Name: 再生軸切除における微小外科ラミネクトミーによる挫傷脊髄損傷 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-10-20T14:45:00.000+00:00
Duration: 7 min 16 s
Description: 学ぶ、微小外科ラミネクトミーによる標準化された挫傷型脊髄損傷法をウーパールーバー（Ambystoma mexicanum）で。臨床的トラウマを模倣し、再生神経科学の翻訳研究に貢献します。

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MRIプロトコルの開発とプロジェクト全体のセットアップに関する専門知識と時間を持つオーフス大学のマイケル・ペダーセン。ピーター・アガー,オーフス大学,MRIプロトコルの開発に関する専門知識と時間を述べています。STEFFen Ringgard, オーフス大学 MRI プロトコルの開発に関する専門知識と時間.アクソロトールのSCIモデルの開発は、A.P.モラー・マースク財団、リスフォート財団、リレックス財団、ELRO財団によって親切にサポートされました。

動物の倫理的使用に関する適用されるすべての制度および政府の規制は、この研究の間に従われました。この研究は、デンマーク動物実験検査官による承認ID:2015-15-0201-0061の下で行われました。動物はメキシコアキゾロツ(アンビストマメキシコ、平均体重±STD:12.12g±1.25g)であった。
1. 準備
<ol><li>
麻酔用のアクソロトルを準備します。
	<ol>
<li>高品質の非化学的に処理された水道水を使用してください。使用できない場合は、40% ホルトフレーターのソリューションを使用します。</li>
		<li>エチル4-アミノベンゾエート(ベンゾカイン)を3mLのアセトンに200mg溶解する。この溶液を水道水1Lまたはホルトフレーターの40%溶液に溶かします。</li>
	</ol>
</li>
	<li>外科テーブルとしてステレオ顕微鏡の下に置かれる標準的なペトリ皿(直径100のmm)を使用する。ペトリ皿に外科織物布を置きます。 注:外科区域としてペトリ皿を使用することは外科区域によって動き、それに触れることなく動物の回転を可能にし、外科の間に脊柱の安定性を保障する。</li>
	<li>すべての滅菌マイクロ手術器具(すなわち、はさみおよび解剖鉗子)を準備する。</li>
</ol>2. 麻酔
<ol><li>深く安定した麻酔を確保するために、約45分間ベンゾカイン溶液を入れた容器にアクソロトルを入れます。 注:ベンゾカインの所定の濃度は、アキソロツのすべてのサイズで麻酔を引き起こす。</li>
	<li>30-45分以内に全身麻酔の兆候を確認してください。これらは、ギルの動き、右の反射、または触覚または痛みを伴う刺激(つま先ウェブの穏やかなつまみ)への応答の完全な欠如が含まれます。</li>
	<li>麻酔を維持するために、麻酔液に濡らされたペーパータオルで動物を包みます。皮膚およびエラが湿った状態に保たれることを保つために外科処置の間にこれらの溶液を定期的に湿らせる。</li>
	<li>新鮮な水道水を含む容器に入れて手術後に回復します。1時間16以内に、ギルの動きや右反射を取り戻すなどの回復の兆候を観察します。</li>
</ol>3. マイクロ外科ラミネクトミー
注:ラミネクトミーは立体顕微鏡下で行われる。
<ol><li>動物をペトリ皿の上の傾向のある位置に置きます。しっぽが露出できるようにペーパータオルで包みます。 注:ペーパータオルはプロシージャを通して安定性を保障するために優秀である。</li>
	<li>
後肢を識別します。最初の切開は、彼らにちょうどカウドを作ります。
	<ol>
<li>マイクロシサーのペアで、脊椎プロセスの骨の顕著が感じられるまでキールから垂直切開を行います。 注:これらは繊細な皮膚に損傷を与えやすいので、鉗子でキールや皮膚をつかむときは非常に注意してください。</li>
