2016年9月16日
私たちは、細胞の完全性とタンパク質の恒常性を維持する枯渇救済実験の方法を説明しています。アデノフェクションは、有糸分裂細胞分裂や筋形成など、アクチンベースの微細なダイナミクスに依存する生物学的プロセス内のタンパク質を単一細胞レベルで機能解析することを可能にします。
この方法の全体的な目標は、細胞の完全性とタンパク質の恒常性を維持する条件下で枯渇レスキュー実験を実行できるようにすることです。シングルセルレベルでの生物学的プロセスの機能解析。この方法は、有糸分裂や細胞分化などの細胞ダイナミクスにおけるタンパク質の機能と構造要件に関する重要な質問に答えるのに役立ちます。
この技術の主な利点は、目的のタンパク質を枯渇させ、同時にこのタンパク質の変異体を細胞集団の測定に新生理学的レベルで再導入することです。まず、ガラス底の皿をフリブロネクチンでコーティングします。これを行うには、1ミリリットルあたり1ミリグラムのフィルブロネクチンストックを滅菌PBSで1〜100に希釈します。
各35ミリリットルの皿に1ミリリットルを追加して、表面全体を覆います。摂氏37度と5%二酸化炭素で1時間インキュベートします。インキュベーション中に、温めたアルファMEMに10%FBSと0.05%トリプシンEDTAのアリコートを摂氏37度まで補充しました。
45分間のインキュベーション後、細胞溶液の調製を開始します。HeLa RFP H2B細胞の10cmプレートから培地を吸引します。そして、0.05%トリプシンEDTAの1.5ミリリットルで2回穏やかにすすいでください。
最後の吸引の後、プレートに0.5ミリリットルのトリプシンEDTAを残します。そして、細胞を摂氏37度で2〜3分間インキュベートします。そして5%の二酸化炭素。
プレートを軽くたたきます。そして、顕微鏡で細胞層を観察し、すべての細胞が剥離していることを確認します。次に、10ミリリットルの培地を加え、数回穏やかにピペットで細胞を分離し、細胞懸濁液を15ミリリットルのチューブに移します。
血球計算盤を使用して、細胞懸濁液の10マイクロリットルのサンプルをカウントします。次に、ガラス底の皿からフィブロネクチン溶液を吸引します。細胞プレーティングの前にフィブロネクチンを乾燥させないでください。
2ミリリットルの培地に35mm皿あたり1.5倍から5個目の細胞を1.5倍プレートする細胞懸濁液を調製する。35mmプレートを1枚、条件数に加えて、ウイルス形質導入前の細胞数をカウントします。30〜45分間インキュベートします。
インキュベーション時間が経過したら、顕微鏡で細胞をチェックし、細胞が十分に分離していることを確認します。ここに示すように。プレートをインキュベーターに戻し、翌日まで細胞を増殖させます。
めっきの翌日には、細胞が少なくとも50%の密度に達していることを確認してください。細胞密度が50%未満になると、ウイルスの形質導入効率が低下します。細胞あたりのタンパク質発現の変動性の増加、および細胞毒性の増加。次に、以前と同様に、追加のメッキ皿から細胞を採取します。
そして、セルの数を数えます。細胞の効率的な形質導入に必要なウイルスの量を計算します。各条件に1.5ミリリットルの微量遠心チューブをラベル付けします。
そして、400マイクロリットルのウォームアルファMEMマイナスを追加します。氷上でウイルスのアリコートをゆっくりと解凍した後、チューブに各ウイルスの必要量を加え、ピペッティングで穏やかに混合します。次に、細胞から培地を吸引した後、ウイルスミックスを滴下するように穏やかに加えます。
細胞を摂氏37度で5%の二酸化炭素とインキュベートします。15分ごとに1時間、滅菌フードの下でプレートを慎重に攪拌し、細胞をウイルスで覆います。少量の培地を使用すると、ウイルスと細胞との接触が容易になります。
インキュベーション後、各プレートに1.6ミリリットルのαMEMマイナスを静かにピペットで移し、総容量2ミリリットルを得る。次に、2ミリモルのチミジンを加えて細胞の同期を開始し、さらに2時間細胞をインキュベートします。一方、マイクロチューブに139マイクロリットルの滅菌水、50マイクロリットルの1モル塩化カルシウム、および11マイクロリットルの20マイクロモルsiRNAを添加して、siRNAトランスフェクションミックスを調製します。
siRNAが不要な場合は、siRNAの量を滅菌水に置き換えて、空のトランスフェクションを行います。塩化カルシウムsiRNA混合物にHBSS2X溶液をゆっくりと滴下します。200マイクロリットルのピペットを使用して空気注入により2回穏やかに混合します。
沈殿物が小さいほど、トランスフェクション効率が向上します。次に、室温で30分間混合物をインキュベートします。インキュベーション後、200マイクロリットルを各プレートにゆっくりと滴下し、攪拌して混合します。
プレートを摂氏37度、二酸化炭素5%で16時間インキュベートします。翌日、インキュベーターから皿を取り出し、組織培養フードに運びます。2ミリリットルの温かいヒピスで細胞を2回すすいだ後、インキュベーターに戻る前に2ミリリットルのアルファMEMマイナスを追加します。
7時間後、プレートに2ミリモルのチミジンを加えてから、インキュベーターに戻します。温度変化が細胞周期の長さに影響を与えるため、一度に4枚以下の細胞プレートで作業してください。翌日、siRNAトランスフェクションとウイルス感染の48時間後、2ミリリットルの温かいPBSで細胞を2回すすぎ、フェノールレッドを含まない2ミリリットルのアルファMEMを生細胞イメージング用に加えます。
