Name: 改変非縫合カフ技術を用いたマウス子宮頸動脈大動脈移植モデル (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 s
Description: 学ぶマウス子宮頸動脈大動脈移植モデルで改変非縫合カフ技術を用いた慢性移植血管症の研究法。この方法は新規治療薬の評価と移植生物学の理解に有用です。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

すべての実験は、ドイツの動物福祉法(TierSchG)のガイドラインに従って行った。(AZ: 55.2-1-54-2532.Vet_02-80-2015)
1. 動物用住宅
<ol><li>実験では、レシピエント動物としてC57BL/6マウスを有する20〜25gの男性C57BL/6およびBALB/cマウスを、ドナー動物としてBALB/cマウスを使用します。</li>
	<li>健康監視のためのFELASAガイドラインに従って、バリア病原体のない施設で動物や家を購入する12.</li>
	<li>濃縮ネスティング材料を持つ標準的なマクロロンケージにマウスを保管してください。12時間の昼/夜のサイクルで水とペレット食品へのアドリビタムアクセスを提供します。</li>
	<li>室温を22±2°C、相対湿度を55±5%に保ちます。</li>
</ol>2. 受取人の準備
<ol><li>まず、ミダゾラム(5mg/kg;5mg/mL)、メデトミジン(0.5 mg/kg;1mg/mL)およびフェンタニル(0.05 mg/kg;0.05 mg/mL)の腹腔内注射でレシピエント動物(C57BL/6)を麻酔する。 メモ:麻酔の正しい深さに達する必要があります 5- 10 分で.<ol>
<li>後ろ足を鉗子でつまんで反射神経をチェックし、麻酔の深さを確認します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>小動物用の電気毛抜きで頸部横領域のすべての毛髪をクリップし、綿棒で眼軟膏を塗布して、処置中に目が乾燥するのを防ぎます。</li>
	<li>顕微鏡の下の加熱パッドの上に動物をスフィンの位置に置き、皮膚感受性石膏ストリップで手術台に脚を穏やかにテープで留める。</li>
	<li>頭を後ろに傾け、アルコールで手術場を数回スクラブします。</li>
	<li>小さなはさみで右下下下に頸部切開から皮膚切開を行います。</li>
	<li>血管ペディクルの双極焼灼を介して顎下腺の右下葉を取り除き、その後のマイクロはさみで切除する。</li>
	<li>上部と下部の双極性焼灼を介して右胸鎖ドマスト筋を取り除き、その後マイクロシブで切除し、一般的な頸動脈にアクセスします。</li>
	<li>周囲の結合組織を細かい鉗子で引き離すことによって、一般的な頸動脈を可能な限り遠くまで、そして近接的に動員する。</li>
	<li>一般的な頸動脈の中央付近の間の距離を最小限に抑えて2つの7-0シルク合字を結び、合字間の細かいマイクロはさみで一般的な頸動脈を横断します。</li>
	<li>近位の結びつき端を袖口に通し、小さな動脈クランプで固定します。 注:この手順で使用した袖口は、外径0.610mm、壁厚さ0.0254mmのポリイミドのチューブからマイクロシザーで切断されました。完成した袖口の長さは半分で、カフスプロセスに使用され、フルシリンダーで、残りの半分はハーフシリンダーです。</li>
	<li>合字を細かいマイクロはさみでできるだけ取り除き、血管壁に損傷を与えないように注意しながら、30G針でヘパリン化生理線(50 IU/mL)でルーメンを洗い流します。</li>
	<li>細かい血管拡張剤を使用して開いたルーメンをディストし、ポリイミドチューブの上にそっと引っ張ることによって、カフの上に頸動脈の切り株をエヴァート。</li>
	<li>すぐに緩く前に結ばれた7-0シルクループで永遠の頸動脈を固定します。 注:カフ処理をより滑らかで簡単にするために、手術前に直径約1.5mmの4 7-0シルクループをゆるくプレタイ。</li>
	<li>頸動脈のもう一方の端で同じ手順(2.10-2.13)を実行します。</li>
	<li>レシピエント動物を脇に置き、大動脈セグメントが剥離するまで生理食合い場に潤いを与えます。</li>
</ol>3. ドナー操作
<ol><li>ドナーマウス(BALB/c)をレシピエント動物と同じ方法で麻酔する。<ol>
<li>後ろ足を鉗子でつまんで反射神経をチェックし、十分な麻酔を確認します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>小動物用の電気毛切りク切りで腹部および胸部領域のすべての毛髪をクリップし、綿棒で眼軟膏を塗布して、処置中に目が乾燥するのを防ぎます。</li>
