効率的な生産とモデル システムの動脈分布に CRISPR 識別/Cas9 生成遺伝子のノックアウト
August 28th, 2018
対象となるゲノム編集モデルにおける動脈分布(ゼブラフィッシュ) は、CRISPR ベースのアプローチの出現によって大きく促進されています。ここで、生成・ ヘテロ二本鎖移動性試金が組み込まれたナンセンスの CRISPR 由来の対立遺伝子の同定と次世代シーケンシングによる突然変異の同定の合理化された、堅牢なプロトコルについて述べる.
この手順の全体的な目標は、ゼブラフィッシュでCRISPR/Cas9技術を使用して標的ゲノム編集を行い、堅牢で安価な方法で遺伝子ノックアウトを操作することです。この方法は、遺伝子が高次真核生物の発生過程にどのように寄与するかなど、脊椎動物モデルシステムの文脈における遺伝子の生物学的役割に関する重要な質問に答えるのに役立ちます。これらのシンプルで堅牢な手順により、学部生を含むあらゆるレベルの経験を持つ研究室の担当者が、ゼブラフィッシュの標的ゲノム改変を行うことができます。
この方法を初めて使用する個人は、CRISPR突然変異誘発の最適なゲノムターゲットを特定し、ゼブラフィッシュ胚マイクロインジェクションを実施し、修飾対立遺伝子を同定するための段階的な指示に従うことができるはずです。この方法は、必要な手法の1つ以上に慣れていない可能性のある学部生を対象としているため、この方法を視覚的に示しておくことが重要です。ガイドRNA産生のためのテンプレート特異的オリゴの設計に関するガイドラインは、テキストプロトコルに記載されています。
まず、Cas9タンパク質をバッファーに懸濁して、1ミリグラム/ミリリットルの溶液を生成します。この溶液は、後で使用するために摂氏マイナス80度の注射用アリコートに保管してください。次に、製造元の指示に従って、この記事の資料で提案されているようなin vitro転写キットでsgRNAを合成します。
RNAse遊離酢酸アンモニウム沈殿物を用いて、合成したsgRNAを精製します。合成したRNAに25マイクロリットルの5モル酢酸アンモニウムを加え、ボルテックスして溶液を混合します。次に、150マイクロリットルの200プルーフヌクレアーゼフリーエタノールをサンプルに加えます。
そして、反応をマイナス80°Cの冷凍庫に少なくとも20分間置きます。その後、サンプルを最高速度で遠心分離します。RNAペレットを乱さないように注意しながら、ピペットを使用して上清を取り除きます。
次に、70%エタノールを1ミリリットル加え、チューブを数回反転させてチューブから残留塩を洗い流します。再び最高速度で摂氏4度で7分間遠心分離します。P1000ピペットを使用して、ほとんどの溶液を取り出します。
次に、P200ピペットを使用して、ペレットを乱さずに残りの溶液をできるだけ多く除去します。RNAseの汚染を避けるように注意しながら、チューブ内に液滴が見えなくなるまで、清潔なスペースでペレットを乾燥させます。ペレットを30マイクロリットルのRNAseフリー水に再懸濁し、分光光度計を使用して製品を定量します。
マイナス80°Cで長期保存するための溶液を分注します。次に、300〜500ナノグラムのsgRNAを等量の2X RNAゲルローディング色素と混合します。次に、P1000ピペットを使用して、アガロースゲルウェルの破片をそれぞれ流動バッファーで数回取り除きます。
溶液をアガロースゲルウェルにロードし、ゲルを10ボルト/センチメートルで十分な時間泳動し、ゲル上のRNAバンドを分離します。時間は電気泳動装置によって異なる場合があります。一般に、染料のフロントはゲルの長さの2/3sまで実行する必要があります。
次に、核酸染色剤を使用してバンドを視覚化します。インタクト RNA は、ここに示すレーン 1 と 2 のように 1 つのバンドとして表示されます。分解されたRNAは、レーン3のような塗抹標本として実行されます。
まず、テキストプロトコルに記載されているように、注射を行う前夜にゼブラフィッシュの被験者を繁殖させる準備をします。次に、Cas9タンパク質とsgRNAを2対1の比率で組み合わせます。溶液を室温で5分間インキュベートし、Cas9とsgRNAがリボ核タンパク質複合体を形成します。
次に、十分なRNAseフリー水に0.5マイクロリットルの2.5%フェノール赤色溶液を加えて、最終容量を5マイクロリットルにします。注射針を準備するには、マイクロピペットプーラーを使用して1ミリメートルのガラスキャピラリーを引っ張ります。次に、得られたガラス針の先端をかみそりの刃で切断して、角度のついた開口部を取得します。
マイクロインジェクターに取り付けられたマイクロマニピュレーターに針を置きます。光学顕微鏡を使用して、針がペトリ皿に1ナノメートルの溶液を一貫して注入するまで、注入圧力を調整します。胚マイクロインジェクションを行う前に、色素のみの溶液を使用して針を準備し、コントロール胚を注入する練習をし、発生の24時間後の生存率を記録します。
注射されていないコントロールと比較して、90%以上の生存率を得ることができるはずです。次に、コントロール集団として10〜15個の胚を選択し、それらを別の標識シャーレに配置します。トランスファーピペットを使用して、残りの胚を室温の注入プレートに慎重に並べます。
解剖顕微鏡下で、各胚の卵黄嚢に1ナノリットルの溶液を注入します。次に、注入した胚を標識されたペトリ皿に戻し、メチレンブルーの1X E3培地で覆います。注入した胚を摂氏28度のインキュベーターに24時間置きます。
次に、注入された胚を検査して、死亡した個体または異常に発達している個体を切除します。まず、注入された胚を含むプレートから5つの72時間齢の胚を2セット、および注入されていない対照群から5つの72時間経過の胚を1セットをマイクロ遠心チューブに収集します。各胚セットから培地を静かにピペットで取り出し、麻酔をかけます。
2分後に麻酔薬を取り外し、45マイクロリットルの50ミリモル水酸化ナトリウムを追加します。次に、サンプルを95度で10分間インキュベートします。次に、インキュベーターからサンプルを取り出し、室温まで冷まします。
5マイクロリットルの1モルpHトリス塩酸塩を加え、サンプルを激しくボルテックスします。次に、溶液を室温で最高速度で3分間遠心分離します。ゲノムDNAを含む上清を新しい標識チューブに移し、gDNAをマイナス20°Cで保存します。
本文に記載されているように、sgRNA標的領域の周囲を増幅するように設計されたプライマーを使用して、ヘテロデュプレックス解析用のPCRフラグメントを増幅します。PCRクリーンアップキットを使用して、PCR反応の産物を精製します。サンプルを30マイクロリットルの水で希釈し、分光光度計を使用してDNAを定量します。
PCRアンプリコンの入ったチューブを沸騰水浴のフローティングラックに入れます。次に、30%ポリアクリルアミドを使用して15%ポリアクリルアミドTBEゲルを調製します。ゲルが固まったら、TBEランニングバッファー付きの電気泳動装置に入れます。
