Name: 幹細胞治療のための心筋梗塞後心不全の豚モデルの確立 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
Description: 学ぶ心筋梗塞後心不全の豚モデル確立法。左回旋枝閉塞と急速ペーシングにより心不全を誘導し、心筋内幹細胞移植の効果と安全性を評価する安定した大動物モデルを構築する方法です。

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著者らは、動物実験中の優れた技術サポートについて、アルフレダとカン・タク・チュンを認めている。

すべての動物実験は、米国国立衛生研究所が香港大学の国立衛生および規制で発表した実験動物のケアと使用ガイドに従って行われ、この議定書は香港大学の教育研究における生きた動物の使用に関する委員会(CULTAR)によって承認されました。
注:この研究には、体重35〜40kg(9-12ヶ月)の雌養豚が使用されました。この実験のフローチャートを 図 1に示します。
1. 外科的処置
<ol><li>動物の麻酔と準備<ol>
<li>動物を12時間速くし、実験の前に4時間水の剥奪を受ける。</li>
		<li>通常の生理食前の20 mLで調製したタイルアミン+ゾレゼパム(2-7 mg/kg)およびキシラジン(0.5-1 mg/kg)の筋肉内注射を通じてブタを麻酔します。動物の手のひらの反射を、それらが欠けるまで監視します。</li>
		<li>豚の毛を取り除き、首の皮膚とセクション1.3-1.5の鼠径部を殺菌します。操作領域3xを70%エタノールおよびベタジンで消毒する。</li>
		<li>7mmの気管チューブをブタ気管に入れ、耳の静脈に22G静脈内留針を入れる。</li>
		<li>豚を手術台に移動し、サピイン位置に配置します。気管内チューブを呼吸器に接続し、機械換気(吸気/発呼時間比1:2)イソフルラン(1.5%-2.0%吸入)と酸素(0.5-1.5 L/分吸入)を有する動物を接続します。</li>
		<li>表面心電図と血圧を監視し、電気生理学記録システムを介して心拍数、心臓リズム、および動脈血圧を継続的に監視します。</li>
	</ol></li>
	<li>心エコー撮影<ol>
<li>豚を左横の褥瘡の位置に移動し、テーブルの上に固定します。</li>
		<li>プローブを心膜領域に置き、2DおよびMモードイメージングを含むシリアル心エコー検査を行い、高解像心エコーシステムと3〜9MHzトランスデューサをベースラインで使用し、細胞移植前および細胞移植後8週間(補足図1)を行う。</li>
		<li>市販のソフトウェアを使用して、取得したすべての画像を分析します。LV末端拡張期寸法(LVEDD)、LV末端収縮期寸法(LVESD)、LV末端拡張期容積(LVEDV)、LV末端収縮量(LVESV)、LV放出画分(LVEF)、および標準心エコー画像後の壁厚さを、パラシュタル長軸図から計算します。 注: すべてのオフライン解析は、コンピュータワークステーションを使用して別の独立したオペレータによって行われました。異なる観察者間の測定値の変動は、20の繰り返されたランダム画像に基づいて4%であった。すべての心エコー測定は、米国心エコー学会の勧告に従って行われた。</li>
	</ol></li>
	<li>ペースメーカーの移植<ol>
<li>豚をサピーヌの位置に移動し、テーブルの上の豚の手足をストラップで固定します。</li>
		<li>頸動脈三角形(胸膜筋の後ろ、スチロヒヨード、ジガスト筋、オモヒドイドに囲まれた)の右頸動脈と頸静脈を見つけ、生殖不能状態下で右頸動脈および頸静脈を止血圧力差で分離する(図2)。右頸動脈と頸静脈の遠位端をリゲートします。2-0ヴィクリルで2つの筋肉を縫います。 
</li>
		<li>右頸静脈を血管炎でカニュールし、X線ガイダンスの下で右心室にペースメーカーを挿入する(図2)。</li>
