Name: の気管内の管理インフルエンザ菌マウスモデルにおいて気道炎症を研究します (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: 学ぶマウス気管内接種法でHaemophilus influenzaeを用いた気道炎症の免疫応答メカニズム。この再現性の高い手法は、肺感染症における細胞シグナル伝達と治療標的の解明に貢献します。

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原稿を批判的に読んでくださったカーソン・ハロッド博士に感謝します。また、Minghui Zeng氏、Mahesh Kathania博士、Prashant Khare博士の貢献にも感謝します。この研究は、米国がん協会(Research Scholar grant, 122713-RSG-12-260-01-LIB)およびSammons Cancer Center(パイロットプロジェクト助成金)からK. Venuprasadへの助成金によって支援されました。

全ての実験は、ベイラー研究所の施設内動物管理使用委員会（IACUC）のガイドラインに従って行いました。 1.培養非分類できるインフルエンザ菌 （のNTHi）及び接種物を準備<ol><li>チョコレート寒天プレート上にプレートのNTHiし、37℃で一晩、加湿CO 2インキュベーター内で逆さまにプレートを保持し、5％CO 2。次の日、文化ブレインハートインフュージョンブロス中の細菌。その後、滅菌1.5ミリリットルチューブに培養液の1ミリリットルを追加します。 </li><li>室温で5分間、4000×gで遠心分離します。その後、上清を破棄し、滅菌1×1mlのPBSにペレットを再懸濁。一度、この手順を繰り返します。 </li><li> 1×PBS900μlの中に再懸濁した溶液100μlを移し、分光光度計で600 nmの波長で希釈した培養の吸光度を測定します。 </li><li>生存率およびコロニー形成単位を決定しますチョコレート寒天プレート上で1：10の連続希釈を培養し、37℃、5％CO 2で一晩インキュベートすることによって接種物のS（のCFU）。 </li><li>前のステップから決定生存率およびCFUをに基づいて、20×10 6 CFU / mlの最終濃度になるように接種材料を調整します。 </li></ol> 2.気管内（it）点眼<ol><li> 150 mg / mlでケタミン+ 20 mg / mlとキシラジン溶液でマウスを0.1ml / 10g体重で腹腔内マウス（腹腔内）注射します。手順は、動物を暖かく保つために、光源とフードの中で行われるべきです。 </li><li>マウスが十分に麻酔をかけていることを確認するために、マウスのインターデジタルスペースピンチ。 </li><li>その背中の上でマウスを置きます。首の腹側領域を剃るとクロルヘキシジンと70％のエチルアルコールで消毒します。 </li><li>ラット歯鉗子を使用して、首の上部腹の部分の皮膚を持ち上げます。メスを用いて胸腺上記小切開（0.5〜1.0センチメートル）を作りますそして、慎重に気管を露出させるために筋肉を解剖。 <ol><li> 27 G針を1 mlシリンジを使用して、ゆっくりと別の0.05ミリリットルの空気が続くコントロールとして第1または生理食塩水から得られた0.05ミリリットルのNTHi続いて0.05​​ミリリットルの空気を、注入します。約1分間の垂直動物を保管してください。 </li></ol></li><li>手術用接着剤で切開を閉じます。約10分間横に横臥と暖かいマウスを保管してください。 </li></ol> 3. BALFコレクション<ol><li>感染後頸​​椎脱臼により24時間を、マウスを生け贄に捧げます。 </li><li>解剖学的はさみでマウスの腹腔を開き、出血腹大動脈を切りました。肺の腹の部分を公開します。 </li><li>気管を露出し、20ゲージのカテーテルとそれを挿管。 BALFバッファー（1×PBS、0.1％デキストロース、10 U / mlのヘパリン）の0.8ミリリットルを植え付けると穏やかな吸引によって洗浄を集めます。この手順を3回繰り返します。 </li><li> hemocytoを用いBALF懸濁液100μl中の細胞の総数を数えますトリパンブルー染色で倍率10倍の下メートル。 </li><li>修正されたギムザ染色のためのスライドを準備します。 5分間、500×gでサイトスピンし、遠心分離器の適切なウェルにBALFのアリコートを100μl。 10分間スライドを乾燥させ、製造業者のプロトコルに従って修正ギムザ染色を用いて細胞を染色します。 </li><li>このような選別（FACS）蛍光活性化細胞、共焦点顕微鏡、遺伝子発現およびウエスタンブロット11-13のように、その後の分析のために残りの細胞を使用してください。 </li></ol> 4.組織病理学の準備<ol><li>ステップ2.4​​で説明したように組織病理学的分析のために、のNTHiをマウスに感染させます。