Name: 神経刺激誘導馬の左反回神経に近い自家幹細胞注入 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 36 s
Description: 学ぶ馬の反回神経近くへの自家幹細胞注入法。電気神経刺激装置を用いて最小侵襲で幹細胞を採取・注入し、馬の反回神経症の治療と周囲神経障害への応用を探索する再生医療技術です。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

研究は、モン ・ ル Soie 馬研究所によって賄われています。

リエージュ大学の動物の倫理的な使用のための委員会は、研究プロトコルを承認しました。
1. 筋 Microbiopsy
<ol><li>目視検査と触診、肘のポイントと肩のポイントの間の正中線約上腕三頭筋長頭でサンプル サイトを識別します。</li>
	<li>電気クリッパーと約 2 × 2 cm2のゾーンをクリップします。クリップされた領域上の 1 分の polyiodide 液体石鹸とアルコール湿布から成る手術時手洗いを適用します。クリップと消毒ゾーンの中心に 25 G 針 2% リドカイン液の 1 mL 皮下注入します。</li>
	<li>抗菌ハンドソープで手をスクラブします。滅菌手袋をつけます。生検針と、トロカールに置く滅菌表面として使い捨て滅菌ドレープを使用します。</li>
	<li>図 1 bと1 cに示すようにバネ機構を引いて、半自動の 14 G 生検針を腕します。そのメカニズムに精通して得るために生検針をリリースします。滅菌の面に武装した生検針を置きます。トロカールは、カニューレと図 1に示すようにの閉鎖から成っているに精通を取得します。</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58023/58023fig1.jpg"> 図 1: 生検針セット。生検針のセットで構成されています (、) カニューレとその閉鎖と生検針 (上から下)。他のパネルの (b) に生検針を表示、中立的な (c) 武装の位置。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58023/58023fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<ol start="5"><li>カニューレと、閉鎖を組み立てることによって、トロカールを準備し、ロックされた位置でそれらを保ちます。以前鈍感ゾーンを介して皮膚に垂直に、トロカールを紹介します。トロカールの先端が約 1.5 cm の位置に、トロカールを進める筋肉の奥深くに。トロカールを取り出して、その閉鎖からカニューレを切り離して考えるし、滅菌表面上、閉鎖を置きます。</li>
	<li>カニューレを通じて武装生検針をご紹介します。針と筋肉に皮膚切開カニューレを紹介します。上腕三頭筋の長頭の真ん中に針の先端がある位置に針を進めます。</li>
	<li>生検針を解放し、カニューレと生検針を引き出します。カニューレから生検針を引き出します。滅菌の表面にカニューレを残します。</li>
	<li>片方の手でスプリングを引っ張ってくると他でそれを保持して生検針を開きます。 注: 試料が生検針の先端に表示されます。</li>
	<li>2 番目の人の助けを借りて、サンプル中に含まれているサンプル チューブを開きます。19 G の注射針を使用して、生検針から小さな筋肉部分を削除します。サンプリング中に筋肉のサンプルを置きます。スクリュー キャップとチューブを閉じ、そっとそれを傾ける 2 x サンプルが中に浮いていることを確認します。</li>
	<li>生検針を腕します。滅菌の表面からカニューレと武装した生検針とカニューレを再構築します。武装の針と前述したように、皮膚切開カニューレを紹介します。筋肉組織の約 20 mg のサンプリングまでに 2-3 x サンプル手順を繰り返します。サンプリング チューブを閉じます。優しく回すチューブ 2 サンプリング媒体と筋肉部分をミックスする x。</li>
	<li>4 に 8 ° c の一定温度で研究室にサンプルを出荷します。 注: 実験室は、サンプルを処理します。プロトコルはここで一時停止することができます。</li>
	<li>プロシージャは忍し、サンプリング側に痛みは観測されていません。サンプリング サイトで観測された筋肉痛の万一の場合に、適切な鎮痛処置を管理します。</li>
</ol>2. 細胞の治療
注: 本研究で使用されている幹細胞コースタースらによって記述されたメソッドによると準備されています。7. 自分の記事では、セルの特性についても説明します。
<ol><li>熱不活化ウシ胎児血清、ペニシリン (1,000 IU/mL) の 5 mL の 20% を追加することによって特定の培養培地、DF20 の準備-ストレプトマイシン (10,000 μ G/ml)、市販の 500 mL のボトルにアムホテリシン B (250 μ g/mL) の 2.5 mLグルタミンとフェノールレッド培。</li>
	<li>24 マルチも皿の内側 16 井戸のそれぞれに DF20 培地の 150 μ L を注ぐ。残りのウェルにリン酸緩衝生理食塩水 (PBS) [(200 mg/L) 塩化カリウム、カリウム リン酸単相性 (200 mg/L)、塩化ナトリウム (8,000 mg/L)、およびダイフェーズ リン酸カリウム (2,160 mg/L) 】 の 1 mL を注ぐ。</li>
	<li>リンス小さな筋肉の部分 PBS で 2 倍。メスと鉗子の助けを借りて、非常に小さな断片に分割する、ウェルの皿の各内側 - 16 (メスの刃の先端のサイズ) の小片を置きます。</li>
	<li>次の条件で維持インキュベーター多よく皿を配置: 37 ° C、21% O2、および 5% CO2。井戸を倒立顕微鏡下で毎日監視し、セルが乾くを防ぐために必要に応じて DF20 の 50 μ L を追加します。 注: 約 10 d 後十分な細胞を幹細胞の隔離を許可する外植体から成長があるでしょう。プロトコルはここで一時停止することができます。</li>
	<li>外植体細胞のハローが、筋肉の周り表示のとき、筋肉組織の外植体を破棄します。各ウェルにトリプシン EDTA を含むソリューションの 150 μ L を使用してセルを切断: 文化媒体を廃棄し、1 ml の PBS のセルを洗浄、破棄、PBS、37 ° C で最大 10 分のトリプシン溶液を追加トリプシンの作用を停止、細胞懸濁液を収穫し、37 ° c. で 10 分の 200 x gで細胞懸濁液を遠心し、培養培地を追加します。上澄みを廃棄し、バランスの取れた塩溶液でペレットを中断します。</li>