		<li>切開部が尾の幅全体を通過できるように、カットを横に伸ばします。</li>
		<li>鉗子で紡錘のプロセスをつかみ、右の深さを保障する。</li>
		<li>両側の脊椎プロセスの下に垂直切開部を1mm延長します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
動物を片側に置き、下記の通り腹部および水平切開を行う。
	<ol>
<li>一対のマイクロシサーで、垂直切開の腹部点から始まり、動物の体重10〜20gの水平切開を約15mmにする。大きな動物の切開を長くし、小さい動物の場合は短くする。</li>
		<li>はさみを使用して、椎体柱が中間線で感じられるまで、水平切開を通して中間的に解剖する。</li>
		<li>動物の反対側で手順 3.3、3.3.1、および 3.3.2 を繰り返します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
両側から深い中間平面で解剖した後、中線を通して解剖し、それによって2つの水平切開を接続する。
	<ol>
<li>テールとキールのフリーピースを片側に移動し、スピンプロセスを公開します(図1)。</li>
		<li>濡れたペーパータオルでテールピースを固定します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
外科医の非支配的な側面に直面して頭部と再び傾向のある位置に動物を置きます。
	<ol>
<li>鉗子のペアで、後肢にちょうどオードの脊椎プロセスをつかみ。動物の頭の方に向かって穏やかなリフトを適用します。</li>
		<li>一対のマイクロシサーのブレードをプロセスの周りに水平に置き、そっと切ります。プロセスの上昇は脊髄を露出させる今取除かれることを保障する。</li>
		<li>ちょうど取り外されたプロセスに向きを取り除き、手順3.5.1と3.5.2を繰り返すだけのスピンプロセスをつかみ、繰り返します。 注:これは、2つの椎体レベルに対応する露出した脊髄を残す必要があります。ラミネクトミーを行う場合、白色泡分泌がしばしば現れる。脊髄は、中線に沿って走る血管と共に、その独特の輝きによって容易に識別される。</li>
		<li>動物の大きさによっては、露出面積が十分に広くない場合があります。2組の鉗子を使用して、脊髄の両側の下線をつかみ、穏やかな動きでこれらを横にねじります。</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. 挫傷型損傷の導入 (図2)
<ol><li>動物を傾向のある位置に置いてください。</li>
	<li>ペトリ皿を使用して、動物を外傷ユニットに移します。</li>
	<li>アシスタントに脊髄の懐中電灯を照らして下さい。</li>
	<li>挫傷部ユニットシリンダーを、ユニットのマイクロアジャスターを使用して、露出した脊髄の上に置きます。シリンダーを通して目指せ</li>
	<li>シリンダーがラミネーと水平になるまで下げます。</li>
	<li>落下ロッドを電磁石に取り付けます。目的の落下高さ調整シリンダーを外傷単位に置きます。</li>
	<li>落ちる棒をシリンダーに置きます。 注:盲目の研究のために、外科医は今動物が傷害または偽の外科グループに割り当てられるかどうか知らずに部屋を出るべきです。</li>
	<li>電磁石の電源を切れロッドは露出した脊髄に落ちる。</li>
	<li>高さ調整ネジを使用して、脊髄からロッドを持ち上げます。</li>
	<li>顕微鏡で脊髄を見て怪我を確認します。負傷した部位は暗く見え、中線血管からの出血が明らかになるだろう。</li>
</ol>5. 鋭い怪我の紹介
注:3.5.4 以降でこれらの手順を実行します。
