ポリプロピレン円錐底チューブ</td><td>PROgene</td><td>1500</td><td></td></tr><tr><td>50 ml ポリプロピレン円錐底チューブ</td><td>PROgene</td><td>5000</td><td></td></tr><tr><td>TEC4 麻酔気化器</td><td>大梅田</td><td>1160526</td><td>マウスの安楽死用</td></tr><tr><td>CO2 ガスタンク</td><td>Praxair</td><td>C799117902</td><td>マウスの安楽死用</td></tr><tr><td>O2 ガスタンク</td><td>Praxair</td><td>O254130501</td><td>マウスの安楽死のために</td></tr><tr><td>自家製マウスのガス室</td><td></td><td></td><td>マウスの安楽死のために</td></tr><tr><td>40 & micro;m ファルコンセルストレーナー</td><td>コーニング社</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>50 &mu;mサンプルラインフィルター</td><td>BDバイオサイエンス</td><td>649049</td><td></td></tr><tr><td>ボルテックスミキサー</td><td>Labnet international, inc.</td><td>S0200</td><td>細胞固定用</td></tr><tr><td>Dynac遠心分離機</td><td>Clay Adams</td><td>101</td><td></td></tr><tr><td>Celltrics 50 &micro;mフィルター</td><td>Partec</td><td>04-004-2327</td><td></td></tr><tr><td>488 nm レーザーユープセルソーター</td><td>BD Biosciences</td><td>FACSAria III</td><td></td></tr><tr><td>Accudop Fluorescent Beads</td><td>BD Biosciences</td><td>345249</td><td></td></tr><tr><td>ソーティングバッファー:1x PBS、1 mM EDTA pH 8.0、25 mM HEPES pH 7.0、1% FBS</td><td></td><td></td><td>FBSは熱不活性化されています。新鮮な溶液を作る、0.22 &mu;mはろ過し、4°Cに保ちます。</td></tr></tbody></table>

フローサイトメトリーによるマウス精子細胞のステップ固有のソート

Step-specific Sorting of Mouse Spermatids by Flow Cytometry

マウスの精子細胞の分化は、無傷のゲノムと機能的雄性配偶子の製造のための1つの重要なプロセスは、次の世代に伝達されます。これまでのところ、この形態転移の分子研究はその後の分析のために精子細胞分化のこれらの重要なステップの適切な分離を可能にする方法の欠如によって妨げられてきました。フローサイトメトリーを使用して、これらの細胞の適切なゲーティングでの初期の試みが原因クロマチンリモデリングを受けて精子細胞におけるDNA蛍光の独特の増加のために困難であったかもしれません。この観察に基づいて、我々は、エタノールで固定したマウス精子の4集団、核リモデリングプロセスに異なる状態を表す各の再現性精製を可能にする、シンプルなフローサイトメトリー方式の詳細を提供します。人口濃縮は段階特異的なマーカーおよび形態学的規準を用いて確認されています。精製された精子細胞は、ゲノムやプロテオームのために使用することができますIC分析します。

フローサイトメトリーで使用されるゲーティング戦略 図1は、4つの高純度の精子細胞集団をソートするフローサイトメトリーに使用されるゲート戦略を表します。簡単に言うと、正のDNA染色を有する細胞（アレクサフルオロ488-A）が第1のサイズ対granulosity（SSC-A）を示すドットプロットで精子から1精子細胞は、1〜12が選択されている手順門（ゲート2）で選択されている（FSCゲート1から-A）次に、精子の精子細胞は、1-9ステップと精子形成は10-12がDNA染色強度の変化に応じて互いに分離することができ、ステップ（ゲート5及び6）。精子から精子細胞は、13〜14のステップと15〜16は、直接DNA染色（アレクサフルオロ488-A）対ドットプロットを示すサイズ（FSC-A）で陽性に染色された細胞から選択される（ゲイツ3および4）。すべてのソートされた集団が増加するアレクサフルオロ488ドットブロット対アレクサフルオ...

フローサイトメトリーを用いたマウス精子細胞の選別戦略を記述します。精子細胞は、円形(精子形成ステップ1-9)、早期伸長(精子形成ステップ10-12)、後期伸長(精子形成ステップ13-14)、細長い精子細胞(精子形成ステップ15-16)の4つの高純度集団に分類されます。DNAの染色、サイズ、および顆粒度が選択パラメータとして使用されます。

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to ...