	<li>3 層 (15%、25%、35%) の不連続密度勾配の細胞懸濁液を転送します。細胞懸濁液および 25 ° C で 20 分間 1,250 x gで不連続密度勾配ソリューションを含むチューブを遠心分離します。遠心のブレーキを使用しないでください。遠心分離後不連続密度勾配液の異なる層の間に表示される密度の異なる細胞画分を観察します。</li>
	<li>15 と 25% の間の小数と文化を続行します。管に転送し、バランスの取れた塩溶液で洗ってください。37 ° c. で 10 分の 200 x gで細胞懸濁液を遠心分離します。上清を捨てます。DF20 の 1 mL にペレットを中断するのに進みます。DF20 の 6 mL で 25 cm2の表面で細胞培養用フラスコを自動設定します。事前の細胞培養用フラスコにセルを転送し、それらを以下の条件でインキュベーターで文化: 5% CO221% O2、37 ° C。 注: プロトコルはここで一時停止することができます。</li>
	<li>毎日倒立顕微鏡下で細胞を監視します。必要に応じて培養液を変更 (古い媒体を廃棄し、新しい培養液 6 mL を追加)。光学顕微鏡を使用して、定義済みの倍率で培養皿の細胞層を観察することによって細胞の合流を決定します。細胞で占められている皿の表面を推定します。合流点を評価できるようにすべての観察のための固定顕微鏡倍率で動作します。セルは、皿の表面の 85% を占め、細胞の通路を進みます。</li>
	<li>セルが合流、ステップ 2.4 で説明されているように同じプロトコルでトリプシン EDTA を含むソリューションを使用して分離します。その後、37 ° c. で 10 分の 200 x gで細胞懸濁液を遠心分離します。上澄みを廃棄し、DF20 の 5 mL のセルの巻き上がりを続行します。DF20 の 25 mL が充填された 175 cm2の細胞培養用フラスコに入れます。以下の条件でインキュベーターでフラスコを配置: 37 ° C、21% O2、および 5% CO2。 注: プロトコルはここで一時停止することができます。</li>
	<li>毎日倒立顕微鏡下で細胞を監視します。必要に応じて、メディアを変更 (古い媒体を廃棄し、新しい媒体の 30 mL を追加)。セルが合流、ステップ 2.4 で説明されているようにトリプシン-EDTA を使用して分離します。その後、37 ° c. で 10 分の 200 x gで細胞懸濁液を遠心分離します。上澄みを廃棄し、DF20 の 6 mL のセルを中断します。6 175 cm2フラスコに細胞懸濁液の場所 1 mL、DF20、25 mL が充填された、37 ° c (21% O2と 5% CO2) CO2インキュベーターでそれらを文化します。</li>
	<li>毎日倒立顕微鏡下で細胞を監視します。必要に応じて、メディアを変更 (古い培地を除去し、各フラスコに新しい媒体の 30 mL を追加)。セルが合流、2.5 の手順で説明されているようにトリプシン-EDTA を使用して分離します。それらを遠心分離機で 37 ° C と各ステップで上清を捨て 10 分の 200 x gで 3 倍。</li>
	<li>カウントと光学顕微鏡 Bürker の助けを借りてのセルをカウントします。特定の凍結保存中の 1000 万セル/mL の細胞懸濁液を準備します。</li>
	<li>1 x 107細胞凍結保存培地 1 mL の用量を急速冷凍、液体窒素の気相での使用まで保管します。 注: プロトコルはここで一時停止することができます。</li>
	<li>最終的な使用のドライアイスにバイアル内のセルを出荷します。</li>
</ol>3. セルの注入
注: 幹細胞の注入を実行するには、2 人が必要。
<ol><li>部屋の温度に徐々 に細胞懸濁液を温めます。懸濁液を 2 mL 注射器に吸引します。</li>
	<li>馬を頚静脈に 19 G の注射針のデトミジン 10 μ g/kg を注入することで落ち着いた。馬の特性のヘッドダウン位置によって見えるようになります鎮静の完全な効果をして 5 分待ちます。</li>
	<li>図 2に示すように、クリッパーで馬の左喉頭領域に 20 × 10 cm2のゾーンをクリップします。クリップされた領域に、手術時手洗い法 polyiodide 石鹸とアルコールを適用します。</li>
	<li>馬の左の鼻孔を通して柔軟な標準ビデオ内視鏡を置き、鼻咽頭に向かって進みます。披裂軟骨と喉頭蓋の両方の完全なビューを取得するまでは、内視鏡の位置を調整します。プロシージャの間にこの位置に内視鏡を保持し、演算子に対する内視鏡の画面を有効にします。</li>
	<li>神経刺激装置の否定的な電極に刺激/注射針を接続します。針の無菌状態を維持します。神経刺激装置の肯定的な電極を切り取られた皮膚の領域に立ち往生している電極パッチに接続します。</li>
	<li>注入ラインに細胞懸濁液の入った注射を接続し、システムの空気を追跡するチューブを自動設定します。システムの音量を覚えて、同じ滅菌生理食塩量の注射器を準備します。</li>
	<li>この手法に慣れていない場合、は、関心領域の解剖学的構造を可視化する消毒 5 に 7 MHz リニア超音波探触子を使用します。滅菌された超音波ゲルを結合を使用して、画質を上げます。喉頭及び喉頭の背側領域で実行される容器を視覚化します。</li>
	<li>一度領域の解剖学に精通している、喉頭の背側面に向かって刺激/注射針をご紹介します。喉頭の背側面に近づくと、神経刺激装置 2 の電流で 1 Hz 刺激モードで起動 mA。</li>
	<li>そっと観察内視鏡画面観ながら反回神経の位置へ針を移動します。左披裂軟骨の外転運動、ビデオ画面に表示されて、すぐに場所に針を保ちつつ、動きが消えるまで電流を低減します。</li>
	<li>針の理想的な位置を識別します。0.5 でモーター応答の損失と見なす神経から理想的な距離として mA。披裂軟骨の動きが 0.4 より低い電流で保持するとき mA、intraneuronal 注入が発生すると、セルを挿入しません。</li>
	<li>0.5 mA, モーター応答の損失 107自家幹細胞を含む細胞懸濁液を注入し、準備生理食塩液を注入ラインをフラッシュで 3.6 はステップします。これは、注射筒に残った細胞の懸濁液の残りの部分を挿入します。</li>
	<li>細胞の投与、針と内視鏡を取る。</li>
	<li>馬の鎮静からの回復をしましょう。生検のためにそれ以上の治療は不要です。</li>
</ol>