<ol><li>マイクロシサーのペアで完璧な垂直カットで脊髄をカットします。</li>
	<li>本体の片側に2mmのカットを繰り返します。 注:脊髄の取り除かれた部分の長さは、研究要件に応じるように調整することができる。しかし、2mmのカットは10に再生成可能になります。</li>
	<li>カットが完了していることを確認します。完了すると、脊柱管の腹部部分に沿って削り取るはさみの刃を感じます。</li>
	<li>脊髄の2mm片を脊柱管から持ち上げます。</li>
</ol>6. 外科的創傷の閉鎖
<ol><li>動物を手術台に戻す。盲目の研究では、脊髄が外科医に見えないようにキールの位置を変更します。</li>
	<li>
動物を傾向のある位置に置いてください。
	<ol>
<li>水平切開の最も因性部分から10.0ナイロン縫合糸の配置を開始します。傷を1つの層で閉じます。 注:壊死を引き起こすので、あまりにもきつく皮膚を把握しないでください。</li>
		<li>切開部の垂直部に向かって作業します。</li>
		<li>角度に達したときは、ペトリ皿を回し、他の水平切開を縫合します。</li>
		<li>垂直切開部に縫合糸を設定します。</li>
		<li>ここで皮膚が保持することができないので、キールの最上部に縫合糸を配置しないでください。</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. 動物を麻酔薬を含まないソリューションに戻す
<ol><li>動物と一緒にペトリ皿を持ち上げ、深さわずか5cmの淡水に非常に穏やかに沈め、動物を滑らせます。 注:浅い水深は動物が呼吸するために表面に泳ぐことを試みないことを保障する。</li>
	<li>最初の週に水を交換しないでください。</li>
	<li>動物に餌を与えるときは、食べ物が動物の頭の近くに置かれていることを確認してください。 注:これらの措置の目的は、最初の週の間にできるだけ多くの動きを避けることです。</li>
</ol>8. 術後超音波
<ol><li>麻酔の終了前に、高周波超音波システムを使用して、SCIサイトの3次元画像の構築に使用できる傷害の画像を取得します。</li>
	<li>トランスデューサをマイクロマニピュレータに取り付け、好ましくは遠隔ジョイスティックで管理する。</li>
	<li>麻酔薬を麻酔液で満たされた小さな容器に、麻酔動物をその傾向のある位置に沈めます。 注:スキャンシーケンス中の動きを避けるために、ミニチュアサンドバッグやその他の機器で動物を固定します。</li>
	<li>トランスデューサの先端を動物の長さの軸に合わせ、動物の後肢の後ろのキールからわずか数ミリ上になるまでベンゾカイン溶液に沈みます。</li>
	<li>SCI サイトを識別します。 注:損傷部位はSCIの真上に欠落している脊椎プロセスが欠落しているので容易に認識できる。</li>
	<li>超音波設定を調整して画像を最適化します。SCI サイトがイメージの中央にあることを確認します。視野(画像深度、深度オフセット、画像幅)を調整して、SCI部位と隣接する正常な組織をカバーします。画像のコントラストを最適化するには、2 次元ゲインを調整します。</li>
	<li>電子的に操作されたマイクロマニピュレータを使用してSCIサイト全体に超音波トランスデューサをスイープすることにより、複数の矢状断面スライス位置でSCIサイトを覆うBモード画像を取得し、スライス間隔を持つ連続したスライスを使用します。50 μm. フレームレートが約50フレーム/秒、トランスデューサ周波数が40MHzの500フレームを含むシネ画像を取得します。 注:このセットアップには、リモート ジョイスティックによって管理される電子マイクロマニピュレータが必要です (ステップ 8.2)。</li>
	<li>スキャンシーケンスを終了した後、ステップ7に戻ります。</li>
</ol>