	<li>顕微鏡の下の加熱パッドの上に動物をスフィンの位置に置き、皮膚感受性石膏ストリップで手術台に脚を穏やかにテープで留める。</li>
	<li>アルコールで手術場を数回スクラブします。</li>
	<li>小さなはさみで中腹腹開腹を行い、腸をわずかに上に押して下大静脈(IVC)を露出させる。</li>
	<li>30G針を使って1mLのヘパリン化生理行きに劣った大静脈(IVC)を注入する。</li>
	<li>腹部大動脈とIVCを小さなはさみで腎動脈の下に切り取り、ドナー動物を排泄する。ゆるやかに血液を吸収するために腹部に圧縮を置きます。</li>
	<li>はさみで肋骨の両側転用で胸郭切除を行い、前胸壁を外科的クランプで頭蓋を傾けて、メディスティヌムを露出させる。</li>
	<li>IVCと食道をマイクロハサミで横隔膜の真上に切ります。</li>
	<li>切り取られたIVC/食道を保持する鉗子でそれらを上方に傾け、その後、後方の胸部の胸部大腸へのアクセスを得るために、彼らのベースからマイクロシザーでそれらを切除することによって、心臓と肺を取り除きます。</li>
	<li>肋間動脈に損傷を与えないように注意しながら、周囲の結合組織と脂肪を細かい鉗子で引き離すことによって、周囲の組織から胸部大動脈を動員する。</li>
	<li>双極性焼灼鉗子で胸部大動脈からすべての枝を焼灼し、マイクロはさみを使用して横隔膜と大動脈弓の間の大動脈セグメントを切除する。</li>
	<li>切除した大動脈セグメントを30G針でヘパリン化生理食合いで洗い流し、血管壁に損傷を与えない注意を払いながら、残りの血液や血栓を除去し、移植片をレシピエント動物に移す。 メモ:転送中に受領者のおよそ正しい位置に大動脈移植片を直接置きます。レシピエント動物の移植片の異なる端部を混乱させる問題がある場合は、遠位端の周りの緩い合字が役立つ可能性があります。</li>
</ol>4. 着床
<ol><li>細かい鉗子で常に閉じる頸動脈の上に近位カフの上にドナー大動脈セグメントの近位端を引っ張り、すぐに緩く固定された7-0シルクループでそれを固定します。</li>
	<li>遠位、大動脈移植片の自由な端をマイクロはさみでトリムし、移植片の長さが2つの袖口間の距離に収まるようにする。</li>
	<li>大小突起のもう一方の袖口で手順 4.1 を繰り返し、アナストモシスを完了します。</li>
	<li>逆行性灌流を可能にするために遠位クランプを取り外します。</li>
	<li>止血を達成した後、近位クランプを取り外してアナストモシスを完了します。</li>
	<li>最後に、6-0連続縫合糸で創傷を閉じます。</li>
</ol>5. 術後ケア
<ol><li>手術後の最初の6時間でマウスを注意深く監視し、移植後の最初の72時間は1日数回監視して合併症を即座に検出します。</li>
	<li>術後鎮痛の場合は、移植直後にブプレノルフィン(0.05-0.1 mg/kg)を移植したマウスを皮下に注射し、72時間ごとに12時間ごとに適切な長期鎮痛を提供する。</li>
</ol>6. 大動脈移植片の説明
<ol><li>ミダゾラム(5 mg/kg;5 mg/mL)、メデトミジン(0.5 mg/kg;1mg/mL)およびフェンタニル(0.05 mg/kg;0.05 mg/mL)の腹腔内注射で移植動物を麻酔する。<ol>
<li>後ろ足を鉗子でつまんで反射神経をチェックし、十分な麻酔を確認します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>小動物のための電気毛切りク切りと腹部、胸部および子宮頸部領域のすべての髪をクリップします。</li>
	<li>顕微鏡の下の加熱パッドの上に動物をスフィンの位置に置き、皮膚感受性石膏ストリップで手術台に脚を穏やかにテープで留める。</li>
	<li>アルコールで手術場を数回スクラブします。</li>
	<li>小さなはさみで中腹腹開腹を行い、腸をわずかに上に押して下大静脈(IVC)を露出させる。</li>
	<li>30G針を使って1mLのヘパリン化生理行きに劣った大静脈(IVC)を注入する。</li>
	<li>腹部大動脈とIVCを小さなはさみで腎動脈の下に切り取り、ドナー動物を排泄する。ゆるやかに血液を吸収するために腹部に圧縮を置きます。</li>
	<li>移植手術中に行われた皮膚切開に対応する小さなはさみで、頸部切開から右下下下下に皮膚切開を行います。</li>
	<li>遠位および近位カフと一緒に移植された大動脈移植片を識別し、鉗子で周囲の組織を取り除く鈍い。</li>
	<li>マイクロはさみを使用して、2つの袖口の端と一緒に大動脈移植片を剥離するために、袖口で大動脈移植片に共通の頸動脈遠位および近位を切断する。</li>
	<li>大動脈セグメントを半分に切断し、さらなる分析(凍結断面、パラフィン埋め込み断面、スナップ凍結材料)13、14のために検体を保持する。</li>
</ol>