<ol><li>Duncan, I. D., Griffiths, I. R., Madrid, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+light+and+electron+microscopic+study+of+the+neuropathy+of+equine+idiopathic+laryngeal+hemiplegia%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropathology+and+Applied+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">A light and electron microscopic study of the neuropathy of equine idiopathic laryngeal hemiplegia.</a> Neuropathology and Applied Neurobiology. 4 (6), 483-501 (1978).</li>
<li>Cahill, J. I., Goulden, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Equine+laryngeal+hemiplegia.+IV.+Muscle+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22New+Zealand+Veterinary+Journal%22%5BJournal%5D)">Equine laryngeal hemiplegia. IV. Muscle pathology.</a> New Zealand Veterinary Journal. 34 (11), 186-190 (1986).</li>
<li>Dixon, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laryngeal+paralysis%3A+a+study+of+375+cases+in+a+mixed-breed+population+of+horses%5BTitle%5D)+AND+%22Equine+Veterinary+Journal%22%5BJournal%5D)">Laryngeal paralysis: a study of 375 cases in a mixed-breed population of horses.</a> Equine Veterinary Journal. 33 (5), 452-458 (2001).</li>
<li>Dixon, P. M., Robinson, E., Wade, J. F. Review of the pathological changes in equine recurrent laryngeal neuropathy. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/260058172_Havemeyer_Foundation_Monograph_Series_No_11_Proceedings_of_a_Workshop_on_EQUINE_RECURRENT_LARYNGEAL_NEUROPATHY_Editors_P_M_Dixon_E_Robinson_and_J_F_Wade_7th_-_10th_September_2003_Stratford-upon-Avon_U">Havemeyer Workshop on Equine Laryngeal Neuropathy. Havemeyer Monograph Series No. 11</a>. , R&W Publications. Newmarket, UK. 9-11 (2003).</li>
<li>Biasutti, S., Dart, A. J., Jeffcott, L. B. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1111/eve.12553">A review of recent developments in the clinical application of prosthetic laryngoplasty for recurrent laryngeal neuropathy: Indications, complications and outcome.</a> Equine Veterinary Education. 29 (6), 337-345 (2016).</li>
<li>Barnett, T. P., O'Leary, J. M., Parkin, T. D. H., Dixon, P. M., Barakzai, S. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-Term+Maintenance+of+Arytenoid+Cartilage+Abduction+and+Stability+During+Exercise+After+Laryngoplasty+in+33+Horses%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Surgery%22%5BJournal%5D)">Long-Term Maintenance of Arytenoid Cartilage Abduction and Stability During Exercise After Laryngoplasty in 33 Horses.</a> Veterinary Surgery. 42 (3), 291-295 (2013).</li>
<li>Ceusters, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+skeletal+muscle+to+stem+cells%3A+an+innovative+and+minimally-invasive+process+for+multiple+species%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">From skeletal muscle to stem cells: an innovative and minimally-invasive process for multiple species.</a> Scientific Reports. 7 (1), 696(2017).</li>
<li>Ding, D. C., Shyu, W. C., Lin, C. Z. Mesenchymal Stem Cells. Cell Transplantation. 20 (1), 5-14 (2011).</li>
<li>Jiang, L., Jones, S., Jia, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+Cell+Transplantation+for+Peripheral+Nerve+Regeneration%3A+Current+Options+and+Opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Stem Cell Transplantation for Peripheral Nerve Regeneration: Current Options and Opportunities.</a> International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 94(2017).</li>
<li>Tohill, M., Mantovani, C., Wiberg, M., Terenghi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells+express+glial+markers+and+stimulate+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Rat bone marrow mesenchymal stem cells express glial markers and stimulate nerve regeneration.</a> Neuroscience Letters. 362 (3), 200-203 (2004).</li>
<li>Ji, J. F., He, B. P., Dheen, S. T., Tay, S. S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+of+Chemokines+and+Chemokine+Receptors+Mediate+the+Migration+of+Mesenchymal+Stem+Cells+to+the+Impaired+Site+in+the+Brain+After+Hypoglossal+Nerve+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Interactions of Chemokines and Chemokine Receptors Mediate the Migration of Mesenchymal Stem Cells to the Impaired Site in the Brain After Hypoglossal Nerve Injury.</a> Stem Cells. 22 (3), 415-427 (2004).</li>
<li>Urmey, W. F. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16682917">Using the nerve stimulator for peripheral or plexus nerve blocks.</a> Minerva Anesthesiologica. 72 (6), 467-471 (2006).</li>
<li>De Andrés, J., Sala-Blanch, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+nerve+stimulation+in+the+practice+of+brachial+plexus+anesthesia%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Regional+Anesthesia+and+Pain+Medicine%22%5BJournal%5D)">Peripheral nerve stimulation in the practice of brachial plexus anesthesia: a review.</a> Regional Anesthesia and Pain Medicine. 26 (5), 478(2001).</li>
<li>Robinson, N. E. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/j.2042-3292.2004.tb00323.x">Consensus statements on equine recurrent laryngeal neuropathy: conclusions of the Havemeyer Workshop.</a> Equine Veterinary Education. 16 (6), 333-336 (2004).</li>
<li>The BMJ: Rank Score Tests. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.bmj.com/about-bmj/resources-readers/publications/statistics-square-one/10-rank-score-tests">https://www.bmj.com/about-bmj/resources-readers/publications/statistics-square-one/10-rank-score-tests</a> (2018).</li>
<li>Hahn, C. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+ultrastructural+evidence+that+recurrent+laryngeal+neuropathy+is+a+bilateral+mononeuropathy+limited+to+recurrent+laryngeal+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Equine+Veterinary+Journal%22%5BJournal%5D)">Histological and ultrastructural evidence that recurrent laryngeal neuropathy is a bilateral mononeuropathy limited to recurrent laryngeal nerves.</a> Equine Veterinary Journal. 40 (7), 666-672 (2008).</li>
<li>Orlic, D., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11287958">marrow cells regenerate infarcted myocardium.</a> Nature. 410 (6829), 701-705 (2001).</li>
<li>Kopen, G. C., Prockop, D. J., Phinney, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marrow+stromal+cells+migrate+throughout+forebrain+and+cerebellum%2C+and+they+differentiate+into+astrocytes+after+injection+into+neonatal+mouse+brains%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science%22%5BJournal%5D)">Marrow stromal cells migrate throughout forebrain and cerebellum, and they differentiate into astrocytes after injection into neonatal mouse brains.</a> Proceedings of the National Academy of Science. 96 (19), 10711-10716 (1999).</li>
<li>Dezawa, M., Takahashi, I., Esaki, M., Takano, M., Sawada, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sciatic+nerve+regeneration+in+rats+induced+by+transplantation+of+in+vitro+differentiated+bone+marrow+stromal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Sciatic nerve regeneration in rats induced by transplantation of in vitro differentiated bone marrow stromal cells.</a> European Journal of Neuroscience. 14 (11), 1771-1776 (2001).</li>
<li>Akiyama, Y., Radtke, C., Honmou, O., Kocsis, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remyelination+of+the+spinal+cord+following+intravenous+delivery+of+bone+marrow+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Remyelination of the spinal cord following intravenous delivery of bone marrow cells.</a> Glia. 39 (3), 229-236 (2002).</li>
<li>Mahanthappa, N. K., Anton, E. S., Matthew, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glial+growth+factor+2%2C+a+soluble+neuregulin%2C+directly+increases+Schwann+cell+motility+and+indirectly+promotes+neurite+outgrowth%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Glial growth factor 2, a soluble neuregulin, directly increases Schwann cell motility and indirectly promotes neurite outgrowth.</a> Journal of Neuroscience. 16 (15), 4673-4683 (1996).</li>
<li>Sanchez-Ramos, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+bone+marrow+stromal+cells+differentiate+into+neural+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Adult bone marrow stromal cells differentiate into neural cells in vitro.</a> Experimental Neurology. 164 (2), 247-256 (2000).</li>
<li>Farzamfar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sciatic+nerve+regeneration+by+transplantation+of+menstrual+blood-derived+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biology+Reports%22%5BJournal%5D)">Sciatic nerve regeneration by transplantation of menstrual blood-derived stem cells.</a> Molecular Biology Reports. 44 (5), 407-412 (2017).</li>
<li>Morrison, S. J., Shah, N. M., Anderson, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+mechanisms+in+stem+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Regulatory mechanisms in stem cell biology.</a> Cell. 88 (3), 287-298 (1997).</li>
<li>Brini, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+effect+of+human+adipose-derived+stem+cells+and+their+secretome+in+experimental+diabetic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Therapeutic effect of human adipose-derived stem cells and their secretome in experimental diabetic pain.</a> Scientific Reports. 7 (1), 9904(2017).</li>
<li>Liu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autologous+Bone+Marrow-Derived+Stem+Cells+for+Treating+Diabetic+Neuropathy+in+Metabolic+Syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Autologous Bone Marrow-Derived Stem Cells for Treating Diabetic Neuropathy in Metabolic Syndrome.</a> Biomed Research International. 2017, 8945310(2017).</li>
</ol>

