Name: ラットの血液サンプル コレクションの代替方法として鎖骨下静脈穿刺 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 42 s
Description: 学ぶラットの鎖骨下静脈穿刺による血液採取法。全身麻酔下で仰臥位に固定し、鎖骨下窩を消毒して穿刺部位を特定します。尾静脈採血が困難な場合の実用的な代替法として、安全かつ確実に必要量の血液を採取できます。

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どれもが宣言されています。

本研究は、動物研究第二 xiangya の第 2 病院 (中国・長沙市) から中央南大学倫理委員会によって承認されました。原稿が到着に従って準備された (動物研究: 報告で生体実験) のガイドライン9。
1. 材料と動物の準備
<ol><li>必要な材料の準備: 粘着テープ、脱毛剤、75% エタノール、採血管、2.5 mL の注射器の針 (24 G、0.6 mm × 25 mm)、毛シェーバー、電子スケール、ゲージ (材料の表を参照) に接続します。</li>
	<li>20 Sprague-dawley (SD) ラット、高齢者は 8-10 週間と計量 153 200 g (材料の表を参照) を使用します。10のケアおよび実験動物の使用のためのガイドに従いラットを維持します。</li>
	<li>食品や飲料水への無料アクセスと標準的な条件の下で家のラット。530 cm2ケージ木製シェービング寝具 (ケージごと 2 ラット) にしてください。温度制御室内温度 25 ° c. のまわりで動物を維持します。</li>
	<li>全身麻酔を誘導する (ペントバルビ タール ナトリウム 40 mg/kg) 鎖骨下静脈穿刺前に腹腔内注射を通してすべての動物。</li>
	<li>ラットを仰臥位で配置します。後肢を快適な位置に固定し、上肢をトランクのすぐ横に体軸に平行修正します。 注: このプロシージャ (図 1) の機械的人工換気は必要ありません。</li>
	<li>きれいに毛皮を削除する鎖骨スペースの両側 (毛剃りと脱毛剤、材料表を参照してください)、任意の目に見える汚れ。首と 75% エタノールと胸部の皮膚を拭いてください。清潔で乾いたガーゼで穿刺のための区域を維持します。</li>
</ol>2. 採血手順
注: 両側鎖骨下静脈穿刺に適している、ここで我々 は穿刺の右側を選択します。位置と右鎖骨の方向は、演算子の左親指 (図 2) によって識別されます。胸骨上窩、胸骨上窩、針 (図 2) の方向に人差し指でそっと。
<ol><li>ヘパリン溶液 (10 IU/mL) で滅菌 2.5 mL シリンジをすすいでください。</li>
	<li>穿刺部位 0.5 mm (図 3) の右の鎖骨の外側 1/3 地域に尾を探します。穿刺部位の皮膚に注射器をゆっくり移動します。針に入る鎖骨皮膚と、オペレーターの右手 (図 4) では否定的な圧力を適用します。 注: 平均と最大の血液量は、1.0 mL と 1.4 mL、それぞれ。針の方向は胸骨上窩へ配置され、それにちょうど後部の鎖骨にほぼ平行でなければなりません。通常、鎖骨下静脈はこの方向で約 2 mm の針を挿入することによってアクセスできます。針が静脈と、血は否定的な圧力の下で注射器を入力します。<ol>
<li>十分な血液量が描画されるまでの負圧を維持 (図 5)。</li>
	</ol>
</li>
	<li>鎖骨下静脈採血に失敗した場合、皮下に針を撤回し、胸骨の少し内側の針の方向を調整します。<ol>
<li>3 つの試みが失敗すると、同じ側の鎖骨下静脈を避けるため、採血の側を使用してください。</li>
	</ol>
</li>
	<li>採血後、穿刺針を削除し、出血を止めるための 1-2 分の穿刺部位に圧力を適用します。 注: 圧力は窒息を防ぐために非常に穏やかなする必要があります。</li>
</ol>3. 血液サンプル処理
<ol><li>(EDTA) と抗凝固剤被覆真空管とプラズマを収集する 1600 x g で 10 分間遠心に血液サンプルを転送します。</li>
	<li>クリーン チューブと-80 ° c (図 6) ストアに上清を吸引します。</li>
</ol>

<ol><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology%2C+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Korfmacher, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utility+of+capillary+microsampling+for+rat+pharmacokinetic+studies%3A+Comparison+of+tail-vein+bleed+to+jugular+vein+cannula+sampling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).</li>
<li>Feng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheterization+of+the+carotid+artery+and+jugular+vein+to+perform+hemodynamic+measures%2C+infusions+and+blood+sampling+in+a+conscious+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model.</a> Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).</li>
<li>Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+Repeated+Tail+Clip+and+Saphenous+Vein+Phlebotomy+on+Rats+Used+in+Toxicology+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies.</a> Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).</li>
<li>Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+rat+serum+suitable+for+mammalian+whole+embryo+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture.</a> Journal of Visualized Experiments. (90), e51969(2014).</li>
<li>Cochran, B. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determining+Glucose+Metabolism+Kinetics+Using+18F-FDG+Micro-PET%2FCT%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT.</a> Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).</li>
<li>Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drawing+blood+from+rats+through+the+saphenous+vein+and+by+cardiac+puncture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture.</a> Journal of Visualized Experiments. (7), 266(2007).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>National Institute of Health. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , 8th, National Academies Press (US). US (Washington DC). (2011).</li>
<li>Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axillary+vein+puncture+without+contrast+venography+for+pacemaker+and+defibrillator+leads+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Pacing+and+Clinical+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation.</a> Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).</li>
<li>Luis, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+magnetic+resonance+imaging+of+the+thoracic+venous+system+in+rats+with+congenital+diaphragmatic+hernia%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Surgery+International%22%5BJournal%5D)">Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia.</a> Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
</ol>