<ol><li>Shavelle, R. M., DeVivo, M. J., Brooks, J. C., Strauss, D. J., Paculdo, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvements+in+Long-Term+Survival+After+Spinal+Cord+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Physical+Medicine+and+Rehabilitation%22%5BJournal%5D)">Improvements in Long-Term Survival After Spinal Cord Injury.</a> Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 96 (4), 645-651 (2015).</li>
<li>Hicken, B. L., Putzke, J. D., Richards, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+management+and+quality+of+life+after+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physical+Medicine+%26+Rehabilitation%22%5BJournal%5D)">Bladder management and quality of life after spinal cord injury.</a> American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 80 (12), 916-922 (2001).</li>
<li>Levi, R., Hultling, C., Nash, M. S., Seiger, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Stockholm+spinal+cord+injury+study%3A+1.+Medical+problems+in+a+regional+SCI+population%5BTitle%5D)+AND+%22Paraplegia%22%5BJournal%5D)">The Stockholm spinal cord injury study: 1. Medical problems in a regional SCI population.</a> Paraplegia. 33 (6), 308-315 (1995).</li>
<li>Bjornshave Noe, B., Mikkelsen, E. M., Hansen, R. M., Thygesen, M., Hagen, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidence+of+traumatic+spinal+cord+injury+in+Denmark%2C+1990-2012%3A+a+hospital-based+study%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Incidence of traumatic spinal cord injury in Denmark, 1990-2012: a hospital-based study.</a> Spinal Cord. 53 (6), 436-440 (2015).</li>
<li>Singh, A., Tetreault, L., Kalsi-Ryan, S., Nouri, A., Fehlings, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+prevalence+and+incidence+of+traumatic+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Epidemiology%22%5BJournal%5D)">Global prevalence and incidence of traumatic spinal cord injury.</a> Clinical Epidemiology. 6, 309-331 (2014).</li>
<li>Aguayo, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degenerative+and+regenerative+responses+of+injured+neurons+in+the+central+nervous+system+of+adult+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Philosophical+Transactions+of+the+Royal+Society+B%3A+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Degenerative and regenerative responses of injured neurons in the central nervous system of adult mammals.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 331 (1261), 337-343 (1991).</li>
<li>Aguayo, A. J., Bjorklund, A., Stenevi, U., Carlstedt, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+mesencephalic+neurons+survive+and+extend+long+axons+across+peripheral+nervous+system+grafts+inserted+into+the+adult+rat+striatum%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Fetal mesencephalic neurons survive and extend long axons across peripheral nervous system grafts inserted into the adult rat striatum.</a> Neuroscience Letters. 45 (1), 53-58 (1984).</li>
<li>Richardson, P. M., Issa, V. M., Aguayo, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+long+spinal+axons+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurocytology%22%5BJournal%5D)">Regeneration of long spinal axons in the rat.</a> Journal of Neurocytology. 13 (1), 165-182 (1984).</li>
<li>Butler, E. G., Ward, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reconstitution+of+the+spinal+cord+following+ablation+in+urodele+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Zoology%22%5BJournal%5D)">Reconstitution of the spinal cord following ablation in urodele larvae.</a> Journal of Experimental Zoology. 160 (1), 47-65 (1965).</li>
<li>Diaz Quiroz, J. F., Tsai, E., Coyle, M., Sehm, T., Echeverri, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Precise+control+of+miR-125b+levels+is+required+to+create+a+regeneration-permissive+environment+after+spinal+cord+injury%3A+a+cross-species+comparison+between+salamander+and+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Model+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Precise control of miR-125b levels is required to create a regeneration-permissive environment after spinal cord injury: a cross-species comparison between salamander and rat.</a> Disease Model Mechanisms. 7 (6), 601-611 (2014).</li>
<li>Clarke, J. D., Alexander, R., Holder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+descending+axons+in+the+spinal+cord+of+the+axolotl%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Regeneration of descending axons in the spinal cord of the axolotl.</a> Neuroscience Letters. 89 (1), 1-6 (1988).</li>
<li>McHedlishvili, L., Mazurov, V., Tanaka, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reconstitution+of+the+central+nervous+system+during+salamander+tail+regeneration+from+the+implanted+neurospheres%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+of+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Reconstitution of the central nervous system during salamander tail regeneration from the implanted neurospheres.</a> Methods of Molecular Biology. 916, 197-202 (2012).</li>
<li>Thygesen, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+clinically+relevant+blunt+spinal+cord+injury+model+in+the+regeneration+competent+axolotl+%28Ambystoma+mexicanum%29+tail%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Therapeutic+Medicine%22%5BJournal%5D)">A clinically relevant blunt spinal cord injury model in the regeneration competent axolotl (Ambystoma mexicanum) tail.</a> Experimental Therapeutic Medicine. 17 (3), 2322-2328 (2019).</li>
<li>Goss, R. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGoss%2C+RJ+%22Principles+of+Regeneration%22">Principles of Regeneration</a>. , Academic Press. New York. (1969).</li>
<li>Hutchison, C., Pilote, M., Roy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+axolotl+limb%3A+a+model+for+bone+development%2C+regeneration+and+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">The axolotl limb: a model for bone development, regeneration and fracture healing.</a> Bone. 40 (1), 45-56 (2007).</li>
<li>Thygesen, M. M., Rasmussen, M. M., Madsen, J. G., Pedersen, M., Lauridsen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propofol+%282%2C6-diisopropylphenol%29+is+an+applicable+immersion+anesthetic+in+the+axolotl+with+potential+uses+in+hemodynamic+and+neurophysiological+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Regeneration+%28Oxford%29%22%5BJournal%5D)">Propofol (2,6-diisopropylphenol) is an applicable immersion anesthetic in the axolotl with potential uses in hemodynamic and neurophysiological experiments.</a> Regeneration (Oxford). 4 (3), 124-131 (2017).</li>
<li>Krogh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Progress+of+Physiology%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">The Progress of Physiology.</a> The American Journal of Physiology. 90 (2), 243-251 (1929).</li>
</ol>

