Name: マウスにおける反復性の耳管挿管 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 26 s
Description: 学ぶマウスの非侵襲的耳管挿管法で、呼吸機能の反復測定を可能にします。慢性肺疾患研究に有用で、実験変動を減らし動物数を削減できます。

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著者らは、ルチア・ローザス、ローレン・ドゥーリトル、リサ・ジョセフ、リンジー・ファーガソンの技術支援と、大学実験動物資源に対する動物ケア支援に感謝している。この作品はNIH T35OD010977およびR01-HL102469によって資金提供されています。

ここに記載されているすべての動物活動は、オハイオ州立大学の施設動物のケアと使用委員会(IACUC)によって承認され、AAALAC認定施設で行われました。
1. 手続き準備
<ol><li>挿管プラットフォームを構築します。適切なプラットフォームの傾斜を達成するには、3インチ(7.6 cm)の3リングバインダーを使用してください。長さ 15~20 cm の 3~0 シルクまたはその他の糸材質を半分に折り、ねじの端をテープで傾斜したプラットフォームの上部に貼り付けて、サスペンションループを作成します(図1)。</li>
	<li>適切なサイズと長さのカニューレを選択します。 注:20-30 g マウスの場合、18 G までの長いカテーテルを 1~1.5 インチ(2.5-3.8 cm)で使用できます。本研究では、18週齢の雌BALB/cおよび10週齢のC57BL/6マウス(n=各株の3)を使用した。不透明な白いカテーテルのシースは最もよい経皮視覚化を提供する。</li>
	<li>カテーテルの遠位先端でベベルをカットし、研磨紙でカット面を滑らかにし、丸みを帯びたベベル先端を作成します。ベベルから約1cmのカニューレに緩やかに曲げます(図2)。 注:新しいカテーテルは、各マウスに使用する必要があります。</li>
	<li>ケタミン(5.4mg/g体重)とキシラジン(16 μg/g体重)でマウスを麻酔し、腹腔内投与します。 無菌眼軟膏を目に塗布する。 注:適切な麻酔深さは、しっかりとしたつま先ピンチに対するマウスの応答の欠如によって達成される。</li>
	<li>傾斜面の上部にあるシルク糸の周りに上部切歯を引っ掛けて、挿管プラットフォーム上の上の位置にマウスを吊り下げます(図3)。マウスが底面の不順に配置されたら、尾の底をそっと握り、尾をテーブルに向かって引き込みます。テープを尾部の底に置き、マウスを固定します。</li>
	<li>30-45sの腹側頸部領域に脱毛クリーム(材料表)を塗布し、乾燥ガーゼを使用して子宮頸部領域からすべての脱毛クリームを取り除きます。必要に応じて、申請プロセスを繰り返します。生理食い物または蒸留水で皮膚を十分に洗い流し、残留物を取り除き、乾燥させて拭きます。</li>
</ol>2. 挿管手順
<ol><li>非支配的な手にまっすぐで平らな鉗子を使用して、カニューレの導入のために口を十分に開く方法で舌を穏やかに引き込みます。 注:ラット歯の鉗子は舌を傷つけるため使用すべきではない。</li>
	<li>支配的な手で、カンヌラを口の中に進め、わずかな曲がりに遠位する端が被験者の口の屋根に向かうようします。</li>
	<li>舌を離し、閉じた鉗子の平らな端を腹側首に沿って突き止めて、マニュブリウムに達するまでスライドさせます。この動きは唾液腺を横に置き換え、気管を覆う筋肉を平らにする。気管は白い線として経皮的に現れる(図3A)。必要に応じて、皮膚の緊張を尾方向に保ちながら、皮膚の緊張感を維持しながら、角蓋腺をピークにして、クスプを回転させます。この操作は、気管の周囲にコントラストを作り出します(図3B)。 注:気管を崩壊させ、呼吸を損なう可能性がありますので、腹側の首に過度の力を避けます.</li>
	<li>カニューレを進めながら、手首の同時屈曲で支配的な手の回覧によってカニューレの先端を腹腹に同時に引きずります。</li>
	<li>カニューレの適切な配置は、気管内の不透明なカニューレの視覚化によって示される(図4B,D)。カニューレがマッセター筋の起源のレベルを超えて進められており、気管内のカニューレの視覚化が確認されていない場合は、カニューレを引き込んで操縦を再試行する。</li>
	<li>肺インフレーション電球をカニューレに接続し、装置の同時うつ病で胸部膨張を観察することによって、適切なカニューレ配置を確認します。</li>
	<li>カニューレを置き換えることなく、挿管プラットフォームからマウスの切歯を慎重に外します。マウスを水平プラットフォーム(材料表)に移動し、カニューレを人工呼吸器のアダプターに挿入します。深い膨張に続いて、60 sのためにマウスを換気し、呼吸抵抗を測定する。</li>
</ol>3. 回復
<ol><li>手順が完了したら、マウスを温めのプラットフォームに移動します。自発的な呼吸を促すために、軽いつま先または尾のピンチを介して一定の刺激を提供します。</li>
	<li>外挿は、マウスが噛み始めたときに発生する可能性があります。ハブのレベルでカニューレをつかみ、カニューレが被験者の口から完全に取り除かれるまで、チューブをマウスからそっと引き離します。 注:回復過程の間にできるだけ長く堅いカニューレと気道の支持を提供することが好ましい。</li>
	<li>取り出しが完了したら、マウスを熱サポートでクリーンな回復ケージに移します。マウスが完全に歩行し、回復が完了するまで、マウスを継続的に監視します。</li>
</ol>

