2016年5月18日
ここでは、収穫維持、および病原体関連分子パターン(のPAMPs)とリステリア菌でマウス小腸オルガノイドを治療するためのプロトコルが記載されているだけでなく、遺伝子発現やタンパク質のための適切な正規化技術を重視。
この手順の全体的な目的は、総細胞数に対する標準化技術に重点を置き、病原体チャレンジが小腸オルガノイドに及ぼす影響を測定することです。この手法は、細菌と腸上皮細胞の宿主病原体相互作用をin vitroで調査する手段を提供することで、自然免疫および粘膜免疫分野における重要な疑問への回答に寄与します。この手順において不可欠なのは、総細胞数に対する標準化の手法であり、これはELISAなどの手法を用いてオルガノイド分泌タンパク質を測定する際に必要となります。オルガノイド培養のためにマウス小腸陰窩を回収するには、まず滅菌済みのガラススライドを用いて、小腸の腔側表面から絨毛をそっと掻き取ります。次に、解剖用ハサミを使用して組織を1-2 centimeterの長さのストリップ状に切断します。そして、これらのストリップを10 millilitersの氷冷PBSを含む50 milliliterコニカルチューブに入れます。内容物を緩やかに転倒混和し、組織がチューブの底に沈殿するまで待ちます。その後、PBSを吸引し、新鮮な10 millilitersのPBSでさらに3回、同様の方法でストリップを洗浄します。最後の洗浄が終わったら、チューブを氷上に10分間置きます。次に、PBSを2 millimolar EDTAを添加した25 millilitersのPBSに交換し、ロッキングプラットフォーム上の氷バケツ内で45分間置きます。インキュベーション終了後、組織ストリップをチューブの底に沈殿させ、PBS-EDTAを10%FBSを添加した10 millilitersのPBSに交換します。チューブを手で10回激しく振ります。その後、組織をチューブの底に沈殿させ、上清をFraction 1とラベルした15 milliliterコニカルチューブに移します。PBS FBS中で組織をさらに5回撹拌します。その都度、上清を新しい分画チューブに移します。最後の撹拌後、すべてのサンプルを遠心分離し、ペレットを成長因子を添加していない、あらかじめ加温した5 millilitersのDMEM/F12に再懸濁します。ここで、サンプルを再度遠心分離し、各チューブから4 millilitersの上清を吸引します。残りの1 milliliterの培地でペレットを再懸濁し、各分画から20 microliterのアリコートを用いて、ガラススライド上で陰窩とデブリを可視化します。陰窩とデブリの比率が最大となる適切な分画をプールした後、プールした分画を遠心分離し、上清の最後の50-100 microliters以外をすべて吸引します。チューブを氷上に保持したまま、プールした分画に1 milliliterのプロテインマトリックスを加え、気泡が混入しないようゆっくりとピペッティングします。その後、プロテインマトリックス/陰窩懸濁液50 microlitersを、37の各ウェルの中央に加えます。
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本記事では、マウス小腸オルガノイドの採取、維持、および病原体関連分子パターン(PAMPs)やListeria monocytogenesを用いた処理のプロトコルについて解説します。また、遺伝子発現およびタンパク質解析における適切なノーマライズ(標準化)技術についても重点的に説明します。
マウス腸管オルガノイドのex vivoモデルは、粘膜組織における宿主と病原体の相互作用および自然免疫シグナリングを解析するための生理学的に妥当なシステムを提供します。本プロトコルでは、総細胞数に対する標準化を重視しており、不均一なオルガノイド培養から再現性のある定量的なデータを生成するという重要な課題を解決しています。この機能により、免疫学やマイクロバイオームに焦点を当てた治療プログラムにおける初期探索およびターゲット検証において、予測的な信頼性を高めることが可能になります。
このプロトコルは、粘膜免疫学および宿主・微生物相互作用プログラムにおいて、初期の仮説検証からリード化合物の同定、さらには前臨床検証に至るまでのディスカバリー・コンティニュアムに統合されます。