		<li>鉗子を使用して胸骨筋と前鱗癬筋を分離する。2つの筋肉の間にペースメーカーを植え付け、2-0シルクで2つの筋肉を縫います。ペースメーカーをリードに接続します。</li>
		<li>移植後にペースメーカーの発電機でVVIモード(35bpm)をバックアップするようにペースメーカーを再プログラムします。</li>
		<li>MI誘導の4週間後にペースメーカーの発電機によってHFを誘発するために急速な心室のペーシング(150拍/分)を適用する。その後、ペースメーカーをバックアップVVIモードを8週間に戻します。</li>
	</ol></li>
	<li>侵襲的圧力量ループ解析 注意:細胞移植前、細胞移植後8週間、LV機能の変化を評価するために、ベースラインで侵襲的な血行力学的評価を行います。<ol>
<li>大腿骨三角形(りぎりな靭帯、サルトリウス筋、内転筋長筋に囲まれた)で右大腿動脈と大腿静脈を単離する(補足図2)。</li>
		<li>右大腿動脈を血管カスでカニュール化し、血管カスを介して動脈にガイドワイヤーを配置する。血管を取り除き、ガイドワイヤーの指導の下で動脈に9Fシースをカニューレートします。ガイドワイヤを取り外します。</li>
		<li>ステップ1.4.2に記載されているように、右大腿静脈を12Fシースでカニュールする。配置された12Fシースからバルーンカテーテルを下の静脈(IVC)にX線誘導の下に挿入します。</li>
		<li>7 Fr圧力量(PV)カテーテルをPV信号プロセッサで等張生理食合にキャリブレーションします。</li>
		<li>PVカテーテルをX線ガイダンスの下に配置された9FシースからLVの頂点に挿入します。換気を中断し、PV信号プロセッサで左心室最大正圧誘導体(+dP/dt)、終期収縮期圧(ESP)、およびエンド拡張期圧(EDP)を測定します。</li>
		<li>IVCの閉塞時にPV信号プロセッサによるエンドシストリック圧容積関係(ESPVR)を測定します。</li>
		<li>手順が終了したら、換気を再開します。</li>
	</ol></li>
	<li>MIの誘導<ol>
<li>アミオダロン(5mg/kgを1時間以上静脈内に静脈内)とリドカイン(1.5mg/kg静脈内ボーラス)を心室不整脈の誘導前に動物に静脈内投与する。</li>
		<li>ステップ1.4.3で述べたように8Fの鞘で右頸動脈をカニューレートする。</li>
		<li>標準的なC腕の透視検査装置によって導かれる置かれた外装を介して6F JR4のワイヤー通しのガイドカテーテルを通して冠状血管造影を行う。</li>
		<li>X線ガイダンスの下で、左角折性冠動脈(LCX)を経皮的な経年冠動脈形成術(PTCA)拡張バルーンカテーテルインフレで第1の閉塞性限界枝に遠位する(図2)。</li>
		<li>バルーンカテーテルを介して10mLのシリンで調製した生理食音3mLと混合した700μmスポンジマイクロスフィアの1mLを注入し、バルーンを収縮させ、血管造影を行い、閉塞を確認します。</li>
		<li>正常に完全な閉塞を達成するために注入手順を繰り返します。</li>
		<li>動物の心拍数とリズムを監視して、心臓不整脈を検出します。心室細動が起こった場合は、外部の二ファシ性除細動器を使用して、150-300 Jショックを使用して中症のリズムを再確立します。</li>
	</ol></li>
	<li>幹細胞注射<ol>
<li>心臓機能の顕著な障害を持つすべての動物(MI誘導後8週間で40%)を2つの異なるグループに無作為に割り当てる:1つは2 x 108 ヒト人工多能性幹細胞由来の多発性幹細胞(hiPSC-MCC)の心筋内投与を受けるもの、およびhiPSC-MSCを受け取らない他のグループである。</li>
		<li>ヒプスカ-MSCを正常生理的な生理学的な移植のために2 mLで準備する。筋膜内hiPSC-MSP移植の前に、セクション1.1に記載されている麻酔および動物の調製手順を繰り返し、今度は頂点ビート領域の周りに10cmを殺菌する。リトラクターで4-5肋間空間で左の左の分腔間のトミーを行う。心膜切り術を行い、梗塞横壁を露出する。 注:切開の長さは10〜12cmであった。</li>
