2017年11月23日
このプロトコルは、単球/マクロファージにおける腫瘍微小環境の募集に腫瘍細胞由来タンパク質の役割を研究するため特に癌細胞とその後続の使用で機能するテトにシステムを設定するためのスキームとして機能します。
このプロトコルの全体的なものは、癌細胞における遺伝子発現の条件付きノックダウンを利用して、in vitroで腫瘍微小環境への単球およびマクロファージの動員を研究することです。この方法は、がん細胞と免疫系の細胞との間のクロスストックの性質に関する腫瘍微小環境分野の重要な質問に答えるのに役立ちます。この手法の主な利点は、ここで使用されるシステムではシングルベクタークローニングが必要であり、複数のクローンを迅速に生成でき、厚さが非常に低いことです。
また、抗体と直接接触することなくヒト単球を精製する方法も示されており、偶発的な活性化を回避しながら、ヒト単球の95%以上の純粋な集団をもたらします。ウイルス粒子を産生するには、HEK-293細胞の70%コンフルエントな150mm皿に、25 μgのpLKO-tet-on shRNA、25 μgのpsPAXパッケージングプラスミド、および5 μgのエンベロープ発現プラスミドpMD2をトランスフェクションします。Gは、標準プロトコルに従ってトランスフェクション試薬を使用します。
150ミリ皿にミックスを加えます。翌日、培地を10ミリモルの酪酸ナトリウムと20ミリモルのHEPESを補充したDMEMに変更することにより、細胞内でレンチウイルス産生を誘導します。摂氏37度と二酸化炭素5%で8時間培養します。
8時間後、細胞をPBSで洗浄し、20ミリモルのHEPESを含み、酪酸ナトリウムを含まない25ミリリットルの新鮮なDMEM培地を追加します。48時間インキュベートした後、ウイルス含有培地をピペットで慎重に回収します。安定した細胞株を生成するには、HCT-116結腸癌細胞とMDA-MB-231乳癌細胞を12ウェルプレートとウェルあたり50, 000細胞に播種することから始めます。
摂氏37度と5%の二酸化炭素でインキュベートします。細胞が60〜70%コンフルエントになったら、細胞をPBSで洗浄し、各ウェルに1ミリリットルのウイルス含有培地を加えます。翌日、ウイルス含有培地を吸引して慎重に取り除きます。
次に、PBSで細胞を洗浄した後、テトラサイクリンフリーのFBSを含む培地を追加します。72時間後、前と同じように細胞を洗浄し、ウイルストランスフェクト細胞の選択のために1ミリリットルあたり1マイクログラムのピューロマイシンを補充した培地を追加します。ピューロマイシンの存在下で3〜14日間細胞を培養することにより、ウイルス形質導入細胞を選択します。
ウイルス形質導入細胞を有する細胞内のピューロマイシンによるウェルの部分的な死滅を観察します。形質導入されていない細胞は、ピューロマイシンの存在下では増殖しません。これらの制御細胞が死滅したら、抗生物質の存在下で条件付き制御細胞株の培養を2週間続けて、条件付き制御細胞株を作製します。
ピューロマイシン耐性HCT-116結腸がん細胞とMDA-MB-231乳がん細胞の条件付きノックダウンの有効性を検証するには、濃度の異なるドキシサイクリンを添加した培地を添加し、細胞を72時間培養します。細胞ライセートを調製した後、ウェスタンブロット分析によりノックダウンのレベルを確認します。PAI-1のレベルを以下に示します。
末梢血単球を単離するには、まず15ミリリットルの密度勾配溶液を含む3本の50ミリリットルチューブを調製します。次に、重力流に設定されたピペットコントローラーを使用して、希釈した血液30ミリリットルを密度勾配溶液の上にゆっくりと重ねます。400 gのスイングローターで室温で25分間中断せずに遠心分離します。
遠心分離後、最上層を廃棄し、末梢血単核細胞を含む中間層を新鮮な50ミリリットルチューブに移し、FBSを添加したPBSを最大50ミリリットルまで追加します。120 gで室温で10分間遠心分離します。スピン後、含まれている血小板含有上清を取り除きます。
最終的な遠心分離と収集に続いて、ペレットを50ミリリットルのFBS補充PBSに再懸濁し、血球計算盤を使用して末梢血単核細胞をカウントします。細胞を120gで遠心分離した後、1ミリモルEDTAを含むFBS添加PBSにペレットを再懸濁し、最終濃度5000万細胞/ミリリットルまで戻します。次に、細胞懸濁液および混合物の各ミリリットルに対して50マイクロリットルのネガティブセレクション抗体カクテルを添加することにより、単球の濃縮を開始する。