7時間インキュベートします。加湿された5%二酸化炭素温度調節チャンバーを備えた倒立顕微鏡を使用して、有糸分裂細胞の短期ライブセルイメージング実験を行います。取得する前に、チャンバーが摂氏37度の適切な温度に達していることを確認してください。
培養皿を採取の1時間前に顕微鏡チャンバーに入れることで、培地の適切な平衡を確保し、温度変化による焦点のずれを防ぎます。細胞の有糸分裂状態を調べます。この時点で。
細胞の10〜15%は、有糸分裂の初期段階にあるはずです。平衡化時間中に、以前の実験で決定されたとおりに取得パラメータを設定します。写真の漂白をせずに適切な解像度を達成することが重要です。
これは細胞の損傷を引き起こし、有糸分裂の進行を混乱させるためです。条件ごとに有糸分裂エントリにある細胞を含むいくつかのフィールドを選択して、取得間隔を超えずに解析する細胞を大量に取得します。すべてのフィールドを選択したら、フォーカスをリセットし、できるだけ早く取得を開始します。
回転するディスクを使用すると、システムに集中できます。一般的なセットアップには、4つの異なる条件が含まれます。プレートごとに7つのフィールド。
そして、75分間隔で1.5〜2分間隔の2色チャンネル。細胞内の有糸分裂フェノタイプを分析するための明確に定義された基準を決定します。これは、使用されている蛍光マーカーによって異なります。BAG3 GFPのトランスフェクションとは対照的に、左に見られるようなプラスDNAは、右に示すリコンピテントアデノウイルスによるアデノフェクションにより、BAG3 GFPのより均一で効率的な発現が可能になります。
感染の多様性が低い細胞集団の大部分で。この代表的なウェスタンブロットは、BAG3特異的siRNAおよびリポテンテントアデノウイルスBAG3 GFPによるアデノフェクションにより、内因性BAG3の効率的な枯渇と、内因性に近いレベルでのBAG3 GFPタンパク質の再導入が可能になることを示しています。ここに示すように、アデノフェクションは、アデノフェクトされたHeLa細胞のストレス誘発熱ショックタンパク質のレベルに検出可能な増加がないため、タンパク質の恒常性を維持できます。
これとは対照的に、タンパク質毒性ストレス誘導剤MG132で処理したHeLa細胞。ここでは、コントロールsiRNAとBacMam GFPαチューブリンでアデノフェクトされたHeLa細胞からのこれらのcon focal time lapse画像が示すように、有糸分裂による細胞の進行はアデノフェクションによって大きく乱されないことがわかります。そしてBacMam FRPアクチン。
グラフは、有糸分裂が異常な細胞の割合を示しています。BAG3特異的siRNAのみでアデノフェクトされた細胞は、有糸分裂欠損のレベルが約2倍に増加しました。赤いバーで示されているように。
これは、黒色のバーで示されているBAG3 GFPの再導入により、制御細胞レベル近くまで回復しました。このビデオを見れば、アデノフェクションを用いた枯渇レスキュー実験の方法についてよく理解できるはずです。この方法は、複数の細胞バックグラウンドでの構造関数解析のための低型ノックダウンを作成するための高速でシンプルなシステムを提供します。
この方法に従うと、特定の機能に関心のあるタンパク質の主要な構造要件を特定できます。その後、ゲノム編集の他のアプローチを使用して、関連するメカニズムを深めることができます。
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この記事では、細胞の完全性とタンパク質の恒常性維持下で枯渇救済実験を行う方法を紹介します。この技術により、分裂や筋肉形成などの重要な生物学的プロセスに関与するタンパク質の機能解析を単一細胞レベルで行うことができます。
Adenofection enables depletion-rescue experiments that preserve cellular integrity and protein homeostasis, addressing a key challenge in studying proteins involved in cytoskeletal dynamics. By achieving near-physiological protein reintroduction without triggering stress responses, the method supports reliable functional analysis in discovery settings. This approach enhances predictive confidence in target validation for processes like mitosis and differentiation, where morphological readouts are critical.
Adenofection fits within the discovery continuum from target hypothesis testing to lead optimization, particularly for targets where cellular morphology and dynamics are functional readouts.