		<li>
梗塞領域の周りに5-8の心筋注射(約0.3 mL)を使用して、培養培地(材料表)を1つの群の動物または2 x 108 hiPSC-MCCを他方の群に投与する(図3)。any出血のリスクを減らすために、冠状動脈への損傷を慎重に避けてください。
</li>
		<li>鉄のワイヤーで肋間空間を閉じ、2-0シルクで筋肉層を閉じます。皮下組織と皮膚を2-0ビクリルで縫う。</li>
	</ol></li>
	<li>心臓内プログラムによる電気刺激<ol>
<li>プログラム可能な刺激装置を用いてプログラムされた電気刺激を行い、細胞移植療法後の心室頻脈(VT)の不助振を評価する。</li>
		<li>すべての動物を犠牲にする前に、大腿静脈を介して右心室の頂点に6F電気生理学的カテーテルを挿入します。</li>
		<li>200mm/sの速度で電気生理学的記録システム上の表面心電図の導きI、II、およびIIIとの心臓内の記録を表示する。刺激装置を使用して、2倍の拡張期の閾値で2ミリ秒のパルス幅を提供する。</li>
		<li>2つのドライブサイクル長(200 msと300 ms)で8回の刺激(S1)のペーシングトレインを提供し、次に1つ(S2)または2(S2およびS3)早期の余分な刺激を提供します。</li>
		<li>心室有効難治期または不整脈が誘発されるまで、結合間隔を順次短くする。誘導可能な持続VT(>10 s)の存在に注意してください。</li>
	</ol></li>
</ol>2. 術後プロトコル
<ol><li>術後医療<ol>
<li>HFのための従来の薬理学的療法を行う。簡単に, 経口はメトプロロールコハク酸 (25 mg) とラミプリル (2.5 mg) を毎日すべての動物に投与します。</li>
		<li>感染を予防し、痛みを和らげるために、手術後1週間、毎日すべての動物にエンロフロキサシン(5mg/kg)とブプレノルフィン(0.01mg/kg)を筋肉内投与する。</li>
		<li>免疫学的拒絶反応を最小限に抑えるために、ステロイド(40mg/日経口)およびシクロスポリン(200mg/日経口)を細胞移植の3日前から8週間後まで全ての動物に経口投与する。</li>
	</ol>
</li>
	<li>梗塞サイズ評価<ol>
<li>実験の最後にドーミナル(ペントバルビタールナトリウム、100mg/kg、IV)の過剰摂取によって動物を安楽死させる。</li>
		<li>胸を開き、心臓を収集します。0.9%生理食いで心臓をすすい。</li>
		<li>LV横方向の厚さ1cmのメスを有するLV組織サンプルを連続的に切片する。</li>
		<li>梗塞した心筋を含むスライスの部分を選択して、壁の厚さと梗塞領域を測定します。</li>
		<li>これらのスライスの画像をキャプチャし、商業画像解析ソフトウェアを使用して、壁の厚さと梗塞領域を定量的に分析します。</li>
		<li>4°Cで10%ホルマリンで1ヶ月間組織を固定します。組織内に組織を埋め込み、隣接し、かつ梗塞部位(約1cm2 個)にパラフィンに埋め込む。組織学的検査のためにミクロトームを用いて5μmのスライスにセクション。</li>
	</ol>
</li>
	<li>細胞生存<ol>
<li>抗ヒト核抗原(HNA)による免疫染色により移植細胞の生着を、製造業者が提供するプロトコルに従って検出する。</li>
		<li>各動物の5つのランダムフィールドで3つの異なるセクションに画像をキャプチャし、梗塞部内の陽性細胞を定量的に分析します。 注:画像キャプチャシステムと画像解析ソフトウェアは、心臓セクションの画像をキャプチャして分析するために使用されました。</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

