Name: マウスの鎖骨下静脈穿刺による血液採取 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: 学ぶマウスの鎖骨下静脈穿刺による血液採取法。全身麻酔下で仰臥位に固定し、鎖骨下から約200マイクロリットルの血液を安全に採取できます。従来法より侵襲性が低く、動物福祉を重視した観察研究に適しています。

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この作品は、中国の国立自然科学財団81670269、No. 81500355 と81500226の助成金によって支持されました。

この研究は、第 2 Xiangya 病院 (中国長沙市) からの動物研究のための中央南大学倫理委員会によって承認されました。その原稿は到着に応じて準備された (動物研究: 生体内実験の報告) ガイドライン12.
1. 素材と動物
<ol><li>必要な材料を準備:75% エタノール、粘着テープ、epilating 剤、2ml チューブ、1.0 は、針 (26G)、電子スケール、ヘパリンおよび生理食塩水に接続されたシリンジ (材料の表を参照してください)。</li>
	<li>動物:10 昆明マウスを準備し、6-8 週齢、重さ 21.6 ~ 28.3 g (資料表参照)。実験動物13のケアおよび使用のためのガイドに従ってマウスを維持する。</li>
</ol>2. 麻酔と動物のポジショニング
<ol><li>麻酔薬の必要な投与量を計算するために、マウスを計量します。</li>
	<li>全身麻酔14を誘導するために腹腔内注射を通じて、ペントバルビタール (60 mg/kg) のナトリウムを注入する (図 1)。露出した目への損傷を防ぐためにプロシージャの開始で生殖不能の目の潤滑の軟膏を加えなさい。 注: マウスは、ペダル離脱反射、尾ピンチ、または腹部の皮膚ピンチのテストに対してモータ応答を示さない場合に十分に麻酔されると考えられる。</li>
	<li>マウスを仰向けの姿勢で操作テーブルに置き、静脈の穿刺を促進するためにテーブルの端から 2-4 cm 離れなさい (図 2)。図 2に示すように、四肢を快適な位置に固定します。挿管装置か機械換気は全体のプロシージャで必要とされない。</li>
	<li>綿棒で infraclavicular スペースの周りに epilating 剤を塗布します。</li>
	<li>3分後、湿った綿棒で epilating 剤を洗って、毛皮と目に見える汚れを取り除きます。</li>
	<li>75% のエタノールで infraclavicular 空間を滅菌し、清潔なガーゼで乾燥させます。</li>
</ol>3. 鎖骨下静脈穿刺と採血
<ol><li>指で鎖骨骨と優れた胸骨窩の位置を特定します。</li>
	<li>鎖骨の真ん中に近い穿刺部位を見つけます。左の人差し指を穿刺部位に置き、皮膚および皮下組織を固定する (図 3)。</li>
	<li>針を上方に移動し、優れた胸骨窩に向かって cranially ます。針が皮下組織に入ると、右手の薬指を後方に動かして陰圧を形成する (図 3)。 注: このステップでは、オペレータの右手の位置は、針を水平面より上方に移動させるために、操作テーブルよりもわずかに低くする必要があります。動物がテーブルの端の近くに配置されている理由です。</li>
	<li>シリンジを前方に 3-4 mm 移動しますが、シリンジに血液が流れない場合は停止します。その後、ゆっくりとシリンジを引き戻し、その中に負圧を保持します。ほとんどの場合、血液は、戻って描画するときにシリンジに入ります。</li>
	<li>血液がシリンジに入ると、シリンジを固定し、必要な量 (200 μ l) の血液がシリンジに集められるまで、負の圧力を維持します。</li>
	<li>採血後、穿刺針を取り出し、1-2 分間わずかに綿棒で穿刺部位を押して出血を止める。その後、マウスをケージに戻す。 注: 時には、1つは彼/彼女の最初の試みで血液を得ることができませんでした。横方向に針を調整し、ステップ 3.3-3.5 を繰り返します。3回の試行で血液サンプルが得られない場合は、反対側に切り替えます。</li>
	<li>血液サンプルをヘパリン処理チューブに移します。</li>
</ol>4. マウスの回復
<ol><li>ペントバルビタール麻酔は有効ですが、マウスが再び動くまで熱サポートを提供することで、迅速な回復を実現します。</li>
</ol>