<ol><li>Rana, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+benefit+of+solid-organ+transplant+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Surgery%22%5BJournal%5D)">Survival benefit of solid-organ transplant in the United States.</a> JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).</li>
<li>Rana, A., Godfrey, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcomes+in+Solid-Organ+Transplantation%3A+Success+and+Stagnation%5BTitle%5D)+AND+%22Texas+Heart+Institute+Journal%22%5BJournal%5D)">Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation.</a> Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).</li>
<li>Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lack+of+improvement+in+renal+allograft+survival+despite+a+marked+decrease+in+acute+rejection+rates+over+the+most+recent+era%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era.</a> American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).</li>
<li>Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intimal+arteritis+in+renal+allografts%3A+new+takes+on+an+old+lesion%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Organ+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion.</a> Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).</li>
<li>Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medication+management+of+cardiac+allograft+vasculopathy+after+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacotherapy%22%5BJournal%5D)">Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation.</a> Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).</li>
<li>Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+classification+system+for+chronic+lung+allograft+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">A new classification system for chronic lung allograft dysfunction.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).</li>
<li>Ramzy, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+allograft+vasculopathy%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Cardiac allograft vasculopathy: a review.</a> Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).</li>
<li>Skoric, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+allograft+vasculopathy%3A+diagnosis%2C+therapy%2C+and+prognosis%5BTitle%5D)+AND+%22Croatian+Medical+Journal%22%5BJournal%5D)">Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis.</a> Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).</li>
<li>Koulack, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li>
<li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+the+Sleeve+Technique+in+a+Mouse+Model+of+Aortic+Transplantation+-+An+Instructional+Video%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video.</a> Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).</li>
<li>Dietrich, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+transplant+arteriosclerosis%3A+role+of+intercellular+adhesion+molecule-1%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).</li>
<li>Mähler Convenor, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FELASA+recommendations+for+the+health+monitoring+of+mouse%2C+rat%2C+hamster%2C+guinea+pig+and+rabbit+colonies+in+breeding+and+experimental+units%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units.</a> Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).</li>
<li>Ollinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blockade+of+p38+MAPK+inhibits+chronic+allograft+vasculopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy.</a> Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).</li>
<li>Thomas, M. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SDF-1%2FCXCR4%2FCXCR7+is+pivotal+for+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation+and+chronic+allograft+vasculopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+International%22%5BJournal%5D)">SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy.</a> Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).</li>
<li>Ollinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilirubin%3A+a+natural+inhibitor+of+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation.</a> Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).</li>
<li>Segura, A. M., Buja, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+allograft+vasculopathy%3A+a+complex+multifactorial+sequela+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Texas+Heart+Institute+Journal%22%5BJournal%5D)">Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation.</a> Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).</li>
<li>McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+utility+of+animal+models+in+developing+immunosuppressive+agents%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">The utility of animal models in developing immunosuppressive agents.</a> European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).</li>
<li>Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+model+of+accelerated+transplant+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis.</a> Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).</li>
<li>Koulack, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Importance+of+minor+histocompatibility+antigens+in+the+development+of+allograft+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Immunology+and+Immunopathology%22%5BJournal%5D)">Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis.</a> Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).</li>
<li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).</li>
<li>Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+intestinal+transplantation+using+the+cuff+method+in+rats%3A+a+histopathological+evaluation+of+the+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis.</a> Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).</li>
</ol>