著者らは開示するものは何もない。

標準的な動物モデルは、疾患の病態生理学とメカニズムを理解し、新しい治療法をテストすることが最も重要です。我々のプロトコルは左の屈曲の動脈閉塞および急速なペーシングによって誘発されるHFのブタモデルを確立する。MIの誘導の8週間後、動物はLVEF、LVEDD、LVESD、+dP/dt、およびESPVRの有意な障害を発症した。このプロトコルはまた、心筋内注射による心臓再生のための幹細胞療法の投与方法をテストする。梗塞サイズ、および心収縮期および拡張期機能が評価される。この研究は、臨床症例に似た幹細胞治療のための安定した再現性のある前臨床大動物HFモデルを確立するのに役立つ。
LCXの閉塞と急速なペーシングは、我々の以前の研究77、88でHFの動物モデルを作成するために広く使用されてきた。最初の鈍い限界枝へのLCX遠位は閉塞し、続いて4週間の急速な右心室ペーシングが続いた。心筋虚血は、心臓線維症、心筋リモデリング、および心臓不整脈を引き起こすMI中の心筋細胞の損失をもたら...

心血管疾患、特に冠動脈疾患(CAD)は、香港および世界で罹患率および死亡率の主な原因であり続ける1.香港では、病院当局の下で治療を受けたCAD患者数の2012年から2017年までの26%の増加が予測された。すべてのCADの中で、急性心筋梗塞(MI)は心不全(HF)などの死亡およびそれに続く合併症の主要な原因である。これらは、重大な医療、社会的、財政的負担に貢献します。MI患者では、血栓溶解療法または一次経皮的冠動脈介入(PCI)は生命を維持するのに有効な治療法であるが、これらの治療法はMI中の心筋細胞(CM)の損失を減らすだけである。利用可能な治療は、心臓線維症、心筋リモデリング、心臓不整脈、および最終的に心不全につながるCMの永久的な損失を補充することができません。1年後MIの死亡率は約7%で、20%以上の患者がHF3を発症している。末期のHF患者では、心臓移植は有効な唯一の治療であるが、利用可能な臓器の不足によって制限される。新しい治療法は、ポストMI HFの開発を逆転させるために必要です。その結果、細胞系療法は、障害のあるCMを修復し、MIに続くHFにおける左心室(LV)機能を改善するための魅力的なアプローチと考えられている。我々の以前の研究では、幹細胞移植は、MI44,55の小動物モデルにおける直接心筋移植後の心臓機能改善に有益であることがわかった。標準化された前臨床前の大きい動物のHFの議定書は従って臨床使用の前に幹細胞移植の有効性および安全性をさらにテストするために必要である。
ここ数十年、幹細胞療法の心臓血管研究における豚の広範な使用を目撃しています。HF豚は、心臓のサイズ、体重、リズム、機能、冠動脈解剖学の観点から人間との類似性のために、翻訳研究の有望なモデルです。さらに、ブタHFモデルは、CM代謝、電気生理学的特性、および虚血状態下での神経内分泌変化の点でポストMI HF患者を模倣することができる6。ここで提示されるプロトコルは、このような標準化された豚HFモデルを使用し、左回折動脈(LCX)の閉胸冠動脈バルーン閉塞を採用し、その後ペースメーカーの移植によって誘導される急速なペーシングを採用する。この研究はまた、ポストMI HFの治療のための幹細胞の筋膜内投与の経路を最適化する。目的は、重症CAD患者に臨床的に関連する治療法を開発するために使用することができる慢性心筋梗塞のブタ動物モデルを生成することです。