この作品は、国家自然科学基金の中国第 81670269、第 81500355 号 81500226 からの助成金によって支えられました。

ここでは、鎖骨下静脈からの採血の方法を紹介してラットの採血のため、このメソッドが実行可能な安全で、適用可能なことを示します。このメソッドは、ペース メーカー リード植込み患者11で鎖骨下静脈穿刺から派生されます。鎖骨下静脈は、ちょうど後部と鎖骨尾は位置し、腋窩静脈からの続きです。それは第一肋骨の外側の境界線から12前斜角筋の内側縁に実行されます。ここから、それは腕頭静脈を形成する内頚静脈と結合し、胸骨上窩 (図 8) のすぐ下に、スーパーの下大静脈に流出させます。鎖骨が容易に識別し、鎖骨下静脈と鎖骨の間の明確な解剖学的関係があります。ここでは、この臨床スキル動物実験に適用しました。ヒトとラットにおける上肢の方向が異なるため、上肢は穿刺 (図 1) を容易にする鎖骨尾のスペースを公開する処理中にトランクのすぐ横に配置されます。
鎖骨下静脈は尾静脈よりもはるかに大きいです。...

血のコレクションには、動物の研究に不可欠です。レトロ軌道神経叢、頚静脈、伏在静脈、尾血管や頚動脈1,2,3,4ターゲット静脈採血があります。時に、腹部大動脈、下大静脈も心5,6,7から血を取得でした。このような機会に動物が犠牲になります、その後観測には使用できません。これらのメソッドを使用するため、実験の毎日の仕事のより少ない。ラットの尾静脈からの採血は人気があり、ストレスの少ないと比較すると上記の方法8。
ただし、尾静脈からの採血は時々 不十分な成功率によって制限されます。場合によっては、このメソッドによって十分な血液量を得ることが困難も。鎖骨下静脈が十分に大きいと鎖骨の骨のすぐ下に、鎖骨下静脈穿刺は血液サンプリング ルーチン血液コレクション メソッドが成功した場合の代替方法をすることができます。ラットにおける鎖骨下静脈穿刺による採血の方法を紹介します。

<table><tbody><tr><td>rats</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (中国湖南省長沙市)&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>スタスティカルソフトウェア</td><td>SPSS Statistics 17</td><td></td><td></td></tr><tr><td>脱毛剤</td><td>France Yi Sha Cosmetics Co.,Ltd(広州市広東省、中国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2.5 mL シリンジ</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co.,Ltd(中国 威海市、山東省)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>毛剃り器</td><td>Shanghai FLYCO Electric Co., Ltd(中国、上海市)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>粘着テープ</td><td>3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital ナトリウム</td><td>メルク</td><td></td><td></td></tr><tr><td>75% エタノール</td><td>薬剤部、中央南大</td><td></td><td></td>第2襄雅病院</tr>採<tr><td>血チューブ</td><td>湖北省金興技術&開発有限公司(武漢湖北省、中国)(2ml)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>電子スケール</td><td>東莞Shengheng電子有限公司(東莞、広dng省、中国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>anethesia</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>hepain</td><td>南京新白製薬のためのキャンバス手袋(南京、江蘇省、中国)(2mL、12500 IU)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>生理食塩水</td><td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd(中国湖南省岳陽市) (100ml)</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ラットの血液サンプル コレクションの代替方法として鎖骨下静脈穿刺

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

動物実験では十分な血液量が採血が欠かせません。ラットの尾静脈からの採血は人気があり、ストレスの少ないレトロ軌道叢サンプル コレクションなど、他のより積極的な方法と比べています。しかし、この血の収集方法は時々 不十分な成功率によって制限されます。鎖骨下静脈穿刺による採血の方法を紹介します。鎖骨下静脈は鎖骨のすぐ下に位置する、この静脈は血のコレクションのボリュームの要件を満たすために十分な大きさです。この方法は必要な血液量が採血コレクションの安全かつ適切なことが分かった。鎖骨下静脈穿刺による採血は、ラットにおける失敗の尾静脈採血の場合代替血液収集方法として役立つことができます。

20 SD ラットの合計 (男性 n = 10、女性 n = 10) ここで使用されました。ラットや他の動物の血 collectionwas ラットにおける鎖骨下静脈から以上 20 血液サンプリングをした熟練のオペレーター、鎖骨下静脈穿刺を持たない初心者のための演算子を実行の経験します。操作前に、初心者は熟練オペレーターにより行われる少なくとも 3 の手技を見た。
採血は、右鎖骨下静脈アクセスを 17 匹のネズミで成功しました。3 ラット (熟練群で 1) と初心者のためのグループの 2 のこのプロシージャが失敗した、採血これら 3 ラットの左鎖骨下静脈アクセスを成功しました。時間コースと血液量は、それぞれのケースを表 1に示します用に収集されます。初心者グループ (80%) と熟練したグループ間類似していた成功率 (90%, p = 0.531)。3 ラットにおける追加左鎖骨下静脈アクセスを含むとき...