感染の24時間後、頸椎脱臼により動物を生け贄に捧げます。前述したように、肺や気管を露出するために、解剖学的はさみで胸腔を開いてカットします。その後、気管に20ゲージのカテーテルを挿入します。 </li><li> 4％ホルマリン中で調製2％温かいアガロース溶液で肺を埋めます。かつて肺が完全に膨張され、アガロース溶液を固化させるの肺の上部に氷を置きます。 </li><li>その後、慎重に胸部プラグを取り外し、それを、ヘマトキシリン​​およびエオシン（H＆E）切片用に処理されるまで、1×PBS中4％ホルマリン50mlの溶液に入れます。 </li></ol> BALF中の細胞を染色する5. FACS <ol><li> 96ウェルV底マイクロタイタープレートにBALF流体から1×10 5個の細胞を置きます。 </li><li> 4℃で3分間、4000×gで300の冷1×PBSμlのスピンで細胞を洗浄。 </li><li> （1：1,000希釈）100μlの1×PBSで細胞を染色溶液で細胞を染色し、室温で15分間保ちます。 </li><li> 4℃で3分間、4000×gでの冷1×PBS300μlで細胞を洗浄。 </li><li> 1を含有するFACS洗浄緩衝液[洗浄緩衝液（1×PBS、2％FBS、1mMのEDTA、0.1％アジ化ナトリウム]100μlに細胞を維持：100に希釈したFc-ブロックを4℃で15分間。 </li><li> 3分間の4000×gで遠心分離細胞とsupを捨てますernatant。 </li><li> 4℃で30分間、FACS洗浄緩衝液中（100希釈）100μlの表面染色カクテルで染色細胞。 </li><li> 4℃で3分間、4000×gでのFACS300μlの洗浄緩衝液で三回細胞を洗浄します。 </li><li>室温で15分間、4％パラホルムアルデヒド100μlの細胞を固定。 </li><li> 4℃で3分間400×gで300μlの1×PBSで2回細胞を洗浄し、FACS洗浄緩衝液300μlに再懸濁。 </li><li>ビーズ、フローサイトメトリーを用いて、単一色の染色のコントロールを行います。 <ol><li> 96ウェルV底マイクロタイタープレートにビーズの一滴を追加し、200μlの1×PBSで洗浄しました。 </li><li> 100μlの1×PBSおよびビーズに染色する抗体の1μl添加し、5分間室温でインキュベートします。 </li><li> 300μlの1×PBSで2回ビーズを洗浄してください。 </li></ol></li><li> 14フローサイトメトリーにより単染色コントロール細胞を分析します。 </li></ol> RNAを単離するために、肺組織の6.均質化<ol><li>感染後、肺の小片（20-40 mg）を収集し、4℃で一晩試薬を安定化RNAに保管してください。そして、次のステップまで-80℃で保管してください。 </li><li> RNA安定化試薬を取り除くために、冷1×PBSで肺組織を洗ってください。 </li><li>溶解バッファー（1ミリリットルの溶解バッファー+10μlのβメルカプトエタノール）を含む1.5 ml遠心チューブに組織を置きます。 </li><li>尖ったハサミを使用して小片に組織をみじん切りにし、20-40秒のためのコードレス電動機ペレット乳棒を用いて均質化します。 </li><li> 5分間氷上で溶解液を保持し、ステップ7.1に進みます。 </li></ol>肺から7 RNAの単離<ol><li> 3分間18,000×gで溶解液を遠心。ピペットで上清を除去し、慎重に新しい1.5 mlチューブに移します。 </li><li>溶解物に70％エタノールの1ボリュームを追加します。ピペッティングにより直ちに混合し、2-4分間待ちます。 </li><li>配置されたスピンカラムに溶解物の700μlにまで移します2 mlのコレクションチューブインチ</li><li> 15秒9600×gで遠心分離し、フロースルーを捨てます。 </li><li> 350μlの15秒間9600×gで厳しい洗浄バッファーと遠心を追加します。フロースルーを捨てます。 </li><li>私が直接スピンカラム・メンブレンに80μlのDNA分解酵素を加え、15分間室温で保管してください。 </li><li> 15秒間9600×gでスピンカラムや遠心に350μlの厳格な洗浄バッファーを追加します。フロースルーを捨てます。 </li><li> 15秒間9600×gで500μlのRNA洗浄緩衝液および遠心分離を追加します。フロースルーを捨てます。 </li><li> 2分間9600×gで500μlのRNAの洗浄バッファーとスピンを追加します。フロースルーを捨てます。 </li><li> 1分間9600×gで新しい2 mlのコレクションチューブと遠心分離機でスピンカラムを配置します。フロースルーを捨てます。 </li><li> 1分間9600×gでスピンカラムや遠心に直接30-50μlのRNaseフリー水を追加します。 -80℃で保存するRNA。 </li><li> RNAseq解析14を実行します 。 </li></ol>

