2016年11月29日
我々は、解剖CのアクティブなERKの空間的および時間的局在化のための免疫蛍光イメージングベースの方法を提示しますエレガンス生殖腺。ここで説明するプロトコルは、Cの任意のシグナルまたは構造タンパク質の可視化のために適合させることができますエレガンス生殖腺は、適切な抗体試薬は入手可能です提供しました。
この実験の全体的な目標は、C.elegans生殖腺の活性ERKレベルをin vivoでアッセイすることです。この方法は、薬物治療や遺伝子摂動がRAS-ERK経路、ひいては生殖細胞の発生に及ぼす影響など、ERKシグナル伝達および生殖細胞分野における重要な疑問に答えるのに役立ちます。この手法の主な利点は、ERKシグナルのパターンと強度をin vivoで定量化できることです。
所望の発達段階で100〜150匹の線虫を選び、100マイクロリットルのM9バッファーを含む1.5ミリリットルの微量遠心チューブに集めます。次に、マイクロ遠心チューブにさらに900マイクロリットルのM9バッファーを充填し、室温で1000 gで1分間遠心分離します。解剖顕微鏡下で、900マイクロリットルのM9バッファーを静かに取り出します。
次に、洗浄をさらに2回繰り返して、付着した細菌のほとんどを取り除きます。次に、ワイドエンドボア付きの200マイクロピペットチップを使用して、100マイクロリットルのM9バッファー内のワームを平らな底のガラス時計皿に移します。次に、1〜3マイクロリットルの0.1モルレバミゾールを皿に加え、穏やかに渦巻きます。
次に、2つの25ゲージの針を2つの注射器に取り付けて、各手に1つの解剖ツールを作成します。解剖顕微鏡下で、各針を各線虫の下と上に配置し、はさみのような動きを使用して、2番目の咽頭球の近くの各線虫に細かい切り込みを入れます。レバミゾールの効果を維持するために、すべての動物を少なくとも1回、すべて5分以内にカットします。
皿の中の動物の解剖が5分以内に完了することが非常に重要です。押し出された生殖腺が見えない場合は、その動物をスキップしてください。ここには、適切に押し出された生殖腺が表示されます。
解剖が完了したら、ドラフトの下に3%パラホルムアルデヒドを2ミリリットル直接ガラス時計皿に加え、パラフィルムで覆います。その後、10 分待ちます。次に、9インチのガラス製パスツールピペットを使用して、時計のガラスに3ミリリットルのPBS-Tを追加し、ピペットを使用して溶液を混合します。
次に、新しいガラスピペットを使用して、ワームを含む5ミリリットルの液体を引き上げ、それらを新しい5ミリリットルのガラス円錐管に移します。次に、1000 gの臨床遠心分離機でチューブを30秒間遠心分離します。次に、解剖顕微鏡下で、解剖された組織を乱さずに上清を取り除き、廃棄します。
次に、5ミリリットルのPBS-Tアリコートを使用して、洗浄ステップをさらに2回繰り返し、少量の溶液でワームで仕上げます。次に、ガラスピペットを使用して、100%メタノールの2ミリリットルを追加し、新しいパスツールピペットで組織を上下に引っ張って穏やかに混合します。次に、チューブをマイナス20°Cで少なくとも1時間インキュベートします。
メタノール処理後、PBS-T洗浄を3回行い、約500マイクロリットルのPBS-Tで仕上げます。次に、新しいパスツールピペットを使用して、組織を新しい1ミリリットルのガラス管に移し、重力によって沈殿させます。5〜10分後、新しいピペットと顕微鏡を使用して、組織を乱さずにチューブからできるだけ多くの洗浄液を取り除きます。
ブロックを開始するには、ブロッキングバッファーである30%正常ヤギ血清を100マイクロリットル追加します。次に、チューブをパラフィルムで覆い、室温で1時間放置します。1時間後、顕微鏡を使用して、新しいピペットでできるだけ多くの液体を取り除きます。
次に、30%NGS中に400分の1に希釈したMAPKYT抗体を100マイクロリットル作製し、組織に加えます。次に、チューブをパラフィルムで密封し、摂氏4度で一晩インキュベートします。翌日、チューブを室温まで温め、800マイクロリットルのPBS-Tを追加します。
次に、サンプルを新しいガラスピペットに引き上げ、穏やかに放出して均一な懸濁液を作ります。ティッシュが底に落ち着いたら、上清を慎重に取り除き、常に新しいピペットを使用し、ボルテックスを使用しないように、合計3回の洗浄を繰り返します。二次抗体は一次抗体と同様に塗布されますが、ここからはイメージングできるようになるまで組織を暗所に保つための追加の考慮のみが与えられます。
二次抗体とインキュベートした後、最後の洗浄液を取り除いたら、希釈したDAPI溶液を800マイクロリットルの組織に加えます。チューブの口をパラフィルムで覆い、室温で20分間インキュベートします。その後、解剖顕微鏡下で、新しいピペットでDAPI溶液をできるだけ多く取り出します。
最後の汚れまたは洗浄を取り除いた後、チューブに取り付け液を1滴加えます。次に、アガロースパッド付きの取り付けスライドを準備します。溶かした2%アガロースをきれいなスライドガラスに一滴加え、アガロースに垂直で上部に2番目のきれいなスライドをすばやく置きます。
最後に、上部の顕微鏡スライドを非常に静かに取り外します。次に、解剖した動物をパッドに移し、顕微鏡を使用してパッドから余分な液体をすべて取り除きます。最後に、気泡を形成せずに24 x 50ミリメートルのカバースリップを適用します。
カバースリップを貼った後は、これ以上の圧力をかけないでください。これにより、多くの場合、信号が失われます。野生型の成体雌雄同体の動物の代表的な画像は、ERKの二リン酸化活性型が典型的には中部パキテン領域、ゾーン1、およびゾーン2の最も成熟した卵子で可視化されることを明らかにしました。
この活性化パターンの摂動は、シグナル伝達経路の変化を反映しています。雌の生殖細胞系は精子を特定していないため、ゾーン2ではERKの活性化を示さず、ゾーン1では弱い活性化のみを示します。このテクニックを習得すると、最大で2日かかることがあり、適切に実行すれば、初日は1時間と最も時間がかかります。
この手順に従うと、RNAフィッシュなどの他の方法を使用して、タンパク質の存在量情報に加えて、RNA転写レベルなどのものを定量化できます。1995年に開発されたこの技術は、germcell開発の分野の研究者がin vivoでタンパク質の存在量を測定し、C.elegansの染色体形態を追跡する道を開きました。
この記事では、C. elegansの生殖腺における活性ERKを局在化するための免疫蛍光イメージングの方法を紹介します。適切な抗体を使用することで、このプロトコルは様々なシグナル伝達または構造タンパク質に適応できます。
Quantifying active ERK signaling in vivo enables mechanistic de-risking of targets within the conserved RTK-RAS-ERK pathway, a key regulator of proliferation and differentiation. Spatial and temporal resolution of dpERK in the C. elegans germline supports predictive confidence in pathway modulation by genetic or pharmacological perturbations. This assay provides translational continuity from target validation to preclinical modeling by linking molecular readouts to germline developmental phenotypes.
The method fits within the discovery continuum from target hypothesis testing to lead optimization, where pathway modulation must be validated in a physiological context before phenotypic screening.