Name: 直接バルーン損傷によるウサギ大動脈弁狭窄モデル (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T14:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: 学ぶウサギ大動脈弁狭窄モデルの作製法。直接バルーン損傷法により、ヒトの大動脈狭窄を正確に模倣する新規手技を解説。心血管研究における病態メカニズムの解明と治療介入の評価に有用な動物モデルを提供する。

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本研究は、韓国政府(MSIT)の助成を受けた韓国国立研究財団(NRF)(No.2020R1A4A3079570)、教育部(No.2021R1I1A1A01051425)、大韓民国の産業通商資源部が資金提供する産業戦略技術開発計画(No.20014873)の支援を受けて行われました。

すべての動物実験手順は、実験動物福祉法、実験動物の飼育および使用に関するガイド、および韓国カトリック大学医学部の施設動物管理および使用委員会(IACUC)が提供した動物実験に関するガイドラインとポリシーに従って承認および実施されました(承認番号: CUMC-2021-0176-05)です。本研究では、体重3.5〜4.0kgの生後3ヶ月齢のオスのニュージーランドホワイト(NZW)ウサギを使用し、個々のケージで標準条件下で維持しました。ウサギには、通常の食事または50,000UのビタミンD2を補給した0.5%コレステロールが豊富な食事のいずれかが与えられました( 材料表を参照)。AVSウサギモデルを誘導するための実験計画法と解析方法を 図1に示します。
1.手術の準備
<ol><li>手術の開始時に、すべての医療器具および手術器具( 材料表を参照)が滅菌されていることを確認してください。</li>
	<li>以下の手順で拡張バルーンカテーテルセットを準備します。<ol><li>生理食塩水と市販の造影剤(1:1)の混合物で満たされた収縮装置をバルーンカテーテルのルアーロック部分に接続します( 材料表を参照)。</li>
		<li>バルーンをインフレーション溶液で満たし、バルーンカテーテルから空気を取り除きます。 注:本研究では、インフレーション溶液は30%のイオジキサノールと0.9%の生理食塩水で構成されていました( 材料表を参照)。</li>
		<li>バルーンルーメンをインフレーション溶液でパージすることにより、バルーンの適切なインフレーションを確認します。</li>
	</ol></li>
</ol>2.大動脈弁損傷に対する外科的処置
<ol><li>チレタミンとゾラゼパム(15 mg/kg)およびキシラジン(5 mg/kg)( 材料表参照)の筋肉内注射を行い、動物に麻酔をかけます。 注:麻酔を投与する前に、ウサギは麻酔前抗コリン薬として皮下グリコピロレート注射(0.05 mg / kg)で前処理されました。.適切な麻酔レベルは、つま先のつまみに対する反応の欠如や安定した呼吸数などの基準の組み合わせによって決定されました。</li>
	<li>24 G の静脈内 (IV) カテーテルを辺縁耳介静脈に挿入し、輸液セットをヘパリン化生理食塩水 (100 U/kg ヘパリン) で接続します。</li>
	<li>ウサギをマルチパラメータ獣医モニター( 材料表を参照)に接続して、酸素飽和度信号(SpO2)、体温、血圧などのバイタルサインを継続的に監視します。 注意: SpO2 モニタリングの場合は、SpO2 センサーをウサギの舌に取り付けます。温度モニタリングのために、プローブをウサギの直腸に挿入します。血圧モニタリングのために、前肢にカフを置きます。</li>
	<li>Cアーム透視検査を備えた手術台にウサギを仰臥位に置き( 材料表を参照)、動物のバリカンを使用して腹側頸部から毛を取り除きます(図2A)。</li>
	<li>切開部をヨウ素で滅菌し、ウサギを手術用タオルで覆います。</li>
	<li>ウサギの心臓をCアーム画像の中央に配置します。 注:すべての研究者は、Cアームガイド下手術を行う際に放射線被曝を減らすために、熱ルミネッセンス線量計(TLD)が取り付けられた保護具を着用する必要があります。<ol><li>Cアームの電源を入れ、心臓画像の 透視モード を選択します。</li>
		<li>ウサギの位置を調整して、心臓がイメージング野の中心にあることを確認します。</li>
	</ol></li>
	<li>首の皮膚を縦方向に約3cm切開し、手術用ハサミを使用して筋膜と脂肪組織を切断します。</li>