著者らは、競合する財政的利益がないことを宣言する。

慢性同種移植片血管障害は、心臓の固形臓器移植後の後期移植片喪失の主な原因であり、腎および肺同種移植片の可能性が高い8.これまでのところ、CAVの形成を防ぐために因果治療レジメンを開発することはできなかった。
CAVの病態生理学は多因子であり、免疫学的および非免疫学的側面16を含む。移植におけるげっ歯類モデルの使用は、固体臓器移植における同種移植片拒絶プロセスの基礎となる病態生理学を理解する上で不可欠であり、拒絶反応を防ぐ新しい治療アプローチを同定するのに役立った17.CAVは、血管平滑筋細胞からなる新生層の形成を特徴とし、臓器機能7のその後の悪化に伴う移植臓器の血管の連続狭窄および不正融合につながる。
記載されたマウス大動脈移植モデルでは、同心円状の新心形成は、移植後4週間で完全にMHC(H-2d〜H-2b)のミスマッチ胸部大動脈移植片で...

過去60年間にわたり、固体臓器移植は実験的な手順から末期臓器不全1の治療のための標準的なケアへと進化してきた。抗菌剤の改善、外科技術、免疫抑制連隊の進歩により、固形臓器移植の早期成功率は過去数十年にわたって有意に増加した2.
しかしながら、長期移植片生存率は同様に改善されていない3.CAVの開発は、長期生存を制限する主な要因4、5、6である。この病理は、平滑筋細胞からなる同心円錐形層の形成によって特徴付けられるもので、移植された固体器官の血管の進行性の狭窄および連続した不灌流につながる。心臓移植レシピエントにおいて、CAV病変は移植後3年後の患者の最大75%で診断することができる7。
CAVの病態生理学はまだ完全には理解されていない。これは、多数の免疫学的および非免疫学的因子に関連しているようで、その後の内皮活性化および機能不全8による内皮損傷につながる。これまでのところ、CAVの予防のための因果治療オプションは存在せず、CAVの形成および潜在的な治療を研究するために再生可能な小動物モデルの必要性を強調する。
マウス大動脈移植モデルを用いると、病変のようなCAVは移植後4週間で見ることができる。これらの病変は、主に血管平滑筋細胞からなる、それによって、ヒト病理に似ている。多種多様なトランスジェニックマウスとノックアウトマウスのため、移植関連病理におけるマウスモデルの使用は、新しい治療オプションを特定し、その発達を理解するユニークな機会を提供します。しかし、移植された血管の直径が小さいため、マウスモデルの使用は、一般的に長い学習曲線および初期の高い合併症率9に関連している。非縫合カフ技術の導入により、操作のこの最も困難な部分が容易になり、アナストモシスの直径が一定に保たれます10、11。