著者が明らかに何もありません。

このプロトコルでは、神経刺激装置導かれるアプローチを使用して馬の反回神経を筋肉由来の自家幹細胞の成功のアプリケーションについて説明します。末梢神経への近さのこれらのセルの注入は元、筋肉 microbiopsy の標本と同様、分離、カルチャ、および幹細胞の特性の収穫を前に、詳細に記載されています。神経電気刺激で神経の電気ローカリゼーション本研究とのすぐ近くに反回神経幹細胞を注入するために使用されました。運動反応は鼻咽頭を介してビデオ内視鏡検査によって監視されました。針の配置プロセス中に他の神経が刺激された場合、対応する動きだった内視鏡画面上に表示。反回神経の正常な刺激は披裂軟骨の典型的な誘拐によって特徴付けられました。1 頭の馬の披裂筋の一過性麻痺を誘発する局所麻酔薬を注入しました。本研究では特に神経に近接で細胞のインプラントの成功をテストされていませんが神経と低電流で注入電気ローカリゼーション幹細胞が、神経の近くに適用されたことを証明しました。局所麻酔薬の注入によって誘起される成功したモーター ブロックによってさらに神経に、注入液の近接を示した。
残りの 5 頭の馬の正常の幹細胞の注入は 3 から 12 分へ変わるまでの最初の刺激から時間馬が若干鎮静電気刺激の遵守を増加中。いつでも拒絶反応を示した馬のどれも刺激の持続期間を示す延長ができ良い針の位置を取得する必要に応じて。急な学習曲線は、かどうかオペレーターが使っているこのテクニック定期的より多くの馬のさまざまな解剖学を観察する予定です。
馬はよく RLN 異常呼吸音につながる左披裂軟骨の麻痺の度合いによって特徴付けられる苦しみ、運動不耐性。影響を受ける神経の組織学では、末梢神経障害16の典型的な病変を明らかにします。末梢神経障害はさまざまな種類の障害の感覚、動きや臓器の機能につながる末梢神経病変を記述する用語です。原因は非常に変数であり、糖尿病や栄養不足、特定の薬による治療、外傷、虚血、感染がありますか彼らは特発性することができます。原因にかかわらず、末梢神経障害は、ワーラー変性、遠位索、節性脱髄などの一般的な病理組織学的兆候を共有します。損傷、末梢神経の幹細胞の管理; 彼らの再生のために有益なことが示されています。ただし、基になるメカニズムはよく理解されていません。伝統的に、間葉系幹細胞、脂肪、筋肉、軟骨、骨組織の前駆細胞に分化のみが、特定の条件下で彼らは心筋17、アストロ サイト18 に区別するために示されていると考えてください。、および髄細胞19末梢および中枢神経系19。体外培養中神経ペプチドへの露出は間葉系幹細胞の神経細胞マーカー21,22を発現する細胞への分化を支持します。いくつかの生体内での研究は、神経再生および坐骨神経損傷10,23のモデルラットの機能回復に間葉系幹細胞の効果を実証しています。組織固有のセル24に幹細胞の分化に寄与する良好な環境があると考えられます。今後の研究もこの RLN の影響を受けた馬の事前分化細胞の管理手法を調べる必要があります。
我々 の知る限り、これはそれを特定の治療法を注入するために末梢神経をローカライズする神経刺激装置の使用を説明する最初のレポート。神経因性疼痛などの様々 な種の他の末梢神経疾患は神経25,26への近さで幹細胞の投与によって扱うことができます。今後の研究は臨床患者のこの手法の効果をテストし、移行のリスクと注入された細胞の分化の可能性を調査します。