著者は何も開示していない。

脊髄への損傷のリスクは重要であるため、プロトコルの重要なステップは、必要に応じて脊椎プロセスを除去し、脊柱管への骨のアクセスを広げることです。プロトコルで述べたように、最初に最も頭蓋プロセスを削除することを強くお勧めします。これは、より多くのコードプロセスがはさみによって打たれから脊髄を保護することを意味します。十分な外科的アクセスを確保することをお勧めします, あまりにも小さすぎな原発切開を作ることを意味.また、鉗子で何かをつかむとき、適用される引きの方向は常に考慮されなければならない。脊髄から緩やかな引き離しを適用すると、把握が失敗し、器具のスリップが発生した場合に保護されます。
アクソロトルの外科的処置は他の動物と変わらない。しかし、特定の重要な違いは、主に動物の組織組成および大きさに起因する存在する。アクソロトルキールの皮膚は非常に壊れやすく、逆説的に切開中に与えられた小さな損傷に対してうまく治癒しない。損傷は縫合を実質的に複雑にするので、特に一次切開部に注意する必要があります。非常に若いアキソロチルの骨は非常に柔らかいです。これは、多くの場合、基本的な解剖学的鉗子が骨除去...

本研究の全体的な目標は、軸次(Ambystomaメキシコ)に鈍い鋭いSCIを与え、再生性脊髄損傷モデルを作り出すための制御された再現性の顕微鏡的方法を確立することであった。
SCIは、レベルおよび程度に応じて、膀胱および腸制御障害1、2、3と共に四肢に神経障害を与える重篤な状態である。ほとんどのSCIは、交通事故などの高エネルギー鈍い外傷の結果であり、4、5を落ちる。鋭い怪我は非常にまれです。したがって、最も一般的なマクロスコピック傷害タイプは挫傷である。
哺乳動物中枢神経系(CNS)は非再生組織であり、したがってSCIに続く神経組織の回復は6、7、8と見られる。一方、一部の動物は、CNS組織を含む組織を再生する興味深い能力を有する。これらの動物の一つは、アクソロトルです。それは再生生物学の研究で広く使用され、脊髄再生に興味がある、脊椎動物9、10、11、12である。
アクソロtlにおけるほとんどのSCI研究は、尾全体の切断または脊髄9、10、11、12の大部分の切断のいずれかとして行われる。最近、臨床状況をより良く模倣する鈍い傷害13に関する新しい研究が発表された。軸次における完全な付属切断は完全な再生をもたらすのに対し、一部の非切断ベースの再生現象は、臨界サイズ欠陥(CSD)14、15に依存する。これは、重大なしきい値を超える傷害が再生成されないことを意味します。臨床翻訳値が高い再生モデルを開発するために、本研究では、2mm鈍い外傷がCSD限界を超えるかどうかを調べた。
この方法は、小動物モデル、特にアクソロトルで脊髄再生に取り組んでいる研究者に関連しています。さらに、標準的な実験装置を使用して、一般的に小動物での使用に適した鈍い外傷機構を開発する方法を示すので、より一般的な関心があるかもしれません。

<table><tbody><tr><td>25 gカスタム落下ロッド</td><td>カスタムホームメイド</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 mmPVCパイプ</td><td>カスタムホームメイド</td><td></td><td></td></tr><tr><td>アセトン</td><td>シグマ-アルドリッチ</td><td>67-64-1</td><td>プロパノン</td></tr><tr><td>ウーパールーパー(Ambystoma mexicanum)</td><td>Exoterra GmbH</td><td>N / A</td><td>12-22 cmおよび10 g - 80 g、すべての株(野生型、メラノイド、白、アルビノ、GFP付きトランスジェニックホワイト)</td></tr><tr><td>ベンゾカイン</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>94-09-7</td><td>エチル 4-アミノ安息香酸</td></tr><tr><td>Electromaget</td><td>カスタムホームメイド</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Excel 2010</td><td>マイクロソフト</td><td>N/A</td><td>Excel 2010 以降</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>国立衛生</td><td></td>研究所 <td>ImageJ 1.5e 以降。Rasband、W.S.、ImageJ、米国国立衛生研究所、ベセスダ、メリーランド州、米国、https://imagej.nih.gov/ij/ 年、1997-2016。</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>顕微手術器具</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>鉗子やハサ</td></tr>ミ <tr><td>MS550s</td><td>富士フイルム、Visualsonics</td><td>MS550s</td><td>40 MHz中心周波数、トランスデューサ</td></tr><tr><td>MS700</td><td>富士フイルム、Visualsonics</td><td>MS700</td><td>50 MHz中心周波数、トランスデューサ</td></tr><tr><td>ペトリ皿</td><td>任意のメーカー</td><td></td><td></td></tr><tr><td>柔らかい布</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>約70 x 55 cm2 例:ふきん 実</td></tr><tr><td>体顕微鏡</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100</td><td>富士フイルム、Visualsonics</td><td>Vevo 2100</td><td>高周波超音波装置</td></tr></tbody></table>