<ol><li>McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequent+Tail-tip+Blood+Sampling+in+Mice+for+the+Assessment+of+Pulsatile+Luteinizing+Hormone+Secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Submental+Blood+Collection+with+the+Retroorbital+and+Submandibular+Methods+in+Mice+%28Mus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).</li>
<li>Park, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+in+unstressed%2C+conscious%2C+and+freely+moving+mice+through+implantation+of+catheters+in+the+jugular+vein%3A+a+new+simplified+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol.</a> Physiological Reports. 6 (21), e13904(2018).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+%26+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orbital+sinus+blood+sampling+in+rats+as+performed+by+different+animal+technicians%3A+the+influence+of+technique+and+expertise%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).</li>
<li>Tsai, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+blood+collection+methods+on+indicators+of+welfare+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice.</a> Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).</li>
<li>Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+blood+sampling+technique+on+blood+quality+and+animal+welfare+in+haemophilic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice.</a> Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+a+modified+axillary+vein+technique+for+pacemaker+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+Plus%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation.</a> Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclavian+Vein+Puncture+As+an+Alternative+Method+of+Blood+Sample+Collection+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Research, I. fL. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aResearch%2C+IfLA+%22Guide+for+the+care+and+use+of+laboratory+animals%22">Guide for the care and use of laboratory animals</a>. , National Academies Press. Washington (DC). (1996).</li>
<li>Redel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+ischemia+and+reperfusion+times+on+myocardial+infarct+size+in+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Biology+and+Medicine+%28Maywood%2C+N.J.%29%22%5BJournal%5D)">Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo.</a> Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
</ol>

宣言なし。

この報告は、ラット11における鎖骨下静脈穿刺を介した血液採取に関する以前の研究の延長を表している。マウスは、最も一般的に使用される研究動物であるように、この技術はまた、マウスに適用することができるかどうかを確認することは有益であろう。課題は、鎖骨下静脈の比較的小さい直径に由来する。
本研究では、マウスの鎖骨下穿刺が血液を採取するための実現可能で信頼できる方法であることを発見した。尾静脈切断や軌道採血などの従来の方法と比較して、本方法の倫理的問題はない。すべての動物は、約200μ l の血液抽出後に液体サプリメントなしでこの手順の後に生き残った、そして動物はさらなる実験的研究のために使用することができた。理論的には、合計サンプル量の抽出は、毎回の総循環血液量の 10% 以上に達することができず、成人動物の総体積は55〜 70 mL/kg 体重5である。この研究で使用されるマウス (21.6-28.3 g) については、最大量の抽出は約200μ l でなければなりません。このようにして、各マウスの血液サンプリング量を200μ l 前後に設定した。血圧、心拍数、その他のストレスパラメータを測定できないことは、このレポートの主な制限事項です。
十分な全身麻酔は、穿刺の成功を保証するもう一つの重要な問題である。マウスは、針によって血管を傷つけるリスクを避けるために、穿刺手順の間は静かなままでなければならない。我々は、全身麻酔に 60 mg/kg でペントバルビタールナトリウムが麻酔の理想的な深さを満たすことができることを発見しました。このエージェントの欠点は、比較的長い回復時間 (平均約30分) です。一部の研究所では、イソフルラン吸入が短い回復時間のために使用され、代替麻酔選択15として考慮されるべきである。
鎖骨下静脈の位置を図 4に示す。細い壁と静脈の低圧のために、鎖骨下静脈の前と後壁は、針が前方に移動している間に針の圧力の下で互いに付着するであろう (図 5a)。プランジャーをゆっくりと後方に引き出す一方で、アタッチされた壁は自発的に分離し、針の先端が血管の真の空洞に入り、血液がシリンジに持続的な負圧の下で流出する可能性があります (図 5b)。真空採血システム16の使用はまた、血液採取を支持してもよい。マウス鎖骨下静脈の比較的小さい直径のために、経験豊富なオペレータに対しても障害が生じることがある。初心者のために、報告された11としてラットに鎖骨下静脈穿刺を推奨する。ラットにおいていくつかの成功した穿刺の試みの後、マウスにおける鎖骨下静脈穿刺の成功率は、有意に増強され得る。正確な穿刺位置が鎖骨骨の中央のちょうど尾部であることを確認してください。上方および頭蓋を優れた胸骨窩に移動する針は、穿刺の成功を保証するための他の重要なポイントである。
結論として、鎖骨下静脈穿刺は、マウスにおける血液採取のための安全で効果的な方法である。尾静脈の切断およびレトロ軌道神経叢の血のコレクションのほかに、この方法は可能、安全、およびマウスの複数の時点の観察的な研究のために適している。