<table><tbody><tr><td>Amiodarone</td><td>Mylan</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>麻酔器と呼吸器</td><td></td> <td>Drager</td><td>Fabius plus XL-Angiocath</td></tr> <tr><td></td><td>Becton Dickinson</td><td>381147-Anti-human</td><td></td></tr> <tr><td>nuclear antigen</td><td>abcam</td><td>ab19118-Axio</td><td></td></tr> <tr><td>Plus 画像キャプチャ システム</td><td>Zeiss</td><td>Axioskop 2 PLUS</td><td>Axioskop 2 plus</td></tr><tr><td>AxioVision Rel. 4.5 ソフトウェア</td><td>Zeiss</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Baytril</td><td></td> Bayer-enrofloxacin <td></td><td></td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Mundipharma</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>-CardioLab Electrophysiology Recording Systems</td><td>GE</td><td>Healthcare G220f-Culture</td><td></td></tr> <tr><td>media</td><td>MesenCult</td><td>05420-Cyclosporine</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Novartis</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>除細動器</td><td>GE Healthcare</td><td>CardioServ-Dorminal</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>TEVA</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>心エコー検査システム</td><td>GE Vingmed</td><td>Vivid i-EchoPac</td><td></td></tr> <tr><td>ソフトウェア</td><td>GE Vingmed</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>電気生理学的カテーテル</td><td>Cordis Corp</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Embozene Microsphere</td><td>Boston Scientific</td><td>17020-S1</td><td>700 MU;m</td></tr><tr><td>気管内チューブ</td><td>Vet Care</td><td>VCPET70PCW</td><td>サイズ 7</td></tr><tr><td>エタノール</td><td>VWR 化学薬品</td><td>20821.33</td><td>-</td></tr><tr><td>ホルマリン</td><td>シグマ</td><td></td><td>HT501320 10%</td></tr><tr><td>IVC バルーン 拡張カテーテル</td><td>ボストン サイエンティフィック</td><td>3917112041</td><td>マスタング</td></tr><tr><td>JR4 ガイディング カテーテル</td><td>コーディス コープ</td><td>67208200</td><td>6F</td></tr><tr><td>リドカイン</td><td>クオラ</td> <td>-</td><td></td></tr> <tr><td>Mersilk</td><td>Ethicon</td><td>W584</td><td>2-0</td></tr><tr><td>コハク酸メトプロロール</td><td>ウォックハルト</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>- ミクロトーム</td><td>ライカ</td><td>RM2125RT</td><td></td></tr> <tr><td>- モバイル C アーム X線透視装置</td><td>GE ヘルスケア</td><td>OEC 9900 エリート</td><td></td></tr> <tr><td>- ペースメーカー</td><td>セントジュードメディカル</td><td>PM1272</td><td>保証 MRI ペースメーカー</td></tr><tr><td>ペースメーカー発電機</td>セント<td>ジュードメディカル</td><td>メルンモデル3330</td><td>-</td></tr><tr><td>圧力容量カテーテル</td><td>CDレイコム</td><td>CA-71103-PL</td><td>7F</td></tr><tr><td>圧力&ndash;ボリュームシグナルプロセッサ</td><td>CD Leycom</td><td>SIGMA-M-Programmable</td><td></td></tr> <tr><td>Stimulator</td><td>Medtronic Inc</td><td>5328-PTCA</td><td></td></tr> <tr><td>拡張バルーン カテーテル</td><td>ボストン科学</td><td>H7493919120250</td><td>MAVERICK Over the Wire</td></tr><tr><td>ラミプリル</td><td>TEVA-</td><td></td><td>-</td></tr><tr><td>シース紹介者</td><td>Cordis Corp</td><td>504608X</td><td>8F, 9F, 12F</td></tr><tr><td>ステロイド</td><td>対関節炎</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Temgesic</td><td>Nindivior-buprenorphine</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>静脈留置針</td><td>TERUMO</td><td>SR+OX2225C</td><td>22G</td></tr><tr><td>Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>VCP320H</td><td>2-0</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>ゾレチル・</td><td>ビルバック・ニュージーランド・リミテッド</td><td>-</td><td>チレタミン+ゾレゼパム</td></tr></tbody></table>

幹細胞治療のための心筋梗塞後心不全の豚モデルの確立

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

心筋梗塞(MI)に続く心不全(HF)の治療において進歩が達成されているが、MIに続くHFは、世界中の死亡率および罹患率の主要な原因の1つである。心臓修復のための細胞ベースの治療法とMI後の左心室機能の改善はかなりの注目を集めています。したがって、これらの細胞移植の安全性および有効性は、臨床使用前にHFの前臨床大動物モデルで試験されるべきである。豚は、心臓の大きさと冠状動脈解剖学の面で人間との類似性のために心血管疾患の研究に広く使用されています。そこで、左回折動脈の閉じた胸部冠状バルーン閉塞(LCX)を用いたブタ慢性HFモデルの確立に有効なプロトコルを提示し、続いてペースメーカーの移植によって誘発される急速な心室ペーシングを求めた。8週間後、幹細胞は梗塞周辺領域で心筋内注射によって投与された。次に梗塞サイズ、細胞生存、および左心室機能(心エコー検査、血行力学パラメータ、および電気生理学を含む)を評価した。本研究は、幹細胞治療のための安定した前臨床前の大型動物HFモデルを確立するのに役立つ。