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</ol>

著者らは開示するものは何もない。

ここで、我々は、細菌性の肺病原体にマウスの肺を接種するためにユニークな低侵襲の手順を説明します。我々は、この手順では、炎症性シグナル伝達経路の遺伝子が欠損しているマウスを用いて異なる遺伝子の機能を研究するために使用することができることを示しています。この手順はまた、ウイルスおよび真菌肺感染に対する炎症応答を研究するために使用することができます。このような鼻腔内またはエアロゾル吸入などの他の方法に比べて、この手順の利点は、（1）この手順では、病原性接種物は、直接下気道に点眼されています。 （2）接種材料のサイズを制御する能力を、 （3）ハンドラに対する細菌の曝露の危険性を減少させました。 外科的に細菌を浸透させるための気管の曝露は、ケアが周囲の組織、特に血管に損傷を与えないように注意しなければならない重要なステップです。 気管のshへの細菌の点滴窒息によるマウスの死亡の可能性を回避するために慎重に行うことがウルド。接種物（約50マイクロリットル）をゆっくりと放出され、空気が前と接種菌後に注入されていることが示唆されました。しばら...

炎症は、感染性病原体に対する防御の基本的な免疫機構です。これは、病原体の根絶や損傷を受けた組織の修復を促進します。また、正常な健康状態1への回復を促進します。しかしながら、調節不全の炎症は、多くの場合、慢性炎症性疾患2に導きます。気道炎症は、慢性閉塞性肺疾患（COPD）、喘息および肺線維症3などの異なる肺疾患の初期のトリガーです。 非分類できる（カプセル化されていない） インフルエンザ菌 （のNTHi）は、慢性上下の肺の炎症性疾患4,5に関連しています。これは、慢性閉塞性肺疾患の4,6,7の小児および成人の下気道から単離された優占種です。 NTHi感染後の炎症反応は、（例えば、TNFおよびIL-1βなどの）炎症性サイトカインを上方制御することを特徴とする、それはB媒介されますyのマイトジェンは、Toll様受容体（TLR）8を介してタンパク質キナーゼ（MAPK）および核因子κB（NF-κB）を活性化しました。 マウスモデルが異なるため遺伝子欠損株の入手可能性の肺の炎症性疾患の根底にある病理を分析するために非常に便利なツールです。いくつかの方法は、生/弱毒化細菌および鼻腔内滴下し、エアロゾル化した吸入9,10などの細菌産物を、接種するために使用されています。ここでは、気管内点滴注入を実証します。あまり頻繁に使用されますが、このアプローチは、より効率的であるため下気道への接種物の直接送達の再現性が高いです。