ここでは、ラットの鎖骨下静脈から血液サンプルを収集するためのプロトコルを提案する.

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

ラットにおける血液サンプル採取の代替方法として鎖骨下静脈穿刺.全身麻酔後、ラットをスペイン位置に置き、75%エタノールで破砕膜空間を殺菌する。穿刺前に優れた胸骨窩を特定する。穿刺部位を見つけ、同じ側の鎖骨の外側の3分の1の領域に尾を向ける。針の方向は、上胸骨窩に向かって配置され、鎖骨にほぼ平行であるべきです, ちょうどそれに後部.採血後、穿刺部位を1~2分間押し、出血を止める。十分な量の採血は動物実験で常に必要とされる。ラットの尾静脈からの採血は、レトロ眼窩叢サンプル採取などのいくつかの積極的な方法よりも人気があり、ストレスが少ない。ただし、この方法は成功率によって制限されます。ここでは、鎖骨下静脈からの所望の血液量を有する採血方法について紹介する。我々の結果は、この方法が安全で実用的であり、尾静脈からの血液サンプリングが失敗した場合に考慮されるかもしれないことを示している。開始するには、粘着テープ、上着剤、75%エタノール、採血管、2点5ミリリットルシリンジ、ヘアヘイバー、電子スケール、ヘパリン、生理食塩水を調製する。標準的な条件下でラットを収容し、食料と飲料水への自由なアクセスを伴い、木製シェービング寝具付きの530平方センチメートルのケージに保管されています。穿刺前に腹腔内注射を通して全ての動物に全身麻酔を誘発する。ラットを上肢の位置に置き、後肢を快適な位置に固定し、上肢を胴体のすぐ横に固定します。毛皮と目に見える汚れを取り除くために、赤外線空間の両側をきれいにしてください。75%エタノールで首と胸部の皮膚を拭き、ガーゼで清潔に乾燥させておきます。鎖骨下静脈の両側は穿刺に適しており、ここでは穿刺のために右側を選択します。右鎖骨の位置と方向をオペレータの左手の親指で特定し、人差し指で優れた胸骨窩を優しく見つけます。10単位/ミリリットルヘパリン溶液でシリンジをすすいでください。穿刺部位を見つけ、右鎖骨の外側の3分の1の領域に5ミリメートルの尾を向ける。注射器を穿刺部位の皮膚にそっと動かします。針が破砕皮に入ったら、オペレータの右手を通してアクティブな圧力を加える。針の方向は、上胸骨窩に向かって配置され、鎖骨にほぼ平行に、ちょうどそれの後部であるべきです。通常、鎖骨下静脈は、この方向に約2ミリメートルの針を挿入することによって到達することができる。針が静脈に入ると、血液は活発な圧力下で注射器に入ります。その後、血液の適切な量が引き出されるまで、アクティブな圧力を維持する必要があります。採血後、穿刺針を取り出し、穿刺部位を1~2分間押して出血を止める。注意してください:圧力はチョークを防ぐために非常に穏やかでなければなりません。血液サンプルを1600GのEDTAと遠心分離機で10分間、血液サンプルを抗凝固真空管に10分間移し、血漿を採取します。スーパーナテントを吸引してチューブを再洗浄し、マイナス18°Cで保管します。熟練したオペレータと初心者の間の成功率を比較するために、20匹のSDラットを無作為に2つのグループに分けた。結果は、右鎖骨下静脈を介して、熟練した群の9匹のラットと初心者群の8匹のラットがそれぞれ成功したことを示している。その後、残りの3匹のラットからの採血は左側を通って成功した。成功率は、これら2つのグループの間に有意な差はなかった。この2つのグループでは、タイムコースが若干異なっていました。手術中または手術後に気胸、血中神経胸、出血などの重篤な合併症は起こらなかった。すべての動物は血液採取後に生き残った。穿刺手順を学ぶことの難を実証するために、我々はさらに熟練者と初心者グループ間の引き出しの数を比較しました。表2に示すように、熟練したグループの平均引き出し数は初心者よりもわずかに少ないが、統計的有意性はない。結論として、我々の結果は、血液採取のための鎖骨下静脈穿刺戦略がラットにおいて安全で実行可能であることを示している。この方法は、特に大量の血液が必要な場合に、貴重です。従来の血液サンプリングが失敗した場合、この方法は最適な代替手段となる可能性があります。

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