次に、500ナノグラムの再アニーリングされたPCR産物をロードし、sgRNAサンプルの各セットの隣にコントロールをロードします。ゲルを150ボルトで2時間半、または染料の前面がゲルの底に来るまで泳がせます。ゼブラフィッシュの胚を注入して成体になるまで成長し、HMAにヘテロデュプレックスバンドを示します。
HMAを解釈するには、野生型の非注入コントロールのPCRからのホモデュプレックスバンドの強度を、対応する注入サンプルと比較します。十分な切断が行われた場合、注入された魚からのバンドの強度は、野生型コントロールよりも約50%低くする必要があります。潜在的な創設者の親魚にインデルの存在を確認するには、0.004%トリカインで魚を麻酔し、きれいなカミソリの刃を使用して尾びれの1/2〜3/4を取り除きます。
次に、尾を45マイクロリットルの50ミリモル水酸化ナトリウムに入れます。魚を回収タンクに戻し、前述のようにgDNA抽出を行います。次に、テールクリップgDNAでHMAを行い、CRISPR注入によって個体が正常に修飾されたかどうかを判断します。
次に、尾部DNAにヘテロデュプレックスバンドを示す成体を野生型の魚に繁殖させます。ファウンダーフィッシュを選択して、プールのHMA分析に基づいてF1フィッシュを生成します。最後に、目的の魚のgDNAを配列決定して、インデルの性質を特徴付けます。
CRISPR試薬の作製とマイクロインジェクションが成功した後、ゼブラフィッシュの胚の明白な表現型とインデル形成についてHMAを用いて分析しました。Cas9はチロシナーゼでのインデル形成を誘発し、色素沈着の喪失をもたらし、受精後48時間で容易にスコアリングされます。明白な発生表現型をもたらさないCRISPR修飾対立遺伝子の同定は、HMAを用いて行われる。
目的遺伝子の標的化が成功すると、ヘテロ二本鎖バンドが形成され、レーン3や4などのホモデュプレックスバンドの強度が減少します。脊椎動物と協力することには倫理的な責任が伴うことを忘れないでください。このプロトコルでは、ノックアウトを得るために必要なゼブラフィッシュの数を最小限に抑える戦略を説明しています。この目標は、この手順を実行する際に考慮すべき目標です。
この手法を習得すれば、CRISPR修飾対立遺伝子を保有するゼブラフィッシュを迅速に生成し、同定することができます。ゼブラフィッシュは、生殖細胞系に高効率で伝達されます。重要なことに、この手法は、学部生や経験の少ない他の人に適した低コストのアプローチになるように最適化されています。このビデオを見れば、ゼブラフィッシュを使用してCRISPRベースの遺伝子ノックアウトアプローチを簡単に設計し、実装する方法を十分に理解できるはずです。
概要
この記事では、CRISPR/Cas9技術を用いたゼブラフィッシュの標的ゲノム編集のための効率化されたプロトコルを紹介します。これは、ヘテロデュプレックス移動度アッセイや次世代シーケンシングを含む技術の組み合わせを通じて、CRISPR由来のナンセンスアレルの生成と同定を重視しています。
主要な研究構成要素
科学の分野
- 遺伝学
- 発生生物学
- モデル生物
背景
- ゼブラフィッシュは遺伝子機能を研究するための重要な脊椎動物モデルとして機能します。
- CRISPR/Cas9技術により、正確なゲノム編集が可能になります。
- 遺伝子役割の理解は、高等真核生物の発生プロセスを解明するのに役立ちます。
- この方法は、すべての経験レベルの研究者にアクセス可能です。
研究の目的
- ゼブラフィッシュにおける遺伝子ノックアウトを生成するための堅牢なプロトコルを提供すること。
- CRISPR編集から生じる変異の同定を容易にすること。
- 研究者が発生生物学における遺伝子機能を探索できるようにすること。
使用された方法
- マイクロインジェクション用にCas9タンパク質とsgRNAの調製。
- CRISPRコンポーネントによるゼブラフィッシュ胚のマイクロインジェクション。
- 変異を同定するための次世代シーケンシングの使用。
- 変異分析のためのヘテロデュプレックス移動度アッセイ。
主要な結果
- ゼブラフィッシュにおけるCRISPR由来のナンセンスアレルの成功的な生成。
- マイクロインジェクション後の注入胚の高い生存率。
- シーケンシング技術を用いたゲノム修飾の効果的な同定。
- 様々な経験を持つ研究者にとってのこの方法の適用可能性のデモンストレーション。
結論
- このプロトコルは、ゼブラフィッシュにおける標的ゲノム編集のための信頼できるアプローチを提供します。
- これは、脊椎動物モデルにおける遺伝子機能の研究能力を高めます。
- この方法は、研究者や学生を問わず簡単に採用できます。
よくある質問
Executive Industry Relevance
This protocol enables rapid, cost-effective generation of gene knockouts in zebrafish, a key vertebrate model for target validation and phenotypic screening in early drug discovery. By providing a streamlined workflow for CRISPR-based genome editing accessible to researchers of all experience levels, it supports mechanistic de-risking and predictive confidence in therapeutic hypothesis testing. The method reduces resource requirements while maintaining high germline transmission efficiency, aligning with enterprise goals for scalable, reproducible discovery biology.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of gene function through protein-null allele generation in a vertebrate system.
- Operational Value: Supports rapid target validation using zebrafish embryos with high survival rates post-microinjection.
- Predictive Value: Facilitates biological de-risking by linking genotype to phenotype in a disease-relevant model.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Generates modified alleles suitable for downstream phenotypic and functional screening assays.