RLN は披裂軟骨麻痺の度合いによって特徴付けられる馬で上気道の一般的な病理です。喉頭の左側が最もよく影響を受けます。病気の有病率は、特定の馬の人口の 35% に達することができます。いくつかの仮説が病因とこの疾患の病因を説明しようとすると、RLN の正確な原因は不透明します。病理学は、脱髄がまたある程度検査の病変を有する反回神経の遠位索として記述されます。この索は、喉頭の内在筋と併用萎縮1,2の神経に します。この病理学は、緩徐進行性よく、患側3の披裂外転の総損失につながる可能性があります。
影響を受けた馬は、運動中の異常呼吸音を発するし、時々 より深刻なケースで運動不耐容を示します。喉頭拉致の部分的または全体の損失が1,2,4が観察される非鎮静の立っている馬に内視鏡検査によって確定診断をしました。現在、最も一般的な治療は、脳 cordectomy と関連付けられる時喉頭形成術 (として知られている「タッセル」)、です。これらの手術の成功率は優秀な5に良いと考えられるが、術後合併症が非常に多いです。最も一般的な合併症は、拉致の漸進的な損失です。バーネットら6は、馬の少なくとも 76% に術後最初の 6 週間以内拉致の少なくとも 1 つのグレードの損失を報告しました。義足の障害、咳、気道汚染などの他の合併症も報告されている5です。
実証済みの効率性に関する研究はまだ少ないが、間葉系幹細胞 (MSCs) は十年より多くのため馬医学の研究と実践の一部をされています。馬の成体の間葉系幹細胞の 2 つの最も一般的に悪用ソースは、骨髄や脂肪組織7です。両方のサンプリング手法は比較的侵襲性、十分な細胞数を常にもたらさない。最近、コースタースら7低侵襲 microbiopsy 技術によって得られる横紋筋組織由来幹細胞の培養をについて説明します。
MSCs は、自己複製、自己生成、率、および分化7,8が可能です。脂肪、骨、筋、軟骨のすべての胚葉に分化する能力は今確立9です。ただし、特定の環境条件の下で、彼らは非間葉系細胞、アストロ サイト、末梢神経系や脊髄9,10の髄の細胞などに区別できます。MSCs は、いくつか神経障害モデル10,11で既に使用されています。退化した神経組織の領域に移行して神経細胞を再生する能力は、局所および全身管理11後実証されています。また、MSCs から派生したシュワン細胞は細胞の残骸を削除し、軸索の成長と検査9促進神経栄養因子を分泌するマクロファージを採用できます。
本研究の目的は、健康な馬で左反回神経に近い筋自家幹細胞の神経刺激誘導注入のテクニックを説明します。通常、注射針に接続して神経刺激装置は、末梢神経電気局在化のためそのエリア12に局所麻酔薬を適用するために使用されます。弱い直流電流インパルスはモーター応答を誘導する神経への近さで提供されます。このモーターの応答を生成する能力は、針の導電性領域、針から神経までの距離、脈拍の持続期間、現在の適用、組織の任意のインピー ダンスなどのいくつかのパラメーターによって異なります。神経刺激針は、針の残りの部分を絶縁針の先端に非常に制限された導電性領域を持つ設計されています。このデザインは、正確に神経をローカライズするのに役立ちます。現代神経刺激はさまざまな組織インピー ダンスに適応し、コンピューターの設定定数のアンペア数を提供します。さらに、ほとんどのマシン使用パルス持続時間は 0.1 s、決定のパラメーターは現在の適用から針までの距離になるようです。針-神経の距離とモーター応答の生成に必要な流れとの関係は、クーロンの法則によって記述される: E = kQ/r;必要な刺激電荷、k はクーロンの定数、Q は最小限必要な刺激では、r は 2 つの電極間の距離。神経の電気ローカリゼーション、2 つの電極間の距離は、針を神経距離12と見なされます。電荷消散13針-神経の距離の逆二乗のルールを紹介。臨床実習はモーターが 0.5 mA 成功神経ブロックに相関の高い刺激を神経、低電流でモーターの信号の損失、偶発的な intraneuronal 注射の管理からユーザーがようにことを示しています。本研究の目的は、馬の限られた数の可能性とこの技術の安全性をテストすることです。可能性とこの技術の安全性を確認した場合は、影響を受ける馬に簡単に転送できます。さらに、馬 RLN は退行性ニューロパチーのためのモデルとして使用できます。