死亡 率 この研究では合計24匹の豚が使用された。そのうちの3つは、持続的なVTのためにMI誘導中に死亡した。1匹の動物が創傷出血のために細胞注射のための開胸手術で死亡した。重症感染のため2匹の動物が死亡した。EFの減少(LVEFの減少&gt;ベースラインの40%)のために2匹の動物が除外された。その結果、16匹の動物が全研究プロトコルを完成させた。
心臓機能とリモデリング 連続心エコー検査では、LVEFがベースラインで68.23±3.52%から39.37±3.22%に有意に減少した。LVEDDは3.6±0.5から4.8±0.4に大幅に増加し、LVESDはMI誘導後8週間で2.5±0.3から3.9±0.4(図4A)に大幅に増加した。 LVEFおよびLVESDは、移植後8週間のhiP...

左屈折性動脈閉塞と急速なペーシングによって引き起こされる心不全の豚モデルを確立し、細胞ベースの治療法に対する幹細胞の筋膜内投与の効果と安全性をテストすることを目的とした。

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

この豚心不全モデルは、左回折動脈閉塞および急速なペーシングによって誘発され、心臓再生に対する直接の心筋内幹細胞注入の影響を評価するために使用することができる。私たちの豚コロニー心不全モデルは非常に安定しています。このモデルの新しい梗塞サイズは、ベースラインから少なくとも40%減少した左心室および左心室注射梗塞の約16%である。実験豚を直した位置に、頸動脈とジャグラー静脈を頸動脈三角形に配置し、止血鉗子と無菌技術を用いて右頸動脈と頸静脈を分離する。右頸動脈とジャグラー静脈の遠位端をリゲートし、右のジャグラー静脈をカニュール化するために血管を使用します。X線ガイダンスの下で右心室にペースメーカーのリードを挿入した後、胸骨筋と前scalene筋肉を分離し、ペースメーカーをリードに接続するために鉗子を使用します。その後、2つの筋肉の間にペースメーカーを埋め込みます。その後、2-0シルクで2つの筋肉を閉じます。左心室機能の変化を評価するには、大腿三角形の右大腿動脈と大腿静脈を分離し、血管カスで右大腿動脈を計算する。血管カスを介して大腿静脈にガイドワイヤーを入れ、血管を取り除きます。ガイドワイヤーの指導の下で大腿静脈に12フランスの鞘をカニュールし、ガイドワイヤーを取り外します。ちょうど実証したように、9つのフランスの鞘で右大腿動脈をカヌレートします。そして、X線ガイダンスの下で内部の大静脈に12フランスのシースを通してバルーンカテーテルを挿入します。圧力容積信号プロセッサを用いて等張生理生理的な生理的な生理的に7つのフランスの圧力容積カテーテルを較正し、X線指導の下で9つのフランスの外装を通して左心室の頂点にカテーテルを挿入する。換気を中断し、圧力量信号プロセッサを使用して、左心室最大および負圧誘導体、収縮期圧および拡張期末圧を測定します。その後、換気を再開します。心筋梗塞誘導の場合、1キロのアミオダロンあたり5ミリグラム、キログラム当たり1.5ミリグラムを静脈内に1時間かけて投与し、8つのフランスの鞘で右頸動脈を計算する前に心室性不整脈を予防する。標準的なC腕の透視法によって導かれる置かれた外装を介して6つのフランスのシースのワイヤー上導きカテーテルを通して冠状血管造影を行う。X線誘導の下で経皮的な経年冠動脈拡張バルーンカテーテルインフレを有する最初の閉塞性限界枝に左の角反射冠動脈位相位への閉塞。7ミリリットルのスポンジマイクロスフィアを10ミリリットルの注射器に7ミリリットルのイオヘキソールと混合して1ミリリットルをロードし、バルーンカテーテルを通して混合物を注入して左の角折り冠動脈を遮断する。次にバルーンを収縮させ、血管造影を行い、閉塞を確認します。梗塞誘導負荷の2回10から8番目のヒト誘導多能性幹細胞由来間葉系幹細胞を通常の生理食塩水の2ミリリットルに5ミリリットルのシリンジに2回、麻酔実験動物の頂点ビート領域の周りに10センチメートル殺菌した。リトラクターを使用して、4つまたは5つの肋間空間で左胸部切り出し術を行い、心膜切り出しを行い、梗塞した横壁を露出させます。梗塞領域が見える場合は、鉄線で肋間空間を閉じ、2-0のシルク縫合糸と2-0ビクリル縫合糸を有する皮下組織および皮膚層で筋肉層を閉じる前に、注入ごとに約300マイクロリットルの細胞の5〜8個の心筋内注射を行う。細胞治療後の心室頻脈の可分性を評価するには、大腿静脈を介して6つのフランス語電気生理学的カテーテルを右心室の頂点に挿入し、表面心電図リースI、II、およびIIIを用いて心電学的記録システムに毎秒200ミリメートルの速度で表示する。刺激装置を使用して、拡張期閾値の2倍のパルス幅を2ミリ秒で提供し、1つの200ミリ秒で8回の刺激と1つの300ミリ秒のドライブサイクル長さのペーシングトレインを提供し、その後に1つまたは2つの早期余分な刺激を提供します。次に、不整脈の心室有効難治期が誘発されるまで結合間隔を順次短くし、誘導性持続性心室頻脈の存在を示す。この代表的な実験では、左心室駆出率がベースラインから有意に減少し、左心室のエンド拡張期寸法および終期収縮期寸法が心筋梗塞誘導後8週間で有意に増加することが示された。これに対し、左心室駆出率は大幅に増加し、期末の収縮期寸法は投与後8週間の細胞移植群において著しく減少した。負圧誘導体と終期収縮期圧容積関係は、心筋梗塞の誘導後8週間でベースラインから有意に減少し、間葉系幹細胞の心筋内投与はこれらの機能の増加をもたらした。各動物から5~7本の連続1センチメートルの厚切れにおける左心室梗塞壁厚の測定により、移植後8週間の梗塞領域における注入部位の周りに細胞生存率が約16%の左心室梗塞の割合が明らかになった。しかし、残存する注入幹細胞の少数は、心筋梗塞周辺領域に見えた。誘導性持続的な心室頻脈の事件は、心不全の動物で容易に増加する可能性がある。なお、幹細胞移植は、心室頻脈に対する感受性を低下させるために、基礎となる心筋基質を有意に改変しなかった。左回折性冠動脈閉塞として不整脈を誘発する。ECGを監視し、必要に応じて副鼻腔を再確立するためにすぐに外部二ファシ体除細動器を使用してください。この方法は、幹細胞ベースの治療法の有効性をテストするための心不全の安定した、再現性の高い大動物モデルを提供する。