再生軸切除における微小外科ラミネクトミーによる挫傷脊髄損傷

Contusion Spinal Cord Injury via a Microsurgical Laminectomy in the Regenerative Axolotl

本研究の目的は、アクソロトル(Ambystomaメキシコ)において、標準化され、再現可能な再生性鈍い脊髄損傷モデルを確立することです。ほとんどの臨床脊髄損傷は、高エネルギー鈍い外傷として起こり、挫傷を誘発する。しかし、軸次脊髄のほとんどの研究は、鋭い外傷で行われています。したがって、本研究は、より臨床的に関連する再生モデルを作り出すことを目指している。ほぼすべての組織を再生する彼らの印象的な能力のために、アキセロチルは再生研究のモデルとして広く使用され、脊髄損傷(SCI)研究で広く使用されています。このプロトコルでは、アキソロチルはベンゾカイン溶液中の浸漬によって麻酔される。顕微鏡下では、角切開は後肢にちょうどコーダルのレベルで両側に行われます。この切開から、紡錘のプロセスを解剖し、露出することができる。鉗子およびはさみを使用して、脊髄を露出させる2レベルの線膜切開術が行われる。シリンダー内の落下ロッドからなるカスタム外傷装置が構築され、この装置は脊髄に挫傷を誘発するために使用される。切開は縫合され、動物は麻酔から回復する。外科的アプローチは脊髄を露出することに成功した。外傷機構は、組織学、MRI、および神経学的検査によって確認された脊髄への挫傷を引き起こす可能性がある。最後に、脊髄は傷害から再生する。プロトコルの重要なステップは、脊髄に損傷を与えることなく、脊椎プロセスを除去することです。この手順では、安全な手順を確保するためのトレーニングが必要です。さらに、創傷閉鎖は、切開時に皮膚に不必要な損傷を与えないという大いに依存する。プロトコルは、12匹の動物の無作為化研究で行った。

プロトコルの目的は、モーターと感覚機能を損傷に麻痺させるSCIを生成することです。アクソロトルは再生能力があるので、数週間以内に機能を回復し、研究者は短い期間でCNS再生を研究することを可能にします。
全ての動物に45分間麻酔を与え、早期回復のエピソードは経験されなかった。すべての動物は1時間以内に回復し、次の週13、16で麻酔による損傷の兆候を示さなかった。
ラミネクトミーは全ての動物で成功した。しかし、脊柱管の幅の解剖学的変化は、鉗子を使用して運河の広がりと一部の個体のねじれを求めた。さらに、一部の個体の残留ラミナエは落下ロッドが目標に達するのを防ぎ、したがって、外科医が残留骨および顕著からフィールドをきれいにすることが不可欠である。
切開部を閉じることは、特に研究のパイロット段階でいくつかの困難に関連していました。キールの上部の縫合糸は保持されず、不...

この原稿は、再生軸術(Ambystomaメキシコ)に制御された鈍いと鋭い脊髄損傷を外科的に与えるプロトコルを提示する。

The purpose of this study is to establish a standardized and reproducible regenerative blunt spinal cord injury model in the axolotl (Ambystoma ...