<table><tbody><tr><td>チョコレート寒天プレート</td><td>フィッシャーサイエンティフィック</td><td>CAS50-99-7</td><td></td></tr>デ<tr><td>キストロース無水</td><td>テモサイエンティフィック</td><td>R01300</td><td></td></tr><tr><td>ヘパリン</td><td>ホスピーラ、Inc</td><td>RL-3010</td><td></td></tr>デ<tr><td>フトクイックソリューション</td><td>シグマ</td><td>GS500-500ML</td><td></td></tr><tr><td>シリンジ針20 / 26G&nbsp;</td><td>BD(</td><td>REF305115/175)</td><td></td></tr><tr><td>IMLシリンジ</td><td>BD</td><td>REF 309602</td><td></td></tr><tr><td>カテーテル 20GA</td><td>BD</td><td>REF</td><td></td></tr> 381433 <tr><td>解剖ハサミ、ストレート、長さ10cm</td>、<td>ケントサイエンティフィック</td><td>INS600393</td><td></td></tr> アイ<tr><td>リス鉗子、鋸歯状、長さ10cm</td>、<td>ケントサイエンティフィ</td>ック<td>INS650915</td><td></td></tr><tr><td>ピンセット #5 ステンレス鋼、長さ11cm</td><td>、ケントサイエンティフィック</td><td></td><td></td>INS600095</tr><tr><td>10%ホルマリン</td>フィ<td>ッシャーサイエンティフィック</td><td>CAS 67-56-1</td><td></td></tr>ア<tr><td>ガロース</td><td>peqlab</td><td>35-1020</td><td></td></tr><tr><td>5mlポリスチレン丸底チューブBD</td><td></td><td>REF 352058</td><td></td></tr><tr><td>1.5mlマイクロ遠心チューブライト</td><td>ラボA-7001-R</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Reasy Mini&nbsp;キット&nbsp;</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>ペレット ペスト モーター (組織ホモジナイザー)</td> <td>Sigma</td><td>Z359971-1EA</td><td></td></tr><tr><td>96 ウェル マイクロタイター プレート V ボトム</td><td>サーモ</td><td>2605</td><td></td></tr><tr><td>1X PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>OneComp eBeads</td><td>eBioscience</td><td>01-1111-42</td><td></td></tr><tr><td>CD45.2-APC</td><td>eBioscience</td><td>17-0454-81</td><td>作業希釈1:100</td></tr><tr><td>Ly-6G-eFlor 450</td><td>eBioscience</td><td>48-5931-82</td><td>作業希釈 1:100</td></tr><tr><td>BSA</td><td>HyClone</td><td>SH30574.03</td><td></td></tr><tr><td>RBC Lysis Buffer (10X)</td><td>Biolegend</td><td>420301</td><td></td></tr><tr><td>Live/Dead fixable aqua dead cell stain kit</td><td>Invitrogen</td><td>L-34957</td><td></td></tr><tr><td>EDTA (0.5M)</td><td>lifetechnologies</td><td>15575-020</td><td></td></tr><tr><td>CD16/CD32 FcBlock</td><td>BD</td><td>553142</td><td></td></tr><tr><td>Facsチューブポリスチレン丸底チューブ</td><td>BD</td><td>352052</td><td></td></tr><tr><td>ホルムアルデヒドポリ</td><td>サイエンス</td><td>4018</td><td></td></tr></tbody></table>

の気管内の管理<em&gt;インフルエンザ菌</em&gt;マウスモデルにおいて気道炎症を研究します

Intra-tracheal Administration of Haemophilus influenzae in Mouse Models to Study Airway Inflammation

ここでは、効率的かつ直接的にインフルエンザ菌を提供するための詳細な手順について説明します マウスの下気道へ。我々は、Hを調製するための手順を示しますインフルエンザ接種 、Hの気管内点滴注入示差遺伝子発現分析のために、肺、気管支肺胞洗浄液（BALF）を収集、BALF中の免疫細胞の分析、およびRNA単離にインフルエンザ 。この手順は、任意の細菌、ウイルスまたは真菌に対する肺の炎症反応を研究するために使用することができます。あまり曖昧で、それがより効率的に下気道への細菌接種を実現しているため直接気管点滴注入は、主に鼻腔内またはエアロゾル吸入手順よりも好ましいです。