<ol><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li>
<li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse%2C+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Journal+of+Animal+Scientific+Research%22%5BJournal%5D)">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li>
<li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li>
<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).</li>
</ol>

著者らは開示するものは何もない。

経皮的気管可視化技術を用いた挿管は、標準的な皮膚切開法に対する洗練されたアプローチを提供する。いくつかの重要なステップに特別な注意を払って、挿管は容易かつ迅速に達成することができる。動物は穏やかな引き込みで固定されたマウスと挿管プラットフォームの後尻の不用に真正面に置かれなければなりません。これは、垂直整列に動物を拡張し、挿管のための適切な位置.さらに、脱毛クリームは、30-45s以上の動物の皮膚と接触したままで、すべての残留物を除去するために徹底的にすすぐるむべるべきです。脱毛クリームとの皮膚接触の延長は、動物のための不必要な痛みを引き起こし、潰瘍は気管9の視界を妨げる可能性があります。支配的な手が毛細血管にカテーテルを導入するように適切な手首の動きを使用することが不可欠です。手がスピネーションモーションで動いている間、支配的な手首は曲がるべきです。また、気管を視覚化するために、鉗子の平らな端が腹側頸部に押し付けられるので、被検体を注意深く監視することも重要です。鉗子からの圧力は気管を閉塞させ、長期間維持されれば低酸素症を引き起こす。患者がチアノスティックに見える場合は、粘液膜がピンク色...

実験室用マウスは、ヒト呼吸器疾患の一般的な動物モデルです。したがって、治療の吸入と呼吸力学の測定の両方を目的としたマウス挿管のためのいくつかの公表された方法があります。記載された手順のほとんどは、喉頭鏡または光,ファイバー光源,,1、2、3、4、5、6、72などの特殊な装置を用いて口腔1を通してグロティスの視覚化6を必要とする7。,345しかし、研究者の見解をあいまいにすることができるので、比較的大きなカニューレが必要な場合、これは困難な場合があります。Limjunyawongら8は、小さな切開が腹管の首の正中線に沿って行われる挿管の方法でこの懸念に対処し、気管の視覚化を可能にした。手順に従って、切開部は、組織接着剤で閉じる。
頻繁に繰り返される挿管を必要とする研究のために、このサイトの連続的な切開および閉鎖は、腹側頸部に皮膚マージンおよび組織外傷の脱ブリードを必要とする。口腔挿管への経皮的気管可視化アプローチの目的は、マウスにおける単一の挿管イベントと同様に、繰り返し挿管試験に特に適した洗練された非侵襲的な手法を提供することにある。