	<li>LCCAの約3〜3.5cmが露出するまで筋肉を慎重に分離することにより、左総頸動脈(LCCA)を露出させます(図2B)。</li>
	<li>露出したLCCAの上部と端に3-0シルク縫合糸( 材料表を参照)でLCCAを結紮し、血流を止めます。</li>
	<li>22 G IVカテーテルをLCCAに挿入し、ガイドワイヤー(0.016インチ、 資料表を参照)をIVカテーテルを介して左心室(LV)に挿入し、カテーテルの先端がCアームのイメージング野に適切に配置されるようにします。 注意: IVカテーテルを挿入するときは、カテーテルが前進できるように、大動脈弁に向かう途中で結紮縫合糸を慎重に緩めます。</li>
	<li>IVカテーテルを引き出し、ガイドワイヤーを残し、ガイドワイヤーの上に4-Fシース( 資料表を参照)をLCCAに配置して、バルーンカテーテルを導入します(図2C)。 注意: IVカテーテルをシースに交換した後、閉じ込められた空気をシースデバイスから取り除く必要があります。</li>
	<li>8 mmのバルーンカテーテルをガイドワイヤーからCアーム透視ガイド下で大動脈弁に慎重に挿入します(図2D)。</li>
	<li>バルーンカテーテルの先端を大動脈弁から約1〜2cm離れた場所に置き、6気圧の圧力インフレータでインフレーション溶液をパージしてバルーンを膨らませます。</li>
	<li>バルーンをLV頂点に進め、LV出口に引き戻します。この手順を5回繰り返してから、バルーンを収縮させます(図2E、F)。</li>
	<li>手順2.8〜2.9を3回繰り返して、適切な弁損傷を確認します。</li>
	<li>バルーンカテーテルとガイドワイヤーを引き出します。LCCAからシースをゆっくりと取り外し、すぐにLCCAを大動脈弁まで下降する縫合糸で結びます。</li>
	<li>切開部を生理食塩水で洗浄して血栓を取り除き、穿刺部位に動脈出血がないか検査します。</li>
	<li>3-0の非吸収性縫合糸で筋肉と皮膚を閉じ、傷口のすべての側面をヨウ素で殺菌します。</li>
</ol>3. 術後のケア
<ol><li>モニタリングパッチとクリップを取り外し、ウサギを集中治療用インキュベーターに保管します。 注:手術後、ウサギは集中治療室の保育器で1日間綿密に観察され、その後、自宅のケージに移されました。</li>
	<li>5 mg / kgのトラマドールと3 mg / kgのケトプロフェンで術後の痛みを管理し、皮下注射で抗生物質(4 mg / kgゲンタマイシン)を1日2回3日間投与します( 材料表を参照)。 注:術後の疼痛管理は、獣医およびIACUCガイドライン(例:オピオイド、NSAID、局所麻酔薬または併用)に準拠する必要があります。</li>
	<li>0.5%コレステロールが豊富な食事に50,000UのビタミンD2(HC + VitD2)を8週間与えます。</li>
</ol>4.心エコー検査
<ol><li>バルーン損傷の8週間後、ステップ2.1で説明したのと同じ手順でウサギに麻酔をかけます。</li>
	<li>2次元経胸壁図を用いて大動脈弁を可視化し、Mモード画像を短軸図と長軸図で記録します。<ol><li>ウサギをエコーテーブルの仰臥位に置きます。</li>
		<li>バリカンと脱毛クリームを使用して胸の部分を剃ります。</li>
		<li>超音波トランスデューサージェル( 材料表を参照)を胸部に塗布します。</li>
		<li>トランスデューサーを調整して、大動脈弁の胸骨傍長軸図と胸骨傍短軸図を取得します。</li>
		<li>Mモードイメージングを使用して、大動脈弁の画像を長軸と短軸の両方で記録し、後で分析するために画像を保存します。</li>
	</ol></li>
</ol>5.組織学的分析
<ol><li>心エコー検査後、塩化カリウム(KCl、3 g / 20 mL、1 mL)の静脈内注射を投与してウサギを安楽死させます。.</li>
	<li>胸腔を開き、上行大動脈7で心臓を採取し、リン酸緩衝生理食塩水(PBS)で氷の上に置きます。</li>
	<li>直ちに心臓を4%パラホルムアルデヒド(PFA)溶液に浸し、パラフィンブロックに埋め込みます( 材料表を参照)。</li>
	<li>パラフィンが埋め込まれた心臓ブロックをミクロトームを使用して厚さ4 μmの切片に切断し、その切片をMassonのトリクローム(MT)、Alizarin Red、およびvon Kossa(材料表を参照)で染色して、コラーゲンの沈着と弁の石灰化をそれぞれ評価します8,9。</li>
</ol>