気管内点滴注入は、生理食塩水を使用してインストールよりもBALF（ 図1A、左パネル）中の白血球の著しく増加数をもたらしました。白血球の差分カウント分析は明らかに増加した好中球浸潤（ 図1、右パネル）を示しました。 BALF中の細胞のFACS分析は、さらに、好中球数の増加（ 図1B）を確認しました。肺組織のH＆E染色切片の組織学的分析は、気道炎症（ 図1C）の増加を示しました。これらのデータは、一括して気管内点滴注入がマウスにおいて気道炎症を誘導することを示唆しています。気道病因を制御するシグナル伝達経路を研究するためのこのアプローチの使用をサポートするために、我々は、E3ユビキチンリガーゼの浮気のために欠損しているマウスを使用していました。かゆみは、炎症性シグナル伝達経路15の調節に関与することが知られています。私たちは、接種しました年齢と性別をマッチさせた野生型C57BL / 6コントロールとかゆみ - / ...

マウスの下気道へのインフルエンザ菌の気管内接種手順を実演します。これは、マウスモデルで気道の炎症を調節するシグナル伝達経路を研究するための非常に有用なツールです。

Here, we describe a detailed procedure to efficiently and directly deliver Haemophilus influenzae into the lower respiratory tracts of mice. We ...

本実験の全体的な目的は、細菌感染時における肺の免疫応答を研究することです。これにより、肺炎症における主要な調節メカニズムや、肺炎症を抑制または促進する遺伝子は何かといった、肺炎症分野におけるいくつかの重要な疑問への回答に寄与することが期待されます。本手法の最大の利点は、細菌接種物を下気道に直接投与するため、非常に効率的で再現性が高いことです。まず、NTHiをチョコレート寒天平板に塗布します。平板を倒立させ、37°C、5% CO2条件下で一晩培養します。翌日、細菌を脳心臓浸出液（BHI）ブロスで培養します。次に、マイクロ遠心チューブに1 mLの培養液を加えます。室温で4,000 g、5分間遠心分離します。その後、上清を廃棄し、ペレットを1 mLのPBSで再懸濁します。この洗浄ステップをもう一度繰り返します。次に、再懸濁液 100 µL を 900 µL の PBS で希釈し、培養液の 600 nm における吸光度を測定します。この情報を用いて、接種菌量を 1 mL あたり 20 million CFU に調整します。次に、接種液の生存率とCFUを測定します。ブロスを10倍段階希釈し、チョコレート寒天培地に塗布して一晩培養します。マウスを麻酔し、足指へのピンチテストを用いて十分に麻酔がかかっていることを確認することから始めてください。次に、マウスを仰臥位に固定し、頚部の腹側を剃毛します。露出した皮膚を消毒してください。続いて、ラット用歯付きピンセットで頚部上腹側の皮膚を持ち上げ、メスを用いて胸腺の上方に0.5〜1cmの切開を加えます。次に、慎重に筋肉を分離して気管を露出させます。気管内に、空気50 µL、調製したNTHi 50 µL、そしてさらに空気50 µLの順でゆっくりと注入します。陰性対照の手順では、NTHiの代わりに生理食塩水を注入します。注射後、動物を約1分間垂直に保持します。次に、組織用接着剤で切開部を閉鎖し、マウスを側臥位で保温したまま約10分間保持します。感染から24時間後に感染動物を安楽死させ、解剖用はさみで腹腔を開きます。次に、腹側大動脈を切断して放血させます。続いて、気管に到達するために肺の腹側を露出させます。20ゲージのカテーテルを用いて気管に挿管します。カテーテルを用いてBALFバッファーを0.8 milliliters注入し、歯科用吸引器で洗浄液を回収する。この手順をさらに3回繰り返し、4回分の洗浄液を1つの懸濁液にまとめる。そこから100 microliterのアリコートを分取し、2, 000 RPMで2分間遠心分離する。上清を除去し、RBC溶血バッファーで再懸濁します。遠心分離を行い、ペレットを1x PBSで再懸濁します。次に、トリパンブルー染色を行い、ヘモサイトメーターを用いて、10倍の倍率で懸濁液100 microliters

intra-tracheal-administration-haemophilus-influenzae-mouse-models-to

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

免疫学と感染症

出典: Venuprasad、K.、 et al。気道炎症を研究するためのマウスモデルにおけるイン フルエンザ菌 の気管内投与。 J. Vis. 経験。...