マウスからの血液サンプル採取は、ほとんどの研究室において不可欠である。マウスにおける採血のための従来のアプローチは、試料の100μ l 未満が必要な場合のテール切断である1.しかし、非終端の時点で100μ l 以上の血液が必要とされる場合、眼窩後方、顎下出血または submental 採血は、最も一般的に考えられる技法2である。いくつかの機会において、外科的切開を通して頸静脈のカテーテル法が、代替方法3として採用された。
それにもかかわらず、上記の方法は、マウスに有害である。私たちの知識の最大のために、眼窩後方法は、合併症の潜在的なリスクのために広く受け入れられていません4,5.操作関連の外傷は、可視領域6、7だけでなく、軌道6内でも深く起こる。また、顎下血液採取はストレス8であり、過剰な出血2,9に関連している可能性があります。我々の先行研究10,11に基づいて、ここではマウスの鎖骨下静脈からの血液採取のための新しい戦略を紹介する。この技術を用いて安全性、実現性、および得られた血液量を提示し、議論する。

<table><tbody><tr><td>1.0 mLシリンジ</td><td>山東Weigaoグループメディカルポリマー株式会社(威海、山東省、中国)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>75%エタノール</td><td>薬局、薬学部で作られた中央南大学第二襄雅病院</td><td>、中央南大学</td><td></td>第二襄雅病院</tr>粘着<tr><td>テープ</td><td>3M Deutschland GmbH(Kamen、ドイツ)</td><td>1534-1</td><td></td></tr><tr><td></td><td>麻酔</td><td></td><td></td>電子スケール用キャンバス手袋</tr><tr><td></td><td>東莞Shengheng電子有限公司(東莞、広東省、中国)</td><td>KP-3000</td><td></td></tr>脱<tr><td>毛剤</td><td>フランスYi Sha化粧品有限公司(広州、広東省、中国)</td><td></td>8281744<td></td></tr><tr><td>ヘパリン(使用濃度10 U / mL、2 mL、12500 IU)</td><td>南京新白製薬有限公司(南京、江蘇省、中国)</td><td>H32025851</td><td></td></tr><tr><td>マウス</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd(中国湖南省長沙市)&nbsp;</td><td>昆明のspcies</td><td></td></tr><tr><td>の針、26G、0.45 mm x 16 mm</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai、山東省、中国)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>ペントバルビタールナトリウム(使用済み溶液1%)</td><td>Merck</td><td>P-010-1ML</td><td></td></tr><tr><td>生理食塩水、100 mL</td><td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd(Yueyang、Hunan Province、China)</td><td>H43020454</td><td></td></tr><tr><td>Stastical Software</td><td>International Business Machines</td><td>SPSS Statistics 25</td><td></td></tr><tr><td>チューブ、2 mL</td><td>Hubei Jinxing Technology &Development Co. Ltd(中国・武漢湖北省)</td><td>MCT-150-C</td><td></td></tr></tbody></table>