このプロトコルは、アショロテル脊髄再生研究において標準化された消耗型損傷を導入する最初のプロトコルである。この技術の主な利点は、日常の診療所で見られる外傷を模倣し、将来の発見が翻訳される可能性を高めることです。この損傷装置は脊髄損傷の他の小さい動物モデルで利用することができる。手術技術は困難であり、特にラミネクトミーである。従って、インビボ手術に進む前に、多数の動物ex vivo上で処置を訓練することが推奨される。まず、標準的なペトリ皿をステレオ顕微鏡の下に置き、外科用繊維布の上に置いて外科用テーブルを設置します。麻酔付きのアキソロトルをペトリ皿の上の起こりやすい位置に置き、尾が露出するようにペーパータオルで包みます。後肢を特定し、マイクロハサミを使用して、最初の切開をそれらに対して単に尾行にします。棘のプロセスの骨の目立ちが感じられるまで、キールからの垂直切開を行います。カットを横方向に伸ばし、切開部が尾の全幅を横切り、鉗子で棘プロセスを把握し、適切な深さを確保します。次に、垂直切開を両側の棘プロセスの下に1ミリメートル伸ばします。動物を片側に置き、垂直切開の腹側から始めて、体重が10〜20グラムの動物に対して約15ミリメートルの水平切開を行います。はさみを使用して、脊柱が正中に感じられるまで水平切開を通してすぐに解剖します。その後、動物を反対側に向け、プロセスを繰り返します。両側から深い内側面で解剖した後、正中線を通って解剖して2つの水平切開を接続する。次に、尾とキールの自由な部分を片側に移動して、スピンプロセスを公開します。外科医の非支配的な側に向かう頭部を持つ傾向のある位置に動物を置き、鉗子のペアを使用して棘のプロセスを把握し、後肢に向かうだけです。穏やかなリフトを上にして、動物の頭に向かって適用します。マイクロハサミの刃をプロセスの周りに水平に置き、脊髄を露出させ、穏やかに切ります。取り外したプロセスに棘プロセスを持ち、プロセスを繰り返します。脊髄を取り除いたときに損傷を与えないように、棘プロセスに一定のリフトを保つことが不可欠です。露出した領域が十分に広くない場合は、2組の鉗子を使用して脊髄の両側の層状をつかみ、穏やかな動きで横にねじります。スピンプロセスを削除する場合、複数の手順でこれを行う必要があります。したがって、脊髄の暴露には数分かかる場合があります。傷式の損傷を導入するには、ペトリ皿を使用して動物を外傷ユニットに移し、脊髄に懐中電灯を当てる。次に、マイクロアジャスターを使用して露出した脊髄の上に損傷外傷ユニットシリンダーを置き、ラミネアと同じレベルになるまでシリンダーを下げる。落下ロッドを電磁石に取り付け、外傷部に所望の落下高さ調整シリンダーを置きます。次に、シリンダに落下ロッドを置き、電磁石をオフにして露出した脊髄にロッドを落とし、高さ調整ネジを使用してロッドを持ち上げます。鋭い怪我を導入した場合は、脊髄を完璧な垂直カットで切り、2ミリメートルを身体の尾側に繰り返します。切り傷が完了したことを確認するために脊柱管の腹側部分に沿って擦り傷するはさみの刃を感じ、運河から脊髄の部分を持ち上げます。外科的創傷を閉じるには、水平切開の最も尾大部分から10点Oナイロン縫合糸を1層に閉じ、切開の垂直部分に向かって働く。角度に達したら、ペトリ皿を回し、他の水平切開を縫合し、垂直切開部に縫合糸を設定します。麻酔を終了する前に、高周波超音波を使用して傷害の画像を取得します。トランスデューサの先端を動物の長さの軸に合わせ、動物の後肢の後ろのキールの数ミリメートル上になるまでベンゾカイン溶液に沈めます。傷害部位を特定し、原稿の指示に従って画像を取得します。終了したら、ペトリ皿を深度5センチの淡水に浸し、動物を滑らせて、アショロトルを麻酔のない溶液に戻します。このプロトコルを使用して作成された脊髄損傷は、ヘマトキシリンおよびエオシン染色を使用して負傷および偽のaxolotlsに染色することを検証した。再生を確認するために、組織学的セクションは、損傷後9週間で調製された。画像は、負傷した動物の脊髄接続を再確立した。傷害と再生はまた、神経学的機能を調べることに続いています。尾の刺激に対する動物の反応は、より高い触覚および忍化性感覚機能を示すより高いスコアで採点された。負傷した動物の中で、傷害後3週間で神経機能が失われ、9週間以内に徐々に回復した。脊髄損傷はまた、超音波グラフィック画像を使用して視覚化され、血管の完全性のマーカーとしての後動脈の視覚化を可能にした。ハイフィールドMRIスキャンは、怪我の直後と3、6、および9週間で行われました。これらのスキャンは、浮腫と脊髄完全性の回復を視覚化することができた。スキャンはすぐに怪我の後、騒音を起こしやすい。患者と細心の注意を払った手術は、脊髄に早期損傷を与えることなく、ラミトマイの後に成功した結果への道を開きます。この手順に従って、イメージングや電気生理学的手法などのインビボ法を適用できる。