マウスモデルにおける気管内細菌送達の実施

出典: Venuprasad、K.、 et al。 気道炎症を研究するためのマウスモデルにおけるイン フルエンザ菌 の気管内投与。 J. Vis. 経験。 (2016年)このビデオは、下流分析のために、型付け不可能な インフルエンザ菌...

型別不可能なインフルエンザ菌に感染したマウスモデルからの気管支肺胞洗浄液の採取

出典: Lenhard, A. ほか。 ウイルス共感染による肺炎連鎖 球 菌の感染者から病原体への移行をマウスモデルで示すものは、加齢による悪化疾患を再現しています。 J. Vis. Exp. (2022年)この動画は、インフルエンザウイルスが 肺炎球菌...

ウイルス共感染後の 肺炎連鎖球菌 の病原性移行を研究するためのマウスモデル

私たちは、2.0ミリメートルの鏡と耳鏡を使用して直接喉頭鏡検査を介したマウスでは、気管内挿管のための、シンプルな信頼性が高く、比較的安価な方法を開発した。この技術は、非外傷性であり、慢性の実験において反復測定のために使用することができる。私たちは、優れた気管切開または以前に非外科的手法を報告したために見つける。...

マウスの気管内挿管<em&gt;経由</emオトスコープの使用&gt;直接喉頭鏡検査

ヒトにおける肺疾患の状態を模倣するモデルの使用は、特定の疾患の病態および/または病因を研究するため、および治療的介入を開発するために重要である。ここで直接マウス肺への外因性材料を提供することができ、非侵襲的気管内挿管法が提示されている。...

マウス肺の病理生理学を研究するための非侵襲的気管内挿管

病原体感染に対する宿主の免疫応答が厳密に調節されたプロセスである。マウスにおけるリポ多糖肺露光モデルを利用し、それは疾患の病因に関連付けられている複雑な機構の高解像度の評価を実施することができる。...

マウスにおける宿主の免疫応答を評価する口腔咽頭気管内PAMP管理および気管支肺胞の活用

試薬の挿管媒介気管内（IMIT）点滴は、呼吸器疾患を研究するための優れた、非侵襲的な方法だけでな​​く、肺に直接治療薬を浸透させるための方法である。これは前臨床試験のために適して迅速かつ高度に再現可能な方法である。...

挿管媒介気管内（IMIT）点眼：非侵襲的、肺特異的送達システム

ワクチンがどのように機能するかについての知識は全体的に不足しています。ここでは、逆遺伝学と骨髄キメラマウスの併用を提案するとともに、樹状細胞とT細胞免疫に特に焦点を当てて、ワクチンに対する初期の宿主免疫応答についての洞察を得ることを提案します。...

キメラマウスモデルにおける組換えインフルエンザワクチンの鼻腔内投与は、粘膜免疫を研究するために、

いくつかの方法は、マウスにおける細菌性肺炎をモデル化するための文献に記載されています。ここで、我々は、中咽頭にピペット細菌接種の吸引（ すなわち 、吸入）を介して肺炎を誘導するための非侵襲性の、安価で迅速な方法を記載します。肺の先天性免疫応答を評価するための下流の方法も詳しく説明されています。...

マウスにおける実験的細菌性肺炎の誘導と表現型のための非侵襲的および技術的に非集中的な方法

本研究ではマウスの気管粘膜のインフルエンザ ウイルスに感染後 2...

イメージング 2 光子生体顕微鏡を用いたインフルエンザ ウイルス感染症の中に気管粘膜の細胞相互作用

このプロトコルは、IAVの鼻腔内投与およびマウス肺損傷および関連する肺細胞型への転写変化の下流分析の指示を提供します。...

インフルエンザ感染後の異形成および機能的肺胞修復のモデル化

学ぶマウス気管内接種法でHaemophilus influenzaeを用いた気道炎症の免疫応答メカニズム。この再現性の高い手法は、肺感染症における細胞シグナル伝達と治療標的の解明に貢献します。

の気管内の管理

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