マウスの鎖骨下静脈穿刺による血液採取

Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

マウスは人間の病気と人間の健康を研究するための最も重要な哺乳類モデルです。しかし、マウスからの血液サンプル採取は、研究作業において困難である。尾血のコレクションは少量の血のサンプルが必要とされるとき普及した方法である。大量の血液が必要な場合には、軌道動脈を考慮することができますが、この採血方法には倫理的問題があります。以前は、ラットの鎖骨下静脈穿刺による血液検体採取の実現性と安全性を実証し、マウスでこの方法が使用できるかどうかを調べた。我々は、この方法は、マウスの採血のための安全かつ実用的であることを報告する。マウスの鎖骨下静脈穿刺による採血は、日常の研究作業において簡便な方法となり得る。

我々は、10昆明マウス (雄 n = 5、メス n = 5、重量25.4 ± 2.0 g) でこの手順を繰り返した。右側には9つのプロシージャが成功しました。1つのケースが右側で3回の試行で失敗し、左側に採血が成功しました。時間経過 (穿刺から必要な血液量を得るまで) は35-126 秒 (平均68.4 ±26.4 秒) の範囲であった。採血量は、約200μ l (平均203±11.6 μ l) に設定した。採血は 1 ~ 4 回以内に成功した。血液サンプリングは、2匹のマウスでの最初の試みと1匹での4回の試みの後に成功した。サンプリングは、他のマウスで2-3 の試みを要した。すべてのデータを表 1に示した。すべての動物は生き残ったし、血液サンプリング後30分以内に回復しました。すべての観察されたパラメータについて、男女間に有意差はなかった (表 1)。
<img alt="実験室でのマウス注射手順、シリンジニードル、グローブハンドル、実験セットアップ。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> 図 1: 腹腔内注射による全身麻酔<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig1large.jpg" target="_blank">この図の大規模なバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="マウス研究のセットアップ;青い表面に検査用に貼り付けられたマウスで外科的処置をテストします。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> 図 2: マウスの仰向けの位置。注: 余白とマウスの距離は 2-4 cm です。こちらを<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig2large.jpg" target="_blank">クリックして、この図の大規模なバージョン</a>をご覧ください。
<img alt="マウス麻酔のセットアップ、注射方法、生物医学実験、術前準備、実験室研究。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig3.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> 図 3: 操縦者の手の穿刺の場所そして姿勢。右手の薬指が逆方向に移動して、負の圧力を形成することに注意してください。左手は、皮膚および皮下組織を固定するために穿刺部位の横に配置される。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig3large.jpg" target="_blank">この図の大規模なバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="胸骨上窩、鎖骨骨、鎖骨下静脈経路を示すマウスの解剖学的図。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig4.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> 図 4: 鎖骨下静脈の位置、鎖骨骨および優れた胸骨窩鎖骨の下にある鎖骨下静脈のコースは、優れた胸骨窩の下の優れた大静脈に流れ出ます。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig4large.jpg" target="_blank">この図の大規模なバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="採血過程におけるカテーテル挿入を示す動脈採血図" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig5.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 5"> 図 5: 手順中の血管壁と針の関係(A) 鎖骨下静脈の壁は、針が前に進むにつれて互いに付着するので、血液を取り出すことができませんでした。(B) 針を後方に引き出しながら、壁を互いに分離し、血液を取り出すことができた。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig5large.jpg" target="_blank">この図の大規模なバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>変数</td>
			<td>合計 (n = 10)</td>
			<td>男性 (n = 5)</td>
			<td>メス (n = 5)</td>
			<td>P 値</td>
		</tr>
<tr>
<td>体重 (g)</td>
			<td>25.3 ±2.2</td>
			<td>25.3 ±3.0</td>
			<td>25.4 ±1.3</td>
			<td>0.926</td>
		</tr>
<tr>
<td>血液量 (μ l)</td>
			<td>203.0 ±11.6</td>
			<td>208±13.0</td>
			<td>198±8.4</td>
			<td>0.187</td>
		</tr>
<tr>
<td>タイムコース (s)</td>
			<td>68.4 ±26.4</td>
			<td>70.6 ±35.1</td>
			<td>66.2 ±18.0</td>
			<td>0.809</td>
		</tr>
<tr>
<td>引き出し</td>
			<td>2.3 ±0.9</td>
			<td>2.4 ±1.1</td>
			<td>2.2 ±0.8</td>
			<td>0.760</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">すべての観察されたパラメータに有意な性差はなく、全ての P 値 &gt; 0.05 であった。</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>表 1: 男女間の観察されたパラメータ