contusion-spinal-cord-injury-via-microsurgical-laminectomy

Research

JoVE Journal

Medicine

医学

神経前駆体の移植は、保護および/または脊髄損傷（SCI）と運動ニューロン疾患、筋萎縮性側索laterals硬化症（ALS）で失われた/機能不全子宮頸部横隔運動ニューロンを交換するための有望な戦略である。我々は、ALSとSCIの齧歯類モデルにおける頚髄前角に細胞送達のためのプロトコルを提供しています。...

筋萎縮性側索硬化症や外傷性脊髄損傷では頚椎前角をターゲットとするための髄腔内細胞移植

出典:Elzat, E. Y. Y., et al., Establishing a Mouse Contusion Spinal Cord Injury Model Based on a Minimally Invasive Technique.J. Vis. Exp.

脊髄損傷同軸プラットフォームを使用したマウスモデルにおける脊髄挫傷の誘発

脊髄損傷は、深刻な罹患率および高い死亡率を引き起こす外傷性状態である。本研究では、具体的に、神経幹細胞の移植に続いて、マウスにおける脊髄損傷の挫傷モデルを記述する。...

脊髄損傷の実験的挫傷モデルにおける神経幹細胞移植

この記事では、新生児マウスで再現可能な脊髄圧迫損傷(SCI)を生成する方法について説明します。このモデルは、自発的な機能回復の根底にある適応可塑性のメカニズムを研究するための有利なプラットフォームを提供します。...

新生児マウス脊髄圧縮損傷モデル

ここでは、我々 は、スペアの中央運河ニッチ住宅内因性神経幹細胞 (NSCs) 大人のマウスの最小限の脊髄損傷モデルの性能を発揮します。Neurosphere アッセイを使用してアクティブ化および傷害に続く決定的な原始的な NSCs...

最小限の脊髄損傷のマウス モデルにおける内因性神経幹細胞の活性化を評価する Neurosphere アッセイ

ここに提示されるプロトコルは、CAS9-gRNA複合体を脊髄中央管に注入し、続いてエレクトロポレーションを行うことによって、軸総便脊髄の時間および空間制限遺伝子ノックアウトを行うプロトコルである。...

CAS9タンパク質-gRNA複合体のエレクトロポレーションによるアクソロトル脊髄神経幹細胞の直接遺伝子ノックアウト

アフリカツメガエル・ラエビス・...

アフリカツメガエル・ ラエビス ・オタマジャクシの脊髄切除

ここでは、椎弓切除術を排除するラットの開腹脊髄損傷をモデル化する新しい高速技術について説明します。側半切除は顕微鏡で見ながら行います。この技術は用途が広く、他の動物の脊髄の頸部、胸部、腰部にも使用できます。...

ラットの開腹脊髄損傷をモデル化するための低侵襲で高速な脊髄外側半断面技術

低侵襲技術とシンプルな実験装置は、実験動物への手術損傷を減らし、解剖学的形態の維持を可能にすることにより、脊髄損傷モデルの再現性を向上させます。信頼性の高い結果と再現可能な手順により、病気の修復のメカニズムの調査が容易になるため、この方法は価値があります。...

低侵襲法に基づくマウス挫傷脊髄損傷モデルの確立

本研究の目的は、頭蓋顔面組織再生の研究のために 、Ambystoma mexicanum...

Ambystoma mexicanumモデルにおける頭蓋顔面組織再生研究のための下顎損傷モデルの設計と標準化

学ぶ、微小外科ラミネクトミーによる標準化された挫傷型脊髄損傷法をウーパールーバー（Ambystoma mexicanum）で。臨床的トラウマを模倣し、再生神経科学の翻訳研究に貢献します。

再生軸切除における微小外科ラミネクトミーによる挫傷脊髄損傷

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