<table><tbody><tr><td>18 G x 1 1/4" 静脈カテーテル, Safelet</td><td>Fisher Scientific#</td><td>14-841-14</td><td>挿管用カニューレ</td></tr><tr><td>70% エタノール, 10 L</td><td>フィッシャー サイエンティフィック</td><td>25467025</td><td>クリーニング カニューレ</td></tr><tr><td>研磨紙 (サンドペーパー)</td><td>ポーターケーブル</td><td>74001201</td><td>カニューレ製剤</td></tr><tr><td>AnaSed (キシラジン滅菌溶液) 注射 (100 mg/mL)</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC#59399-111-50</td><td>麻酔</td></tr><tr><td>ブルー ラベリング テープ (0.5 インチ x 14 ヤード)</td><td>フィッシャー サイエンティフィック</td><td>15966</td><td>挿管プラットフォームの拘束</td></tr> 針<tr><td>なしの編組シルク縫合糸、非滅菌、(3-0)</td><td>ヘンリー・シャイン</td><td>アイテム #1007842</td><td>挿管プラットフォーム</td></tr><tr><td>デルタフェーズ等温パッド</td><td>ブレインツリー サイエンティフィック</td><td>39DP</td><td>マウスの体温調節と回復</td></tr><tr><td>デルタフェーズ オペレーティングボード</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td>マウスの回復 (抜管前)</td></tr><tr><td>蒸留水</td><td>ThermoFisher</td><td>15230253</td><td>脱毛後のマウスのクリーニング</td></tr><tr><td>アイハサミ、角度付き、シャープ/シャープ</td><td>ハーバード装置</td><td>72-8437</td><td>カニューレの準備</td></tr><tr><td>FlexiVent (FX Module 2)</td><td>Scireq</td><td>N/A</td><td>肺機能データの記録(手順を実行する必要はありませんが、この手順を検証するためにこの研究では使用)</td></tr><tr><td>ガーゼスポンジ</td><td>フィッシャー科学</td><td>13-761-52</td><td>脱毛</td></tr><tr><td>ヘビーデューティ 3インチ 3リング ビューバインダー</td><td>ステープルズ</td><td>24690CT</td><td>挿管プラットフォーム</td></tr><tr><td>インスタットソフトウェア</td><td>グラフパッド</td><td>N/A</td><td>統計分析ソフトウェア</td></tr><tr><td>インスリン注射器 (0.5 cc, U100)</td><td>フィッシャー科学</td><td>329461</td><td>麻酔薬</td></tr><tr><td>ケタミンHCl注射剤、USP(100mg/mL)</td><td>Llyod Laoratories</td><td>List No. 4871</td><td>Anesthesia</td></tr><tr><td>Lung inflation bulb</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-9083</td><td>カニューレの配置を確認</td></tr><tr><td>マイクロ鉗子、湾曲した滑らかな</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-0445</td><td>舌を引っ込め、カニューレの視覚化</td></tr><tr><td>のために首に張力をかけますネール(脱毛ローション)、9オンスボトル</td><td>チャーチ&;ドワイト</td><td>42010440</td><td>脱毛</td></tr><tr><td>滅菌生理食塩水(0.9%)、10 mL</td>フィ<td>ッシャーサイエンティフィック</td><td>NC9054335</td><td>麻酔、脱毛後の肌の洗浄</td></tr></tbody></table>

マウスにおける反復性の耳管挿管

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

文献は、口腔を通して、または腹管のカニューレ配置を直接確認するために腹側頸部の切開を通して、神経節の視覚化を必要とするマウス挿管のためのいくつかの方法を記述する。このような処置によって被験者に誘発される相対的な困難または組織外傷は、長手方向の研究を行う研究者の能力を妨げる可能性がある。この記事では、脱毛剤を使用して腹側頸部から毛髪を取り除くマウスの物理的操作により、皮膚の程度に関係なく口腔内挿管のための気管の経皮的な視覚化が可能になる技術を示します。色素 沈着。この方法は、被験者に無害であり、マウスの解剖学の限定的な理解と容易に達成される。この洗練されたアプローチは、繰り返し挿管を容易にし、疾患の進行または治療の点込を監視するために必要な場合があります。この方法を用い、呼吸器疾患のマウスモデルにおける肺機能の測定に必要な動物数および技術スキルの減少をもたらす可能性がある。

ベースライン肺機能の逐次モニタリング 18週齢の雌BALB/cおよび10週齢のC57BL/6マウス(n=各株の3)は、0日目、3日、10日、および17日目に記載された方法を用いて挿管した。毎日挿管に続いて、被験者は100%酸素を供給する機械式人工呼吸器に接続した(材料表)。呼吸抵抗(Rrs)は、5sのために保持された25cmH2Oに深いインフレーションに続く60sのための強制発振技術を使用して測定した。生理学的範囲内のRrs値と一緒にこの持続的な呼吸保持に関連するソフトウェアエラーは、カニューレの適切な配置のための追加のサポートを提供しません。データは、各株内の時点間で観測された測定されたRrsの有意な差を明らかにしなかった(図5)。時間の経過に伴うRrsの増加の欠如は、4つの連続した時点にわたって呼吸器系における外傷関連炎症の欠如を示していると仮定される。
統計分析 記述統計量(平均値と...