この手順の全体的な目的は、マウスの精細胞を4つの異なる集団に分離し、精子完成の分子レベルでの研究を可能にすることです。この方法は、染色質モデリングがゲノムの完全性に与える影響など、生殖分野における重要な疑問への回答に役立ちます。この手法の主な利点は、交差汚染のない純粋な細胞集団として精子を分離できることです。私たちは、細胞ソーティングの前日に、ハプロパラメータにおけるクロマチン再構成中のDNA染色の強度に重要な変動が見られた際に、初めてこの手法を考案しました。5 mLポリプロピレン製ラウンドボトムチューブ、および15 mLと50 mLのポリプロピレン製コニカルチューブに、熱不活化FBSを1〜2 mL添加します。次に、ローテーターを用いて4°Cで一晩転倒混和させ、チューブをゆっくりとコーティングします。P 200ピペットを用いてFBSを慎重にデカントし、15 mLおよび50 mLチューブから残存するFBSを取り除きます。5 mLチューブには、細胞ソーティング当日に精製細胞を回収するため、100～200 µLのFBSを少量残しておきます。カプセル化した試験片を500 µLのソーティングバッファー中で細切します。その後、切断した組織片を先端をカットしたマイクロピペットチップを用いて1.5 mLチューブに移します。緩やかなピペッティングで精細管から生殖細胞を洗い出し、続いて先端をそのままにしたチップでフラッシングを行います。次に、40 µmのセルストレーナーを用いてデブリや凝集物を取り除き、ろ過液をFBSコートした50 mLコニカルチューブに回収します。フィルターをソーティングバッファーで1回、合計3 mLまで洗浄し、ろ過液をFBSコートした15 mLコニカルチューブに移します。次に、細胞懸濁液 1 mL あたり 16 µL の EDTA を細胞に加え、10 mL ピペットを用いて、低速でボルテックスしながら、氷冷した 100% ethanol 3 相当量を加えて 1 分かけてゆっくりと細胞を固定します。固定後、懸濁液は乳白色になります。時々転倒混和しながら、細胞を氷上で 15 分間インキュベートします。その後、細胞懸濁液を遠心分離し、ペレットを 2 mL のソート用バッファーで再懸濁させ、ソートの直前に 4 µL の cyto 16 DNA を用いて生殖細胞を染色します。細胞を50 micronフィルターでろ過し、FBSでコーティングしたfaxチューブに回収し、1〜2 mLのソーティングバッファーでフィルターを十分に洗浄します。固定した生殖細胞を、488 nanometerレーザー搭載のセルソーターにロードします。次に、Alexa fluor 488の面積に対するイベント数を表すヒストグラムで全イベントを表示し、DNA染色陽性細胞をゲートします。次に、このゲートで選択した細胞を、前方散乱光（FSC）に対する側散乱光（SSC）のエリアプロットで表示し、ゲートを設定します。ここでも同様に、ゲートされた細胞を前方散乱光（FSC）に対するAlexa Fluor 488のエリアプロットで表示し、ゲートを設定します。さらに、これらのゲートを個別のAlexa Fluor 488幅に対するAlexa Fluor 488エリアプロットとして表示します。精子形成のステップ1から9、および10から12まで。その後、ソートのために精細胞をゲーティングし、ステップ13から14および15から16を回収します。精細胞を、第1ゲートの細胞を前方散乱領域に対してEXOR 4 88領域プロットに表示し、ゲーティングします。示された細胞集団。次に、これらのゲートを個別のAlexa Fluor 488 Width対Alexa Fluor 488 Areaプロットとして表示し、ゲートを設定する。ステップ13から14、および15から16で精子をソーティングします。最後に、精製された分画を、氷上の個別のFBSコーティング済み5 mLラウンドボトムチューブに、100～200 µLのFBSとともに回収します。これらの画像では、フローソーティングされた精子集団のDAPI染色が示されています。精子形成のステップ1から9の精細胞は通常、円形の核を示しますが、精子形成過程では楕円形に見えます。ステップ9の精細胞、およびステップ10から12で観察される精細胞は、伸長したフック状になります。精子形成のステップ13から14および15から16の精細胞は、同様の形状の核を示しますが、DNA染色の強度にわずかな違いがあり、これによりフローサイトメトリーによる分取時にこれらの異なる精細胞集団を識別することが可能になります。実証されたプロトコルに従えば、実験した個々のS集団の純度は95%から100%の間になると予想されます。各ステップを適切に実行すれば、この手法は6時間から8時間で完了できます。手順全体を通じて、常に細胞を氷上で保持することを忘れないでください。この手順に従うことで、個別の精子集団を得ることができ、劇的なリモデリングプロセスの特性評価や、この移行の遺伝的影響の研究など、分子解析に十分な量の材料を確保することが可能です。

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

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マウス減数分裂細胞のフローサイトメトリーの精製

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精巣細胞懸濁液の調製のためのシンプルで効率的な手法

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精細管スカッシュ マウス モデルを用いた精子の細胞学的解析法

ここでは、標準的な実験装置を用いて不連続な牛血清アルブミン密度勾配を用いて、成人マウス精巣からパチテン精子細胞、円形精子細胞、および細長い精子を濃縮するためのプロトコルを提示する。...

標準的な実験装置を用いてマウス精巣からパチテン精子細胞と精子を濃縮

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本稿では,男性減数分裂の貴重なモデルであるGSK923295の腹部手術と精巣注射によるCENP-Eの in vivo...

in vivo阻害、免疫蛍光法およびフローサイトメトリーを用いた精母細胞におけるキネシン-7 CENP-Eの機能評価(英語)

ここでは、マウスにラウンド精子細胞注入法(ROSI)を行う方法を紹介します。これは、臨床応用が期待され、胚発生のメカニズムを調べるための有用性を持つ技術です。...

マウスラウンド精子細胞注射

学ぶマウス精子細胞のフローサイトメトリーによる4段階ソート法。DNA染色とサイズ・顆粒性を用いて高純度に分離し、精子形成の分子メカニズム研究を支援します。

フローサイトメトリーによるマウス精子細胞のステップ固有のソート

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