2018年1月5日
ミトコンドリアは、植物細胞のわずかな割合は、彼ら研究の範囲を精製する必要があります。ミトコンドリアは、均質化、続いて高純度ミトコンドリア分画を取得する微分と密度勾配遠心法によってさまざまな植物器官から分離できます。
無傷で純粋な植物ミトコンドリアを単離する全体的な目標は、呼吸、ミトコンドリア組成、生合成、および代謝を研究することです。この方法は、変化する環境条件下でのミトコンドリアの重要性やストレス耐性など、植物エネルギー生物学における重要な質問に答えるのに役立ちます。この技術の主な利点は、比較的少量の植物組織から十分な量の純粋で無傷の機能的なミトコンドリアを単離できることです。
手順を実演するのは、私の研究室のWenhui LyuとJennifer Selinskiです。ミトコンドリア単離の日に、グラジエントポアラーとPVCペリスタルティックチューブを脱イオン水で洗浄し、グラジエントを準備します。50 mL遠心分離チューブ2本を氷上に配置し、チューブの出口がチューブの壁に接触するように傾
けます。次に、黒いレバーを下に回して、内側と外側のチャンバー間の接続を閉じます。マグネチックスターバー付きのグラジエントポアラーを、マグネチックスターラーの内部チャンバー内に置きます。次に、35 mLのヘビーグラジエント溶液をインナーチャンバーに注ぎます。
ヘビーグラジエント溶液の半分をペリスタルティックポンプで毎時300mLで、氷上に保管した2本の遠心チューブに分注します。次に、35 mLの光勾配溶液を外側のチャンバーに注ぎます。すぐに、黒いレバーを半分上げて、溶液が穏やかに混合されるように、内側と外側のチャンバー間の接続を再開します。
グラジエント混合物全体をチャンバーから 60 mL の速度で排出し、2 つの連続した 0% から 4.4% PVP のグラジエントを形成します。使用する前に、常に氷の上に勾配を保管してください。植物組織を過度に接地しないことが大切です、さもなければミトコンドリアは壊れます。
単一の調製物の場合、土壌で栽培された少なくとも80の4週齢のシロイヌナズナ植物からロゼット組織全体を切断します。次に、切断した植物組織の半分を、75mLの粉砕媒体を含む冷却された大きな乳鉢と乳棒に加えます。次に、粉砕媒体を使用して、細孔径が20〜25mの4層のろ過材料を湿らせます。
プラスチック製の漏斗を使用して、ろ過材の4つの層すべてでホモジニーをろ過し、500 mLの円錐形フラスコに集めます。さらに75mLの粉砕用メディウムを使用して、組織の残りの半分を粉砕します。次に、ろ過材料中のホモジネート全体を混合して、可能な限りろ過します。
150 mLの粉砕媒体を使用して、ろ過材料に残っているすべての組織を粉砕し、500 mLの円錐フラスコにろ過します。ろ過したホモジネートを、あらかじめ冷却した8本の50mLプラスチック遠心チューブに分配します。そして、固定角度ローターで摂氏4度で2, 500gで5分間遠心分離します。
上清をきれいな遠心分離管に注いだ後、固定角度ローターで17, 500g、摂氏4度で20分間再び遠心分離します。チューブに3mLの上清を残します。次に、細い絵筆を使用して、残りの上清にペレットを静かに再懸濁します。
各チューブに10 mLの単一強度洗浄バッファーを加え、4つのチューブすべてを1本の遠心チューブにプールすると、合計2本のチューブが得られます。単一強度の洗浄バッファーで容量を50mLに調整し、遠心分離ステップを繰り返します。ごく少量の洗浄バッファーを使用して、細かい絵筆でペレットを分散させ、次にスポイトを使用して粗ミトコンドリアペレットをチューブにプールします。
次に、ミトコンドリア懸濁液をスポイトで、2つの連続した0%から4%PVPの勾配に慎重に重ねます。チューブの重量のバランスをとるために単一強度の洗浄バッファーを使用し、摂氏 4 度で 40, 000 g で 40 分間遠心分離を行います。ブレーキを切ることを忘れないでください。
ミトコンドリアバンドの上の溶液の上部5センチメートルを慎重に吸引します。次に、ミトコンドリア溶液を2本のきれいなチューブに分配し、単一強度の洗浄バッファーで満たします。チューブの口をプラスチックパラフィンフィルムで覆い、数回反転させてコロイド密度勾配とミトコンドリアを均一に分布させます。
次に、31, 000 gで摂氏4度で15分間遠心分離し、低速ブレーキをかけます。上清を吸引し、単一強度の洗浄バッファーでチューブの量を最大50mLまで調整します。適切に混合するために、数回反転させます。