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Research

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虚血性心不全の治療のための遺伝子導入法は、心筋梗塞の豚モデルを使用して記述されます。私たちのシンプルで再現性のある方法は、私たちは容易に非常にシンプルかつ再現可能な方法で様々な遺伝子の転送の有効性を評価することができます。...

前臨床モデルにおける虚血性心不全のための遺伝子導入

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豚における心筋梗塞および機能的結果の評価

げっ歯類モデルでLAD結紮により誘導される心筋梗塞を治療するためbiograftの移植は、従来、2つの心臓切開手術を必要としてきた。死亡率を減少させ、細胞に関連する、固体およびゼラチン状バイオマトリックスを固定するための最適な条件を提供するために、最小侵襲性処置が開発されてきた。...

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ヘッティンゲンミニピッグとランドレーツ豚における閉胸冠動脈閉塞/再灌流モデルにおける心筋梗塞後心不全

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ブタ心筋梗塞モデルにおける心役活性治療薬の送達

学ぶ心筋梗塞後心不全の豚モデル確立法。左回旋枝閉塞と急速ペーシングにより心不全を誘導し、心筋内幹細胞移植の効果と安全性を評価する安定した大動物モデルを構築する方法です。

幹細胞治療のための心筋梗塞後心不全の豚モデルの確立

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