<table><tbody><tr><td>Balb-c マウス (H2-d)</td><td>Charles River</td><td>Strain# 028</td><td>ドナー動物</td></tr><tr><td>双極焼灼システム</td><td>ERBE</td><td>ICC 50 / 20195-023</td><td>双極焼灼</td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b)</td><td>Charles River</td><td>Strain# 027</td><td>レシピエント動物</td></tr><tr><td>Halsey 針ホルダー</td><td>FST</td><td>12501-12</td><td>針ホルダー</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Forceps</td><td>AESCULAP</td><td>BH111R</td><td>カーブ クランプ</td></tr><tr><td>メディカル ポリイミド チューブ</td><td>ノードソン メディカル</td><td>141-0031</td><td>カフ素材</td></tr><tr><td>マイクロ セリフ</td><td>FST</td><td>18055-04</td><td>マイクロ ベッセル クリップ</td></tr><tr><td>マイクロ アドソン フォーセプス (鋸歯状)</td> <td>FST</td><td>11018-12</td><td>標準鉗子</td></tr><tr><td>マイクロ セリファイン クランプ 鉗子</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td>クリップアプリケーター</td></tr><tr><td>S&T鉗子 - SuperGripチップ(角度45°C;)</td><td>S&T</td><td>00649-11</td><td>ファインフォーセプス</td></tr><tr><td>S&T血管拡張鉗子 - 角度付き10°;(先端径0.2mm)</td><td>S&T</td><td>00125-11</td><td>血管拡張器</td></tr><tr><td>Schott VisiLED Set</td><td>Schott</td><td>MC 1500 / S80-55</td><td>光</td></tr><tr><td>立体顕微鏡</td><td>ZEISS</td><td>SteREO Discovery.V8</td><td>顕微鏡</td></tr><tr><td>学生用細かいはさみ / 手術用はさみ - シャープ - 鈍い</td><td>FST</td><td>91460-11 / 14001-12</td><td>標準はさみ</td></tr><tr><td>Vannas-T&uuml;bingen スプリングハサミ (湾曲、8.5 cm)</td><td>FST</td><td>15004-08</td><td>マイクロシザーズ (湾曲)</td></tr><tr><td>Vannas-T&uuml;bingen スプリングハサミ (ストレート, 8.5 cm)</td><td>FST</td><td>15003-08</td><td>マイクロシザーズ (ストレート)</td></tr></tbody></table>

改変非縫合カフ技術を用いたマウス子宮頸動脈大動脈移植モデル

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

強力な免疫抑制プロトコルの導入により、急性拒絶反応の予防と治療において明確な進歩が可能である。しかし、移植された固体臓器の長期的な結果のわずかな改善のみが過去数十年間観察することができた。この文脈において、慢性同種移植片血管障害(CAV)は依然として心臓、腎臓および肺移植における後期臓器不全の主な原因を表す。
これまでのところ、CAV開発の根本的な病因は不明のままで、効果的な治療戦略が現在欠落している理由を説明し、基礎となる病態生理学を研究するために関連する実験モデルの必要性を強調し、CAV形成。以下のプロトコルは、改変された非縫合カフ技術を用いたマウスヘテロトピック子宮頸動脈移植モデルを説明する。この技術では、胸部大動脈のセグメントが右一般的な頸動脈に配置される。非縫合カフ技術を使用することで、容易に学び、再現可能なモデルを確立することができ、縫合された血管マイクロ解毒の可能な不均一性を最小限に抑えます。

完全MHCミスマッチ移植モデルでは、移植後4週間で同心円錐層が見られる(図2)。この層は、主にSM22(成熟血管平滑筋細胞の選択的マーカー)に対する免疫組織学的染色として血管平滑筋細胞から成り立つ。前に述べたように、これらの血管平滑筋細胞は、慢性同種移植片血管症に見られる病変に対する病理学的である。さらなる分析のために、大動脈セグメントは、エラスティカ・ファン・ギーソン染色によって切り分け、染色されるべきである。ここで、ネオインチマル層は、内部弾性膜の弾性繊維と容易に分化することができ、チュニカ内膜をチュニカ媒体から分割する。
このモデルにおける潜在的な治療効果を評価するために、ネオインチマ-メディア比、ならびに発光断面領域狭窄は、それらの断面試料13、15で測定することができる。説明した非縫合大動脈移植の改変モデルでは、300以上の大動脈移植で&gt;91%の技術的成功...