<table><tbody><tr><td>デトミジン(ドミジン)&nbsp;</td><td>薬局を通じて販売</td>された<td></td><td>デクラ</td></tr><tr><td>リドカイン(キシロカイン)&nbsp;</td><td>薬局を通じて販売</td>された<td>MoviantoTOF</td><td></td></tr><tr><td>ウォッチS(神経刺激装置)</td><td>アルセビア</td><td>79950161</td><td></td></tr><tr><td>TSKスターカット(生検針)</td><td>STSK実験室</td><td>SAG - 14090C</td><td></td></tr><tr><td>電気刺激針&nbsp;</td><td>Pajunk</td><td>001185-79</td><td></td></tr><tr><td>DMEM - F12 (培養液)</td><td>ロンザ</td><td>LO BE12-719F</td><td></td></tr><tr><td>熱不活性化 FBS</td><td>ライフテクノロジー</td><td>ズ 10500</td><td></td></tr><tr><td>ペニシリン-ストレプトマイシン</td><td>ロンザ</td><td>DE17-602E</td><td></td></tr><tr><td>アムホテリシン B (菌類ゾーン)</td><td>ロンザ</td><td>17-836E</td><td></td></tr><tr><td>リン酸緩衝生理食塩水</td><td>ロンザ</td><td>LO BE17-512F</td><td></td></tr><tr><td>24-マルチウェルディッシュ</td><td>コーニング</td><td>3524</td><td></td></tr><tr><td>トリプシン</td><td>ライフ テクノロジー</td><td>ズ 12604</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>ロンザ</td><td>LO BE10-508F</td><td></td></tr><tr><td>Percoll PLUS</td><td>GE ヘルスケア</td><td>17544502</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>シグマ</td><td>S8776</td><td></td></tr><tr><td>T-25 cm&sup2; フラスコ</td><td>Nunclon</td><td>136196</td><td></td></tr><tr><td>T-175 cm&sup2;フラスコ</td><td>Nunclon</td><td>178883</td><td></td></tr><tr><td>Cryostore CS5</td><td>Biolife ソリューション</td><td>205373</td><td></td></tr></tbody></table>

神経刺激誘導馬の左反回神経に近い自家幹細胞注入

Nerve Stimulator-guided Injection of Autologous Stem Cells Near the Equine Left Recurrent Laryngeal Nerve

再発喉頭神経 (RLN) はよく馬に影響を与える、異常呼吸音と運動不耐性が特徴です。反回神経の脱髄病変を示しています。髄の神経幹細胞を適用することの利点は、様々 な動物モデルで実証されています。研究の目的は、神経電気刺激装置を使用して健康な馬の可能性と自己筋由来間葉系幹細胞が左反回喉頭神経の周囲神経注射の安全性をテストすることだった。
筋肉由来の茎セルは、三頭筋から半自動 14 G 生検針で筋肉組織の 20 mg をサンプリングすることによって 5 つの健康なスタンダードブレッドから取得されます。喉頭の動きが監視を介して上気ビデオ内視鏡です。左反回神経は絶縁神経ブロック針で近づかれます。神経刺激を適用すると、開始値は 2 mA、および左披裂の成功の拉致を監視します。刺激強度が徐々 に低下します。0.5 でモーター応答の損失を観察するとき mA、107自家筋由来幹細胞を注入します。時間ポイントに盲目になる、2 つの審査 1 日目、7 日目、セルの注入後 28 日目、治療の前に馬の喉頭機能をスコアします。第 6 回馬 2% リドカイン 1 mL を注入して、さらに針の正しい位置を確認します。これ左披裂軟骨の一時的なまひ状態をもたらします。
本研究は、反回神経は神経電気刺激の助けを借りて、近づくことができる馬が容認神経の電気刺激はよくことを証明します。喉頭の機能の変更が認められなかった馬のいずれかの幹細胞の注入後。筋肉由来幹細胞 RLN に苦しんでの馬の周囲神経噴射の効果を記述するためにさらなる研究を実施しなければなりません。

リエージュ大学の動物の倫理的な使用のための委員会は、研究プロトコルを承認しました。モン ・ ル Soie 馬研究センターで研究馬の群れから六つの馬は、この研究で含まれていた。最初の馬の反回神経は電気刺激によってローカライズされました。図 2は、喉頭神経刺激装置における馬の左背外側面に挿入刺激針で使用される設定を示します。0.5 で披裂軟骨の動きの損失を観察するとき mA、2% リドカイン 1 mL を注入します。これはより高い電流で運動の不在と左披裂の一時的なまひ状態で起因しました。コントロール内視鏡、24 h 後、披裂軟骨の機能の完全な回復を明らかにしました。完全なプロトコルは、5 頭の馬で正常に繰り返されました。筋 microbiopsy に否定的な反応を示した馬のどれも。すべての馬で十分な細胞数は集合時間に成長しました。ロビンソンらによるとすべての 5 つの馬とか II.1 の喉頭機能スコア上気内視鏡検査を行った14が決定しました。すべての馬は、非常によく反回神経の神経刺激を容認しました。中または刺激または幹細胞の注入後副作用が認められなかった。
すべての内視鏡検査は、記録され、2 つの盲目の臨床医によって得点します。Wilcoxon ランク分析15テストとして、喉頭機能のプレ噴射スコアと幹細胞の注入後 1、7、および 28 日に得られたスコアの違いはありませんでした。表 1は、幹細胞と披裂軟骨の動きを誘発電流の注入針の挿入からの時間と同様に、異なる時点で全ての馬の喉頭のスコアをまとめたものと細胞注入場所。
本研究で使用されている電池によると作製したプロトコルは以前7を公開します。すべての画分から細胞過形成分化することができた、CD90 と CD44 表現、CD45 と MHC II を表現しなかった、クローン能力を持っていた。15-25% の端数の細胞は、彼らは CD90 と最大増殖能力の最大の式を示したために、さらに処理を選択されています。
本研究の目的は破損した末梢神経を再生成する手順の実行可能性をテストするだけ、smal の反回喉頭神経幹細胞の注入の安全性を評価するために幹細胞アプリケーションの効率性をテストすることでした。l 健康馬の数です。5 で内視鏡の機能上の変更の不在馬注入後 28 日までと、4 つ 5 つの臨床的兆候のない馬の注射、可能性とプロシージャの安全性を確認した後、1 年間。1 頭の馬は、研究に関係のない理由のフォロー アップの期間に安楽死しなければならなかったと。馬の小さい数で安全であることを証明する技術が、本研究に含まれている馬の数は稀なでき事の不在を示すためには低すぎます。
<table fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>注射の前に</td>
			<td>時間 (分) の注入</td>
			<td>インジェクション (mA) の電流</td>
			<td>1 日目にスコア ポスト噴射</td>
			<td>7 日目にスコア ポスト噴射</td>
			<td>28 日目にスコア ポスト噴射</td>
		</tr>
<tr>
<td>馬 1 (スタンダードブレッド、マーレ、16 歳)</td>
			<td>II.1</td>
			<td>12</td>
			<td>0.5</td>
			<td>私</td>
			<td>II.1</td>
			<td>II.1</td>
		</tr>
<tr>
<td>馬 2 (スタンダードブレッド、マーレ、22 歳)</td>
			<td>私</td>
			<td>3</td>
			<td>0.7</td>
			<td>私</td>
			<td>私</td>
			<td>私</td>
		</tr>
<tr>
<td>馬 3 (スタンダードブレッド、マーレ、11 歳)</td>
			<td>II.1</td>
			<td>4</td>
			<td>0.5</td>
			<td>II.2</td>
			<td>II.1</td>
			<td>II.1</td>
		</tr>
<tr>
<td>馬 4 (スタンダードブレッド、マーレ、12 歳)</td>
			<td>私</td>
			<td>7</td>
			<td>0.5</td>
			<td>私</td>
			<td>II.1</td>
			<td>私</td>
		</tr>
<tr>
<td>馬 5 (スタンダードブレッド、マーレ、10 歳)</td>
			<td>私</td>
			<td>3</td>
			<td>0.7</td>
			<td>II.1</td>
			<td>私</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>表 1: 炎の特徴と喉頭機能馬のスコア。この表は、1、7、および注入後 28 日自家筋由来間葉系幹細胞の注入と前に、と 5 つの健康馬の喉頭のスコアの前に任意の披裂軟骨の動きをさせられる最低の電流注入時左喉頭反回神経への近さ。本研究に関係のない理由のため注入後日 28 馬 #5 がコントロール可能でした。スコアは、ロビンソンらによって記述されたスコアを参照してください。14します。 ここでは、スコア両方の披裂軟骨の動きが同調し、左右対称、両方の披裂軟骨の完全な外転を取得・保有できることを意味します。スコア II.1 は、披裂軟骨の動きが非同期または特定の時間に非対称があることを意味ただし、両方の披裂軟骨の完全な外転を取得・保有できます。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58023/58023fig2.jpg"> 図 2: 幹細胞の注入の間に設定します。神経刺激針を喉頭の左側に導入し、左反回神経の方に指示します。神経刺激装置は、0.8 に設定されて mA。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58023/58023fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