- Operational Value: Employs heteroduplex mobility assay (HMA) and NGS for standardized, quantitative indel detection.
- Scalability: Designed to minimize fish and equipment needs, enabling high-throughput allele identification.
Translational & Preclinical Research
- Translational Continuity: Uses zebrafish as a disease-relevant system to bridge discovery and preclinical validation.
- Mechanistic De-risking: Confirms germline transmission of CRISPR modifications, supporting F1 generation for inheritance studies.
- Predictive Confidence: Enables characterization of indels via NGS to predict functional impact of genetic perturbations.
Pipeline & Workflow Integration
The method integrates into early discovery workflows, supporting progression from target hypothesis to lead identification through reliable genome editing in zebrafish.
- Discovery Biology: Enables hypothesis testing via targeted gene knockout in a vertebrate model with high editing efficiency.
- Screening: Produces validated biological systems for assay development using HMA-confirmed founder fish.
- Analytics: Provides quantitative mutation analysis through HMA band intensity comparison and NGS-based indel sequencing.
- Translational Research: Supports continuity from gene editing to phenotypic assessment in developing zebrafish embryos.
- Enterprise Reuse: Optimized for low cost and undergraduate accessibility, enabling broad laboratory adoption and reagent sharing.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Predictive confidence in target validation through precise, CRISPR-generated nonsense alleles.
- Operational Value: Standardization and reproducibility via streamlined sgRNA preparation and microinjection protocols.
- Strategic Value: Reduced late-stage biological risk through early functional gene interrogation in a vertebrate system.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of targets based on germline transmission and phenotypic outcomes.
Implementation Considerations
- Requires expertise in molecular cloning, embryo handling, and nucleic acid extraction techniques.
- Dependent on access to microinjectors, thermocyclers, gel electrophoresis, and spectrophotometry for QC.
- Necessitates standardization of sgRNA design and Cas9-sgRNA ribonucleoprotein complex formation across users.
- Adaptation considerations include varying sgRNA efficiency and potential mosaicism in injected embryos.
- Practical limitations include the need for phenotypic screening to distinguish functional knockouts from silent indels.
Biopharma FAQs
Chapters in this video
0:05
Title
1:09
Preparation of CRISPR-reagents for Embryo Microinjection
4:03
Microinjection of CRISPR-components into Zebrafish Embryos
6:12
Analysis of Efficiency of Indel Formation Using an HMA
8:45
Identification and Propagation of Knock-out Lines
9:45
Results: Zebrafish Embryos Exhibit a Pigment Defect when Injected with an sgRNA Targeting Tyrosinase at the One Cell Stage
10:32
Conclusion