ここでは、子宮頸部マウスモデルにおける非縫合カフ技術を用いたマウスにおける異所性大動脈移植のプロトコルを提示する。このモデルは、慢性同種移植片血管症(CAV)の基礎病理を研究するために使用することができ、その形成を防ぐために新しい治療薬を評価するのに役立ちます。

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

私はミュンヘンのLMUの一般、内臓および移植外科の研究室のマーティン・リルです。今日は、改変された非縫合カフ技術を用いたマウスヘテロトピック大動脈移植モデルを紹介します。まず、ミダゾラム、メデトミジンおよびフェンタニルの腹腔内注射でレシピエント動物を麻酔する。小動物のための電気ヘアクリッパーで頸部横領域のすべての毛をクリップし、手順の間に目が乾燥するのを防ぐために綿棒で眼科軟膏を適用します。動物を顕微鏡下の加熱パッドの上のサピーヌの位置に置き、皮膚敏感な石膏ストリップで手術台に脚をそっとテープで貼ります。頭を後ろに傾け、アルコールで手術場を数回スクラブします。小さいはさみで下顎骨の下顎に頸部切開から皮膚切開を作る。血管ペディクルの双極性焼灼器を介して顎下腺の右下葉を取り除き、その後マイクロハサミで切除します。右上と下側の双極性焼灼器を介して右胸膜筋を取り除き、その後の切除をマイクロハサミで除去し、一般的な頸動脈にアクセスします。周囲の結合組織を細かい鉗子で引き離すことによって、一般的な頸動脈を可能な限り遠位および近位に動員する。一般的な頸動脈の真ん中の周りでお互いの間に最小限の距離で2つの7-0シルク合字を結び、合字の間に細かいマイクロハサミで共通の頸動脈をトランセクトします。袖口を通して近位合字の端を渡し、小さい動脈クランプでそれを固定する。できるだけ合字に近い細かいマイクロハサミで合字を取り除き、容器の壁を傷めないように注意しながら、30ゲージ針でヘパリン化生理液剤で内腔を洗い流します。細かい血管拡張剤を使用して開いたルーメンを遠ざけ、ポリアミドチューブの上にそっと引っ張ることによってカフ上の頸動脈切り株を反転させる。逆頸動脈を緩く事前に結ばれた7-0シルクループで直します。頸動脈の他端と他のカフで同じ手順を行います。遠位の連結端をカフを通し、小さな動脈クランプで固定します。できるだけ合字に近い細かいマイクロハサミで合字を取り除き、容器の壁を傷めないように注意しながら、30ゲージ針でヘパリン化生理液剤で内腔を洗い流します。細かい血管拡張剤を使用して開いたルーメンを遠ざけ、ポリアミドチューブの上にそっと引っ張ることによってカフ上の頸動脈切り株を反転させる。逆頸動脈を緩く事前に結ばれた7-0シルクループで直します。レシピエント動物を脇に置き、大動脈セグメントが剥離されるまで生理食動物で上の2分の2を保湿します。ドナーマウスをレシピエント動物と同じ方法で麻酔します。小動物のための電気ヘアクリッパーで腹部と胸部領域のすべての髪をクリップし、手順中に目が乾燥するのを防ぐために綿棒で眼科軟膏を適用します。動物を顕微鏡下の加熱パッドの上のサピーヌの位置に置き、皮膚敏感な石膏ストリップで手術台に脚をそっとテープで貼ります。アルコールで手術場を数回スクラブします。小さいは

murine-cervical-aortic-transplantation-model-using-modified-non

Research

JoVE Journal

Medicine

医学

マウスの子宮頸心臓移植モデルは、免疫学的ならびに虚血再灌流障害の研究によく適している。私たちは、非縫合カフ技術を使用して手順を変更し、このアプローチに1,000以上の成功移植を行った。 ここで、私たちはビデオを補足するためにこの技術のさらなる詳細を提供する。...