溶液を31, 000gで4°Cで15分間、スローブレーキで遠心分離します。上清を吸引し、続いて、200 lチップを修飾したピペットを使用して、ミトコンドリアペレットを500 lの単一強度洗浄バッファーに収集します。プランジャーを開いた状態で、970 lの空気飽和呼吸培地を反応チャンバーに加えます。
次に、改変ピペットを使用して150 gの全ミトコンドリアタンパク質と500 Mアデノシン三リン酸を反応チャンバーに加え、ミトコンドリア呼吸を測定します。マグネティックスターバーを使用して、ミトコンドリア懸濁液を連続的に攪拌します。プランジャーを閉じた後、[記録の開始]をクリックして酸素消費量を記録します。
1〜2分待って、安定した酸素消費を示す線形の酸素消費トレースを確認します。次に、5 mMのコハク酸を加え、酸素消費量を約2分間記録します。1 mMのアデノシン二リン酸を加え、さらに2分間酸素消費率を記録し続けます。
次に、1 mMのニコチンアミドアデニンジヌクレオチド水素を添加し、酸素消費量を約4〜8分間記録し続けます。次に、シトクロムC経路を阻害する試薬を添加し、代替オキシダーゼを介して酸素消費量を約2分間記録し続けます。KCN、ミキソチアゾール、およびアンチマイシンAはすべて呼吸器毒です。
MSDS データ シートの安全に関する指示に従うことが重要です。国によって、これらの阻害剤を実験で使用するための法律が異なることに注意してください。次に、5 mMのジチオスレイトールと10 mMのピルビン酸を添加して、代替オキシダーゼを活性化します。
そして、さらに5〜7分間録音を続けます。最後に、500 mM N-プロピルガレートを加え、2分間記録します。代表的なグラジエントで、グラジエント溶液の底部付近に緑がかった白色のミトコンドリア画分が存在することを示しています。
グラジエント溶液の上に存在するチラコイドおよびその他の汚染物質は、濃い緑色の帯で示されています。ミトコンドリアによる酸素消費の代表的な微量、酸素消費測定前の外膜の完全性を示す。外膜の完全性は良好に保存されており、約90%が無傷でした。
ミトコンドリアによる酸素消費の代表的な微量、基質、阻害剤、およびエフェクターを添加した後。結果は、シトクロームcが損なわれ、代替オキシダーゼ経路が明らかになりました。このビデオを見れば、植物のミトコンドリアを分離して分析する方法を十分に理解できるはずです。
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この記事では、植物のエネルギー生物学のさまざまな側面を研究するために、完全で純粋な植物ミトコンドリアを分離することについて説明しています。この方法により、研究者は少量の植物組織から機能的なミトコンドリアを得ることができ、呼吸、組成、代謝の研究を容易にします。
Isolation of functional mitochondria from plant tissues enables mechanistic de-risking of energy metabolism pathways in early discovery. This method supports target validation by providing purified organelles for substrate-specific respiration assays, improving predictive confidence in pathway interrogation. The approach facilitates translational continuity from basic mitochondrial function to stress tolerance models relevant to agricultural biotechnology pipelines.
The method integrates into discovery biology workflows by supplying purified mitochondria for hypothesis testing of respiratory chain components and metabolic pathway modulation.