December 21st, 2017
本稿では、蛍光標識 DNA プローブ、エシェリヒア属大腸菌の in situハイブリダイゼーション (smFISH) 実験単一分子蛍光用と個々 のメッセンジャー RNA (mRNA) の成績証明書を表示する方法について説明します。smFISH は、同時検出、ローカリゼーション、および固定の個々 の細胞における mRNA 分子の定量化を可能にする可視化手法です。
このプロトコルの全体的な目標は、単一分子FiSH実験で視覚化するために、蛍光標識DNAプローブのE.Coliの個々の転写産物を標識することです。この方法は、対象分野の転写産物の細胞間能力の特性評価など、システム生物学分野の重要な質問に答えるのに役立ちます。細胞壁局在の転写産物も同様です。
この手法の主な利点は、転写プロセスの統計に関する大量の情報を提供することです。プロトコルを開始するには、大腸菌MG1655をLBミディアムで、オービタルシェーカーで一晩、260RPMおよび摂氏37度で成長させます。翌日、一晩の培養物を新鮮な培地で1〜100に希釈し、分光光度計でその光学密度を最大0.2〜0.4の値まで測定します。
次に、細胞を4°Cで4,500Gで5分間遠心分離することにより、細胞をペレット化する。すべてのチューブから上清を取り除きます。各チューブに1ミリリットルの1XPBSを加え、ペレットを再懸濁して細胞間の凝集を最小限に抑えます。
次に、4ミリリットルの固定バッファーを追加し、チューブを静かにボルテックスします。オービタルシェーカーでサンプルをインキュベートします。ペレットを再懸濁して、細胞イメージングに干渉する可能性のある細胞間凝集を最小限に抑えます。
インキュベーション後、細胞をペレット化し、上清を取り除き、1ミリリットルの1XPBSを加えます。懸濁液を1.8ミリリットルの円錐底マイクロ遠心チューブに移します。遠心分離により細胞をペレット化します。
上清を慎重に除去することにより、細菌の透過化を開始します。少量のピペットを使用して、ペレットの外側の液体をすべて取り除きます。次に、ペレットを300マイクロリットルのDEPC処理水に再懸濁します。
350マイクロリットルの高品位無水エタノールを加え、チューブを反転させて溶液を穏やかに混合します。さらに350マイクロリットルのエタノールを加え、再度混合します。次に、チューブローテーターを使用してサンプルを室温で1時間20RPMで回転させます。
透過処理から細胞をペレット化します。遠心分離後、上清を取り除きます。1ミリリットルの20%洗浄バッファーをサンプルに加えます。
数分間放置します。次に、750G、4°Cで7分間遠心分離することにより細胞をペレット化します。上清を非常に穏やかに取り除き、少量のピペットを使用してペレットの外側の液体をすべて取り除きます。
次に、オリゴヌクレオチドプローブセットストック溶液をハイブリダイゼーションバッファーアリコートに添加して、最終的なオリゴヌクレオチド濃度が250ナノモルになるようにし、チューブを激しくボルテックスします。オリゴヌクレオチドプローブを含む50マイクロリットルのハイブリダイゼーションバッファーにサンプルを懸濁し、気泡の発生を避けます。サンプルを一晩、暗闇の中で、摂氏30度のヒートブロックに置きます。
洗浄を準備するには、イメージングするサンプルごとに新しいマイクロ遠心チューブを1つ入手します。各チューブに1ミリリットルの洗浄バッファーを追加します。ハイブリダイズしたサンプルから10〜15マイクロリットルを、洗浄バッファーを含む新しいチューブに加えます。
遠心分離により細胞をペレット化します。次に、上清を取り除きます。サンプルをさらに2回洗浄します。
ペレットを25マイクロリットルの洗浄バッファーに再懸濁します。150ミリグラムのアガロースを10ミリリットルの2X SSCバッファーに添加して、アガロースゲルを調製します。アガロースが完全に溶解するまで、毎回10〜15秒間溶液を電子レンジで加熱します。
次に、チューブを脇に置いて数分間冷まします。次に、スライドの中心が露出したままになるように、スライドに分離されたシリコンフレームを配置します。幅10ミリメートル、厚さ1〜2ミリメートルの剛性リングをスライドの中央に配置します。
密封のために少量のゲルを中央に堆積させ、ゲルが固まるまで数分待ちます。次に、高いドーム形状が形成されるまで、さらにゲルを追加します。ゲルが固まり、リングが取り外されるまで約10分待ちます。
10マイクロリットルの洗浄細菌細胞をゲルに沈着させ、ナンバーゼロのカバースリップスライドで密封します。サンプルは、光の漂白を防ぐために暗所に保管してください。大腸菌細胞のsmFiSH測定は、変動する細胞外D-フコース濃度に応答したgalK誘導のレベルを示しています。
バックグラウンド信号は、galK削除株、またはデルタgalK JW0740によってネガティブコントロールとして示されます。ほとんどの細胞に多数の斑点が見られます。2ミリモルのD-フコースを細菌培養物に添加した場合の単一または少数のgalK転写産物に対応します。
一方、細胞外D-フコースの非存在下では、いくつかの斑点が見られます。このプロトコルの適用のための別の例は、野生型またはJW1648 sodB欠失株におけるsmFiSHの蛍光および位相コントラスト画像とともに、sodB遺伝子によって提供される。このプロトコルで調製したサンプルは、細胞内の転写産物の正確な精密化を可能にするSTORMを使用して画像化することもできます。
その開発後、この技術は、システム生物学の分野の研究者が個々の細胞における転写イベントの統計を調査する道を開きました。
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この原稿は、大腸菌(E. coli)における単分子蛍光in situハイブリダイゼーション(smFISH)実験に使用するための蛍光標識DNAプローブを用いて個々のメッセンジャーRNA(mRNA)転写物を標識する方法を説明しています。この技術により、固定された個々の細胞内での単一のmRNA分子の同時検出、局在化、および定量化が可能になります。
Single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) in E. coli enables direct quantification and spatial mapping of mRNA transcripts at single-cell resolution, addressing key challenges in understanding transcriptional heterogeneity. This capability supports predictive confidence in early discovery by revealing cell-to-cell variability and subcellular transcript localization. The method is strategically positioned for target validation and mechanistic de-risking in microbial systems biology and synthetic biology pipelines.
This smFISH labeling method integrates into the discovery-to-preclinical continuum for microbial systems, supporting both hypothesis testing and quantitative analytics.