ここでは、神経電気刺激の助けを借りて反回神経への近さの自家筋由来幹細胞を注入するためのプロトコルを提案する.この手法は、馬再発喉頭神経障害の治療のために有用になるかもしれない。

Recurrent laryngeal neuropathy (RLN) commonly affects horses and is characterized by abnormal respiratory sounds and exercise intolerance. The recurrent ...

この方法は、末梢神経障害の幹細胞ベースの治療に関する重要な質問に答えるのに役立ちます, 特に馬再発喉頭神経障害のための.この技術の主な利点は、幹細胞の収穫が最小限の侵襲性であり、注射方法が他の末梢神経障害にも転移できることである。この技術の意味は、幹細胞が注射前に目的の他の細胞に分化することができるので、他の細胞タイプの他の研究にも及ぶ。この方法の視覚的なデモンストレーションは、喉頭運動のビデオ内視鏡的制御および神経刺激技術の操作が学ぶのが難しい可能性があるため、非常に重要です。腕上筋の長頭のサンプル部位を目視検査と触診により、肘の点と肩の点の間の正中線について特定する。電気バリカンを使用して約2センチメートルの面積を剃り、露出した皮膚に1分間ポリヨウ化液体石鹸とアルコール圧縮からなる外科スクラブを適用します。25ゲージ針を用いて、2%リドカイン溶液の1ミリリットルを、分解された領域の中心に皮下注射する。清潔な抗菌ハンドソープで消毒し、滅菌手袋を着用した後、使い捨ての滅菌ドレープに半自動14ゲージ生検針を置き、スプリング機構を引っ張って針を武装します。ロックされた位置にカニューレとオブチュレーターを組み立ててトロチャーを形成し、鈍感化した皮膚を垂直にトロチャーを導入し、約1.5センチメートルを下敷筋組織に入れる。その後、トロチャーを取り出し、無菌ドレープの上にオブチュレータを置きます。カニューレを通して針を導入します。次に、針の先端が三頭筋の頭の真ん中に入るまで、皮膚切開部を通して針とカニューレを筋肉に導入する。次に、生検針を解放し、針とカニューレを一緒に筋肉から引き出し、カニューレから針を取り出します。片方の手で針を持ちながら、検体が生検針の先端に見えるまで、片手でスプリングを引っ張ります。助手の助けを借りて、サンプル培地を含むサンプルチューブを開き、19ゲージの皮下注射針を使用して、生検針からサンプリング媒体に小さな筋肉片を移します。ねじキャップでチューブを閉じ、チューブを 2 回軽く傾けてサンプルが媒体に浮かんでいるようにします。次に生検針を再武装し、皮膚切開を通してカニューレを再導入し、約20ミリグラムの筋肉組織が獲得されるまでさらに2〜3個のサンプルを採取する。細胞を注入するために、細胞懸濁液を室温に温めた後、1ミリリットルの細胞を2ミリリットルのシリンジに吸引し、馬が完全な鎮静を示すヘッドダウン位置にあることを確認する。次に、左喉頭領域の上に20センチメートルの領域をクリップし、露出した領域にポリヨウ化石鹸とアルコールの外科的スクラブを適用します。馬の左ナレを通って鼻咽頭に向かって柔軟な標準的なビデオ内視鏡を配置し、アーリテノイド軟骨および喉頭蓋の両方の全容が得られるまで内視鏡の位置を調節する。刺激注射針を神経刺激器の負極に接続します。細胞懸濁液を含むシリンジを注入ラインに接続し、チューブをプレフィルしてシステムから空気を洗い流します。神経刺激剤の正極を、露出した皮膚の領域に貼り付けられる電極パッチに接続します。チューブのプレフィルド体積に等しい無菌生理食液の体積を持つ注射器をロードし、喉頭の後方面に向かって刺激注射針を導入し、1つのヘルツ刺激モードで神経刺激装置を開始し、喉頭の後部側面に近づくと2つのミリアンペアの電流を得る。針を、反復喉頭神経に向かってそっと動かします。左のアロイテノイド軟骨の外反運動が見えなければすぐに、針を所定の位置に保ちながら、動きが消えるまで電流を減らす。0.5ミリアンペアで運動応答の損失が観察された場合、針の位置を維持し、自家幹細胞の1ミリリットルを注入し、その後に準備された生理食塩水の全容を続ける。神経への距離は運動応答を生成する電流によって制御され、針の小さな動きが突然応答の損失を生じる可能性があるため、このプロセス中に針を安定した位置に維持します。次に針と内視鏡を取り外し、馬が監視して回復できるようにします。これまでの研究では、サンプリング中またはサンプリング後に有害反応は認められず、幹細胞の刺激または注入中または注射後に炎症が認められていません。また、喉頭機能の注射前スコアと、幹細胞注射後1日目、7日目、28日目に得られたスコアとの間に差は一切なく測定されている。この手順を試みる間、幹細胞の収集手順は非侵襲的であり、短期間で膨大な数の自家間葉系幹細胞の培養が可能であることを覚えておくことが重要です。この手順に従って、他の方法は、事前分化細胞の注入のような、シュワン細胞が神経の決定に寄与する可能性が高いかどうかについての追加の質問に答えるために行うことができる。その開発後、この技術は、再生医療の研究者が馬の再発喉頭神経障害における幹細胞の使用を探求する道を開いた。