ここでは、マウスの鎖骨下静脈から血液サンプルを採取するプロトコールを示す。

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

マウスの鎖骨下静脈穿刺による採血。マウスからの血液サンプル採取は、ほとんどの研究室で不可欠です。マウスにおける採血のための従来のアプローチは、100マイクロリットル未満のサンプルが必要な場合に、尾切断である。しかし、非終末期の時点で100マイクロリットル以上の血液が必要な場合、レトロ眼窩下出血、下顎下出血、または心外の採血が最も一般的に考えられる技術である。いくつかの場所では、頸静脈切開またはカテーテル法が代替方法として採用された。それにもかかわらず、上記の方法はマウスに傷ついています。正式な研究に基づいて、ここではマウスの鎖骨下静脈からの採血のための新しい経済的で穏やかな戦略を紹介します。安全性と実現可能性、およびこの技術で得られた血液量が提示され、議論される。全身麻酔後、仰向けの位置にマウスを横たえる。75%エタノールで破砕空間を洗浄してください。穿刺前に鎖骨と上耳窩を確認します。鎖骨の真ん中に穿刺部位を特定します。針を上方に移動し、鎖骨の後部に向かって上向きに動かします。3~4ミリメートル前方に移動した後、注射器に負圧を入れて、ゆっくりと針を引き戻します。血液は撤退の過程で注射器に排出されます。採血後、穿刺部位を1~2分間柔らかく押して出血を止める。75%エタノール、粘着テープ、上着剤、チューブ、針で接続された1.0ミリリットルのシリンジ、電子スケール、ヘパリン、および生理食塩水を含む必要な材料を準備します。満足のいく全身麻酔の後、手術台の上にマウスを置き、テーブルの端から2〜4センチメートル離れて静脈穿刺を容易にします。図 2 に示すように、手足を快適な位置に固定します。全手順で挿管や機械的換気は必要なかった。綿棒で破膜腔の周りに上膜剤を塗布する。3分後、上流剤を湿った綿棒で洗い、毛皮と目に見える汚れを取り除きます。75%エタノールで破包領域を殺菌し、清潔なガーゼで乾燥させます。鎖骨の骨と上耳のフォッサエの位置を1本の指で特定します。穿刺部位を見つけ、鎖骨の真ん中に近づき、その上に引っ掛かります。皮膚および皮下組織を固定するために穿刺部位に左人差し指を横に置く。頭蓋の上方に針を移動し、上の胞子窩に向かって置きます。針が皮下組織に入ると、右手の薬指は後方に移動して陰圧を形成する必要があります。注射器を3~4ミリメートル進めるが、注射器に血液が流出しない場合は停止する。その後、ゆっくりとシリンジを引き戻し、その中に負圧を保ちます。ほとんどの場合、血液は引き戻しの過程で注射器に入ります。血液が注射器に入ったら、注射器を固定し、注射器に採取された血液量が必要になるまで負圧を保ちます。採血後、穿刺針を引き出し、綿棒で穿刺部位を1~2分間わずかに押して出血を止め、マウスをケージに送り返します。血液サンプルをヘパリンチューブに移します。我々は、10個のキミマウスでこの手順を繰り返した。9つの手順が右側で成功しました。1つのケースは右側の3回の試みで失敗し、左側で採血に成功した。タイムコースの範囲は35~126秒でした。採血量は約200マイクロリットルに設定した。採血は1~4回の試みで成功した。血液採取は2匹のマウスの最初の試みで成功し、1匹のマウスで4回の試みで、他のマウスでは2〜3回の試みで成功した。すべてのデータを表 1 に示します。すべての動物は生き残り、血液サンプリング後30分以内に回復した。すべての観察されたパラメータの性別に有意差はなかった。結論として、鎖骨下静脈穿刺は、マウスの採血のための安全で効果的な方法である。尾静脈切断およびレトロ眼窩神経叢採取に加えて、この方法は、マウスのいくつかの時点での観察研究に適しており、適当である。