室温で10分間インキュベートします。インキュベーション後、ミリリットルあたり50マイクロリットルの磁気ビーズを加え、さらに10分間混合してインキュベートします。次に、最大25ミリリットルのFBSおよびEDTAを含むPBSを追加し、50ミリリットルのチューブを収容できる磁石に末梢血単核混合物を置きます。
室温で10分間インキュベートした後、磁気ビーズはチューブの壁に付着し、非単球細胞を溶液から隔離します。25ミリリットルのピペットを使用して、ピペットでチューブの側面に触れないように注意しながら、単球を含む溶液をチューブから取り出します。遠心分離して上清を除去した後、単球を含むペレットを10%TETフリーのFBSと1%のペン連鎖球菌を含むRPMI培地に再懸濁します。
アッセイを開始するには、24ウェルプレートのウェルに0.5ミリリットルの容量で40, 000個のHCT-116またはMDA-MB-231細胞を三重に播種します。翌日、ウェルにフィルターを追加します。次に、0.3ミリリットルの容量で8,000個の単球を、癌細胞の上部に配置されたBSA処理多孔質膜インサートにプレートし、摂氏37度と二酸化炭素5%でインキュベートします。
48時間後にインサートを回収します。余分な培地を振り落とし、綿の先端のアプリケーターで内面を正確にスワイプして、移動しなかった細胞を取り除きます。インサートの外側をWright-Gimsa法で染色します。
移行したマクロファージを上にしてフィルターをマウントした後、20倍対物レンズを備えた光学顕微鏡を使用してスライドをイメージングします。フィルターごとに 9 つのフィールドの写真を撮り、すべてのフィールドで移行したマクロファージをカウントします。Boyden Chamber Assayは、単球のがん細胞への移動を定量化するために使用されました。
MDA-MB-231乳がん細胞の存在下では、PAI-1をダウンレギュレーションするために共培養にドキシサイクリンを添加した後、単球の移動が33%阻害されました。この単球遊走の阻害は、HCT-116結腸癌細胞の存在下でより顕著であり、ドキシサイクリン投与によるPAI-1のノックダウンにより単球遊走が74%減少し、ドキシサイクリンで治療された癌細胞の条件培地を化学誘引剤の供給源としてウェルの底に置いたときに同様の結果が観察されました。このビデオを見れば、ヒトがん細胞株の遺伝子発現ノックダウンに機能的なテットオンシステムを使用して、がん由来の分泌タンパク質PAI-1のヒト単球に対する化学誘引効果を研究する方法についてよく理解できるはずです。
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このプロトコルは、がん細胞株における機能的なTet-ONシステムを概説し、腫瘍細胞由来タンパク質が腫瘍微小環境における単球/マクロファージの募集に果たす役割に焦点を当てています。
Conditional gene knockdown in cancer cell lines enables mechanistic interrogation of tumor-immune interactions, specifically the role of secreted factors like PAI-1 in monocyte recruitment. This approach supports target validation by allowing time-dependent modulation of gene expression to avoid lethal phenotypes and assess functional contributions to the tumor microenvironment. The method provides predictive confidence in de-risking immunomodulatory targets by linking gene suppression to measurable immune cell migration in vitro.
The Tet-ON conditional knockdown system fits within the discovery continuum from target validation through lead optimization, enabling iterative testing of immunomodulatory mechanisms in physiologically relevant cancer cell models.