この記事の目的は、実験室のマウスの挿管の洗練された方法を説明することです。この方法は非侵襲的であり、したがって、呼吸機能の連続モニタリングおよび/または肺への治療の注入を必要とする研究に理想的である。

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

このプロトコルは、研究者が個々のマウスで肺機能の繰り返し測定を行うことを可能にし、実験のばらつきを減少させ、各実験に必要なマウスの数を減らします。このプロトコルの主な利点は、挿管のために口腔または頸部の外傷性解剖を通して気管の視覚化を必要としないことである。この方法は、喘息、COPD、肺気腫、肺線維症などの慢性および進行性肺疾患を研究する研究者にとって特に価値があります。このプロトコルの視覚的なデモンストレーションは、腹側頸部の皮膚を通して気管を識別する方法を理解することが方法の中心であるため、重要です。アンドリュー・ネルソンと一緒に技術を実証することは、私の研究室の獣医師ケイト・ノーランです。挿管プラットフォームを作成するには、長さ15~20センチメートルのシルクを半分に折り、糸の端を3インチの3リングバインダーの上部にテープで貼ります。適切なサイズと長さのカニューレを選択し、カテーテルの遠位先端でベベルをカットします。研磨紙でカット面を滑らかにして丸みを帯びた先端を作成し、ベベルから約1センチメートル離れたカニューレでわずかな曲げを静かにします。材料の準備ができたら、麻酔付きマウスのつまみつまみへの応答の欠如を確認し、プラットフォームの斜めの表面の上部にあるシルク糸の周りに上切開部をフックして、マウスを最大位置に吊り下げてください。マウスが底面の不順に配置されたら、尾の底をそっと握り、尾をテーブルに向かって引き込みます。尾の根元にテープを貼ってマウスを固定し、脱毛クリームを腹側頸部領域に塗布します。30~45秒後、ドライガーゼを使用してクリームを取り除き、生理食水または蒸留水で肌を十分に洗い流します。非支配的な手で鉗子を使用して、カニューレの導入のために口を十分に開く方法で舌を穏やかに引き込む。支配的な手で、わずかな曲がりに遠位している端が動物の口の屋根に対してになるようにカニューレを口の中に進めます。舌を離し、閉じた鉗子の平らな端を腹側頸部に沿って乾くようにスライドさせ、マニュバリウムに達して唾液腺を横方向に変位させ、気管を覆う筋肉を平らにする。気管は白い線として経皮的に現れます。必要に応じて、皮膚の緊張を尾方向に維持しながら、角膜方向に鉗子を回転させ、横に変位した唾液腺をピークにし、気管の周りによりコントラストを作り出します。手首の同時屈曲で支配的な手を支え、同時にカニューレ腹筋の遠位先端を釣りながらカニューレを進める。カニューレが適切に配置されていれば、気管内で観察されます。適切な配置を確認するには、肺インフレーション電球をカニューレに接続し、装置の同時うつ病で胸部膨張を観察します。カニューレを置き換えることなく、慎重に挿管プラットフォームからマウスの切歯を外し、水平プラットフォームにマウスを移し、ベンチレーターのアダプターにカニューレを取り付け、深いインフレに続いて、呼吸抵抗を測定する前にマウスを60秒間換気します。手順が完了したら、マウスを温めたプラットフォームに移し、軽いつま先または尾のピンチを介して一定の刺激を与え、自発的な呼吸を促します。自発的な呼吸が観察されたら、動物を目視で監視し続ける。呼吸速度が正常に戻ったら、ハブのレベルでカニューレをつかみ、カニューレが動物の口から完全に取り除かれるまで、チューブをマウスからそっと引き離します。チューブを取り出したら、完全に歩行するまで監視して熱サポートを備えたクリーンリカバリケージにマウスを移します。本代表的実験では、呼吸抵抗を0日目、3日目、10日目、17日目に測定し、深い膨張後の強制発振技術を用いて、5~60秒間の機械換気で25センチの水を保持した。測定された呼吸抵抗性の有意な差は各株内のどの時点間でも認められず、時間の経過とともに呼吸抵抗の増加がないことは、4つの連続した時間における呼吸器系における機能的に有意な挿管外傷関連炎症の欠如を示していることを示唆している。この挿管手順は、実験物質の設置および呼吸機能の連続モニタリングのための気管へのアクセスを提供するために使用することができる。この技術は、侵襲性気管切開術を伴わない肺機能の評価を可能にし、同じマウス内の慢性および進行性疾患における複数の時点でのモニタリングを容易にする。