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ここでは、ラットの鎖骨下静脈から血液サンプルを収集するためのプロトコルを提案する.

ラットの血液サンプル コレクションの代替方法として鎖骨下静脈穿刺

本研究は、眼鏡拡大鏡を吸引チューブ...

真空の血のコレクションのシステムと眼鏡拡大鏡非麻酔下マウスの尾静脈から変更された血のコレクション

本プロトコルは、ラットにおける鎖骨下静脈から血液を採取するための簡便かつ効率的な方法を記載する。麻酔なしで迅速、タイムリー、簡単に識別できるサンプリングを可能にし、繰り返しのサンプル収集を通じて高品質の血液を取得します。...

意識性ラットの鎖骨下静脈からの反復採血

ここでは、麻酔なしでラットの迅速、安全、反復採血を可能にする効果的なラット制限法と鎖骨下静脈穿刺法の組み合わせを紹介します。...

意識のあるラットにおける鎖骨下静脈採血

ここでは、ランセットを使用した顔面静脈静脈穿刺によるマウス被験者の最適化された採血技術のプロトコルを提示します。この手法をフローサイトメトリー評価と併用して、トランスジェニック株、先天性株、レポーター株の細胞表現型を特徴付けます。また、血清サイトカイン分析や糖尿病研究にも適しています。...

マウス採血のための顔面静脈静脈穿刺

鎖骨下心臓穿刺は、マウスの末期血液を採取するための簡単で信頼性の高い方法です。操作が簡単で、高純度のサンプルを確保します。...

マウスにおける鎖骨下穿刺による心臓血液採取

人間の敗血症の研究のための貴重なツールとして、盲腸結紮穿刺のマウスモデル。...

盲腸結紮穿刺手順

新生児マウスの中枢神経系への治療薬を導入する脳（脳室）と（静脈内）2）全身に1）：この記事では、注入の2つの非常に異なる方法を示しています。...

マウスの脳室内（ICV）と静脈（IV）注入による治療薬のデリバリー

バイオマーカーは、病気や健康の直接測定された生体指標である。人口や社会科学では、バイオマーカーは、交通機関を得ることが容易であり、分析する必要があります。乾燥した血液スポット（DBS）コレクションは、この必要性を満たし、高い応答率を持つフィールドで収集し、バイオマーカーの様々な分析することができる。...

集団研究への参加を最大化するために健康バイオマーカーの血液スポットコレクション乾燥させ

生体内顕微鏡検査は、動物で網膜血管の直径、血流速度、および総網膜血流を視覚化および測定するために使用できます。...

マウスの網膜血流の生体内ビデオ顕微鏡測定

学ぶマウスの鎖骨下静脈穿刺による血液採取法。全身麻酔下で仰臥位に固定し、鎖骨下から約200マイクロリットルの血液を安全に採取できます。従来法より侵襲性が低く、動物福祉を重視した観察研究に適しています。

マウスの鎖骨下静脈穿刺による血液採取

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