nerve-stimulator-guided-injection-autologous-stem-cells-near-equine

Research

JoVE Journal

Medicine

医学

神経前駆体の移植は、保護および/または脊髄損傷（SCI）と運動ニューロン疾患、筋萎縮性側索laterals硬化症（ALS）で失われた/機能不全子宮頸部横隔運動ニューロンを交換するための有望な戦略である。我々は、ALSとSCIの齧歯類モデルにおける頚髄前角に細胞送達のためのプロトコルを提供しています。...

筋萎縮性側索硬化症や外傷性脊髄損傷では頚椎前角をターゲットとするための髄腔内細胞移植

このビデオでは、ブタモデルで甲状腺手術中の神経を監視するための迷走神経に自動周期刺激電極を設置する手順を示しています。これは、外科的処置中に標的神経を正しく識別するのに役立ちます。...

自動周期刺激電極の取り付け:ブタモデルの迷走神経に自動刺激装置を外科的に埋め込む技術

出典: Andreatta, RD et al., 浸透圧ポンプまたは直接筋肉注射を使用した皮下ニューロトロフィン 4 注入は老化したラットの喉頭筋を強化します。J. Vis. 経験。 (2017年)このビデオは、加齢に伴う除神経と神経筋接合部の減少によって影響を受ける喉頭筋機能を回復するために、高齢ラットモデルにニューロトロフィン 4 (NTF4) を注入することを示しています。NTF4...

高齢ラットにおける喉頭神経再生のためのニューロトロフィン4注入

嗅神経鞘細胞（たOEC）が、一次嗅覚ニューロンの成長を可能にする神経堤細胞である。この特定のプロパティは、細胞移植のために使用することができる。ここでは喉頭神経損傷モデルでたOECの使用に基づいて細胞移植のモデルを提示。...

末梢神経損傷後の機能回復を評価する嗅神経鞘細胞の移植

ここでは、ラットの老化喉頭筋をリモデリングするために、ニューロトロフィン4（NTF4）の使用を全身的かつ直接的に記述するためのプロトコールを提示する。...

浸透圧ポンプまたは直接的筋肉注射を用いる皮下ニューロトロフィン4注入は、老齢ラット喉頭筋を増強する

本研究は、ブタモデルにおける甲状腺手術の術中神経モニタリングの標準的なプロトコルの開発を目指します。ここでは、電極の種類を比較して通常と負傷者の反回神経の電気生理学的特性を調査するため、全身麻酔を実証するプロトコルを提案します。...

ブタモデルにおける甲状腺手術の術中神経モニタリング

人工神経管を用いた神経修復に及ぼす頸部交感神経節ブロックを行った。雄性ビーグル成犬それぞれ移植された人工神経と左の下歯槽神経; で 10 mm のギャップの間で左頸部交感神経節を注入することによりブロックされた側方開胸で 99.5%...

人工神経を用いた犬の下歯槽神経再生を促進するためエタノールによる頸部交感神経節ブロック ・ アプリケーション

ここで提示される、呼び起こされた、自発的な筋電図電位のin...

慢性生体内筋電図用埋め込み型システム

ここでは、頭蓋長耳挙筋 (LAL) の in vivo...

頭蓋挙筋長耳骨格筋の In vivo エレクトロポレーションと短期再神経支配の組み合わせ

ラットにおける直接迷走神経注射のプロトコルを提示し、注射後の合併症なしに神経に直接薬物送達を可能にします。この方法は、自律神経系の操作を含む前臨床神経学的研究に適用されます。ラットや他の種の他の神経に対する直接神経注射に使用でき、必要な変更を加えることができます。...

ラットのための直接迷走神経注射プロトコル

この記事では、29 G x 88 mm の針を使用した心筋梗塞のラット モデルにおける心エコー検査ガイド下心筋内注射の最適化されたプロトコルについて詳しく説明します。この技術により、堅牢で正確かつ再現性のある治療薬が梗塞周囲ゾーンに直接送達されることが保証されます。...

心筋梗塞のラットモデルにおける標的で信頼性の高い心筋内幹細胞送達のための心エコーガイド下注射

学ぶ馬の反回神経近くへの自家幹細胞注入法。電気神経刺激装置を用いて最小侵襲で幹細胞を採取・注入し、馬の反回神経症の治療と周囲神経障害への応用を探索する再生医療技術です。

神経刺激誘導馬の左反回神経に近い自家幹細胞注入

さらに動画を探す