変更されたカフ法を用いたマウス子宮頸心臓移植モデル

ここでは、二重播種部分的人工多能性幹細胞がマウスにグラフトするための機能的な組織工学血管移植片を生成するためのプロトコルを提示する（PiPSC）は - 脱細胞化血管足場バイオリアクターに由来内皮細胞 - 平滑筋細胞およびPiPSC由来。...

マウスモデルにおける組織工学血管の生成とグラフト

カフ技術は、技術的に困難な小血管の縫合糸吻合を避けることにより、マウスにおける異所性子宮頸部心臓移植のモデルを短縮し、促進します。このビデオペーパーで示されている技術的な詳細により、研究者は自分の研究室でこのモデルを確立できるはずです。...

マウスにおける異子宮頸心臓移植

マウスでスリーブを用いた同所性同種大動脈移植モデルを提案します。それは非常に急速な吻合法のことで、血管疾患の研究に用いることができます。...

大動脈弁移植 - 教則ビデオのマウスモデルでスリーブを用いた

マウス子宮頸部異所性心臓移植のためのカフ技術にインナーチューブアプローチを導入し、カフ上の血管をエバートするのに役立ちます。我々は、2人の経験豊富な外科医間の協力が著しく手術時間を短縮することを発見した。...

マウスの心臓移植のためのカフ技術の最適化

本プロトコールでは、心臓同種移植片拒絶反応のメカニズムを調べるためにマウス心臓移植モデルが用いられる。この異所性心臓移植モデルでは、手術効率が向上し、修正カフ技術を用いた心臓移植の頸部エンドツーエンド吻合によって心臓移植片の生存が確保されます。...

マウス頸部異所性心臓移植モデルのための修正カフ法

マウス心臓移植モデルは、移植免疫学を研究するための貴重な研究ツールとなります。本プロトコルは、層流を可能にするためにレシピエントの総頸動脈およびドナーの肺動脈幹にカフを配置することを含むマウス異所性頸部心臓移植を詳述する。...

血管カフを用いたマウスヘテロトピック頸部心臓移植

ここでは、カフ技術を使用してマウス頸動脈に組織工学的血管移植片を移植するためのプロトコルが提示され、血管組織再生メカニズムを調査するための適切な動物モデルが提供されます。...

カフ法 による マウス頸動脈への組織改変血管移植片の移植

このプロトコルはマウスにおけるカフフリーの縫合を使った頸部異所性心臓移植技術を提示し、生理学的条件下で異物からの干渉を最小限に抑えた形で、ドナー特異的免疫寛容を評価するために、2つ目の異所性心臓移植片を確実に配置できるように設計されています。...

マウスにおけるドナー特異的免疫寛容を評価するための二次ヘテロトピオト心臓移植のためのカフフリー縫合ベースの頸部モデル

このプロトコルは、マウス頸部心臓移植のための簡略化された端側縫合吻合技術を提示し、移植免疫学の研究において堅牢かつ再現性の高いモデルを提供します。...

エンドツーサイド吻合技術を用いた子宮頸部ヘテロトピオマウス心臓移植による移植免疫学の研究

学ぶマウス子宮頸動脈大動脈移植モデルで改変非縫合カフ技術を用いた慢性移植血管症の研究法。この方法は新規治療薬の評価と移植生物学の理解に有用です。

改変非縫合カフ技術を用いたマウス子宮頸動脈大動脈移植モデル

さらに動画を探す