2018年8月6日
記載プロトコルは、可溶性タンパク質と糖質 (非構造) 植物組織の内容を測定するための明確かつ親しみやすい方法論を提供します。これらの 2 つの植物栄養素を定量化することで、植物生理学、栄養生態学、植物-植食者の相互作用、食物網の生態学の分野に大きな影響を与えます。
この方法により、植物科学や栄養生態学の分野の研究者は、植物組織中の可溶性タンパク質と消化性炭水化物の濃度を正確に測定することができます。これらの技術の主な利点は、これら2つの非常に重要な主要栄養素を高精度で定量するための迅速かつ簡単な方法を提供することです。これらの技術は、植物性タンパク質と炭水化物が陸生食物網の基盤を構成しているため、生態学の分野に強い影響を与えます。
一般に、この手法に不慣れな人は、一般的なラボでは一般的に実行されないいくつかのステップといくつかの手法があるため、苦労する可能性があります。まず、各組織の複製サンプルを標識された1.5ミリリットルの微量遠心チューブに秤量します。次に、各サンプルの正確な質量を記録します。
マイクロピペッターを使用して、各チューブに500マイクロリットルの0.1モル水酸化ナトリウムを追加します。蓋をしっかりと閉め、チューブを30分間音波加熱します。次に、チューブを予熱した温水浴に15分間入れます。
この後、チューブを15, 000 Gで10分間遠心分離します。サンプルごとに新しいピペットチップを使用して、上清を新しい標識された微量遠心チューブにピペットで移します。300マイクロリットルの0.1モル水酸化ナトリウムをペレットに加え、遠心分離を10分間繰り返します。
この後、上清を取り除き、最初の遠心分離から上清を含むチューブに移します。上清のpHを中和するには、11マイクロリットルの5.8モル塩酸を追加します。リトマス紙を使用して、pHが約7であることを確認します。
次に、各チューブに90マイクロリットルの100%トリクロロ酢酸を追加します。次に、チューブを氷上で30分間インキュベートします。サンプルを13, 000Gで摂氏4度で10分間遠心分離します。
真空ラインとガラスマイクロピペットチップを慎重に使用して、トリクロロ酢酸を取り除きます。サクションチップでペレットを邪魔しないように十分注意してください。次に、摂氏20度に冷却した100マイクロリットルのアセトンでペレットを洗浄し、アセトンをヒュームフード内で蒸発させます。
タンパク質ペレットを1ミリリットルの水酸化ナトリウムで溶解します。追加の加熱、ボルテックス、およびソニックヒーティングが必要になる場合があります。次に、A1の位置から始めて、各IGG標準溶液の160マイクロリットルを96ウェルプレートに三重に添加します次に、新しい1.5ミリリットルのチューブで、各サンプル溶液の50マイクロリットルを950マイクロリットルの蒸留水に加えます。
次に、希釈した各サンプルの60マイクロリットルを、H1の位置から始めて3回ウェルプレートに加えます。100マイクロリットルの蒸留水を、ブランクで未知のサンプルウェルのすべてに加えます。マルチチャンネルピペットを使用して、プレートの各ウェルに40マイクロリットルのCoomassie Brilliant Blue G-250タンパク質色素を加えます。
針を使用して、ウェルに存在する任意の泡をポップします。この後、プレートを室温で5分間インキュベートします。次に、マイクロプレート分光光度計を使用して、595ナノメートルで各ウェルの吸光度値を記録します。
まず、各組織サンプルからの複製をガラス製の15ミリリットルチューブに秤量します。チューブにラベルを付け、各サンプルの正確な質量を記録します。次に、各チューブに0.1モルの硫酸を1ミリリットル加え、キャップをしっかりと閉めます。
次に、チューブを沸騰水浴に1時間入れます。チューブをぬるま湯に移して冷まします。次に、チューブの内容物をラベル付きの1.5ミリリットルの微量遠心チューブに注ぎます。
この後、15, 000 Gで10分間チューブを遠心分離します。マイクロピペットを使用して、上清を新しい標識された1.5ミリリットルチューブに移します。ピペットを使用して、各未知サンプルの15マイクロリットルを独自の試験管に移します。
次に、各チューブに385マイクロリットルの蒸留水を追加します。ヒュームフードに、400マイクロリットルの5%フェノールを各標準および未知のサンプル試験管に加えます。その後すぐに、各チューブに2ミリリットルの硫酸を追加します。
溶液の表面に必ず硫酸を加えてください。チューブを10分間インキュベートした後、チューブをボルテックスします。その後、チューブをさらに30分間インキュベー
トします。各サンプルチューブから800マイクロリットルを3つのポリスチレン1.5ミリリットル半マイクロキュベットに移します。次に、分光光度計を490ナノメートルで読み取り、ブランクキュベットで校正するように設定します。最後に、各キュベットを分光光度計に通し、吸光度を記録します。
このプロトコルを使用して、3つの地理的地域の4つの異なるフィールドおよびスイートコーン組織の可溶性タンパク質および可消化炭水化物含有量を分析しました。各領域間で可溶性タンパク質含有量の有意差が観察されたため、各領域で別々の分析が必要でした。地域間では、組織間の可溶性タンパク質と消化性炭水化物の含有量にいくつかの違いがありました。
ミネソタ州では、組織の可溶性タンパク質含有量のみが異なり、ノースカロライナ州の組織は可溶性タンパク質と可消化炭水化物の両方で変動しました。テキサス州における組織の主要栄養素含有量のばらつきは、品種によって異なる。この技術により、植物科学と栄養生態学の分野の研究者は、元素測定から外挿するのではなく、可溶性植物タンパク質と消化可能な炭水化物を正確に測定できるようになります。
液体窒素、濃酸、塩基を扱う作業は非常に危険であることを忘れないでください。したがって、これらの化学物質を扱うときは常に、手袋、安全ゴーグル、エプロン、つま先が閉じた靴などの予防策を使用してください。
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本記事では、植物組織中の可溶性タンパク質および消化性炭水化物を測定するための手法を提示します。これらの技術は、植物生理学および生態学的相互作用を理解する上で極めて重要です。
植物の主要栄養素を正確に定量化することは、栄養生態学におけるターゲットの検証や、植物と植食者の相互作用モデルにおけるメカニズム上のリスク低減をサポートします。可溶性タンパク質と消化性炭水化物を直接測定することで、外挿された元素相関への依存が軽減され、食物網ダイナミクスの研究における予測信頼性が向上します。これにより、植物ベースの研究パイプラインにおいて、より信頼性の高いトランスレーショナルなバイオマーカーの発見および前臨床モデルの開発が可能になります。
本手法は、植物と植食性動物の相互作用モデルにおける仮説検証や経路の解明に資する定量的なマクロ栄養素データを提供することで、探索生物学のワークフローに統合されます。