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Medicine

医学

げっ歯類の呼吸の生理学と気道炎症細胞のサンプリングの繰り返し測定が望ましいですが、一般的には不可能。ここでは、気道過敏性と気道炎症細胞のサンプリングの繰り返し測定を可能に経口挿管マウスの反復可能な方法を説明します。...

気道抵抗測定とマウスにおける気管支肺胞洗浄液のサンプリングのためのリバーシブル、非侵襲的方法

私たちは、2.0ミリメートルの鏡と耳鏡を使用して直接喉頭鏡検査を介したマウスでは、気管内挿管のための、シンプルな信頼性が高く、比較的安価な方法を開発した。この技術は、非外傷性であり、慢性の実験において反復測定のために使用することができる。私たちは、優れた気管切開または以前に非外科的手法を報告したために見つける。...

マウスの気管内挿管<em&gt;経由</emオトスコープの使用&gt;直接喉頭鏡検査

本論文では、マウスが回復することを可能にし、それ以降の回で学んだことが肺機能測定や肺点滴用のマウスを挿管のstriaghforwardかつ効率的な方法を説明します。手続きは、直接気管を照らす安価な光ファイバ光源を必要とする。...

マウス肺挿管の簡単な方法

ヒトにおける肺疾患の状態を模倣するモデルの使用は、特定の疾患の病態および/または病因を研究するため、および治療的介入を開発するために重要である。ここで直接マウス肺への外因性材料を提供することができ、非侵襲的気管内挿管法が提示されている。...

マウス肺の病理生理学を研究するための非侵襲的気管内挿管

この記事では、挿管を経由して、マウスの気管に直接ブレオマイシンを投与するための迅速かつ簡単な方法を提示します。この方法の主な利点は、習得が容易で、それは非常に再現可能であることであり、特殊な装置または長い回復時間を必要としません。...

マウスの気管の迅速な挿管のための改善された方法

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マウスで横方向の大動脈狭窄を誘導するために閉じて胸モデル

換気を維持し、低酸素症を回避しながら左肺虚血再灌流(IR)損傷を引き起こすマウス手術モデル。...

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ここでは、非侵襲的中咽頭気管内挿管 を介した 気管内リポ多糖(LPS)送達のプロトコルを提案します。この方法は、動物の外科的処置の外傷を最小限に抑え、LPSを気管、次に肺に正確に送達します。...

マウスにおける非侵襲的気管内リポ多糖点滴

ここでは、気管切開術とそれに続く開胸術によるラットの気管内挿管の標準化された手順を紹介します。これは、 in vivo...

非生存アプリケーションのためのラットにおける気管切開術およびその後の開胸術による気管内挿管術

肺体幹バンディングによって誘発される右心室圧過負荷のマウスモデルについて説明します。この論文には、挿管、手術、および心エコー検査による表現型の詳細なプロトコルが含まれています。挿管や手術にはカスタムメイドの器具が使用されるため、モデルを迅速かつ安価に再現することができます。...

肺体幹バンディングによる圧力過負荷誘発右心室肥大と失敗のマウスモデル

このプロトコルは、マウスを最適に配置し、カメラベースの耳鏡を経経口的に挿入することで、声門の視覚化、組織の外傷を最小限に抑えた迅速な挿管、および肺への一貫した液体の送達を可能にする方法を示しています。...

マウス肺への液体送達の方法論の改善:消費者向け耳鏡を使用した挿管

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