<ol><li>Aliev, G., Burnstock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watanabe+rabbits+with+heritable+hypercholesterolaemia%3A+A+model+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Histology+and+Histopathology%22%5BJournal%5D)">Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis.</a> Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).</li>
<li>Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+aortic+valve+sclerosis+in+a+rabbit+model+of+atherosclerosis%3A+An+immunohistochemical+and+histological+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study.</a> Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).</li>
<li>Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+aortic+valve+sclerosis+or+stenosis+in+rabbits%3A+role+of+cholesterol+and+calcium%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium.</a> Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).</li>
<li>Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+calcific+aortic+valve+disease%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">Animal models of calcific aortic valve disease.</a> International Journal of Inflammation. 2011, 364310(2011).</li>
<li>Honda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+of+aortic+valve+stenosis+induced+by+direct+wire+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).</li>
<li>Niepmann, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graded+murine+wire-induced+aortic+valve+stenosis+model+mimics+human+functional+and+morphological+disease+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Research+in+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype.</a> Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).</li>
<li>Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+excision+of+murine+aorta%3B+A+versatile+technique+in+the+study+of+cardiovascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52172(2014).</li>
<li>Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((COX2+inhibition+reduces+aortic+valve+calcification+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).</li>
<li>Jung, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+dynamics+of+macrophage+heterogeneity+and+a+potential+function+of+Trem2%28hi%29+macrophages+in+infarcted+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts.</a> Nature Communications. 13 (1), 4580(2022).</li>
<li>Freeman, R. V., Otto, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectrum+of+calcific+aortic+valve+disease%3A+Pathogenesis%2C+disease+progression%2C+and+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies.</a> Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).</li>
<li>Lindman, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcific+aortic+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Disease+Primers%22%5BJournal%5D)">Calcific aortic stenosis.</a> Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006(2016).</li>
<li>Cuniberti, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+mild+aortic+valve+stenosis+in+a+rabbit+model+of+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension.</a> Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).</li>
<li>Marechaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+tissue+factor+in+experimental+aortic+valve+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).</li>
<li>Hara, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progression+of+calcific+aortic+valve+sclerosis+in+WHHLMI+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits.</a> Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).</li>
</ol>

著者は、この作品で宣言する利益相反を持っていません。

動物AVSモデルは、AVSの開始と進行を含むAVSの病理学的側面を研究するために一般的に使用されます。このプロトコルは、大動脈弁への直接バルーン損傷によって誘発される新しいウサギAVSモデルを導入します。この研究では、大動脈弁損傷モデルで有意な弁尖肥厚と石灰化が示されました。栄養補助食品によって誘発された軽度のAVSモデルと比較して、直接バルーン損傷モデルの大動脈弁は選択的に損傷し、尖端の肥厚と運動の制限、および肥厚と石灰化の原因となりました。これらの結果は、AVS10,11の一般的な特性と一致しています。
栄養補助食品と遺伝子操作によって誘発される一般的に使用されるAVSウサギモデルには、実験的研究でいくつかの制限があります12,13,14。ウサギモデルにおける著しい狭窄の発症は...

大動脈弁狭窄症(AS)の進行に関連する罹患したヒト大動脈弁の信頼できる情報源へのアクセスがないため、適切な動物モデルの使用が大動脈弁狭窄症(AVS)の根底にある病理学的メカニズムのより良い理解に貢献できることがますます認識されています。AVSを研究するためのさまざまな動物モデルの中で、ウサギは最も一般的に使用される大型動物のAVSモデルの1つであり、AVSウサギモデルはコレステロール/ビタミンD2の補給または遺伝子操作のいずれかによって誘導されます1,2,3,4。
ウサギAVSモデルは、AVSの発達と進行に関する重要な洞察を提供してきましたが、私たちの予備実験で見られるように、AVSを一貫して再現性よく誘導することは依然として困難です。
食餌誘発性および遺伝的に感受性のある動物モデルに加えて、マウスの直接的な機械的損傷によってAVSの新しいモデルが確立されました5,6。機械的損傷モデルは、大動脈弁狭窄症の誘導に成功し、野生型マウスにおける単純で再現性のあるAVSモデルを表しています。私たちの知る限り、ウサギモデルにおける大動脈弁に対する機械的損傷の影響を調べた先行研究はありません。したがって、この研究は、大動脈弁への直接バルーン損傷を介して雄のニュージーランド白ウサギにAVSを誘発するための新しい手順を提供します 弁膜症の状態を正確に模倣することができます。このプロトコルには、準備、外科的処置、および術後ケアの段階的な説明が含まれており、再現性のあるAVSウサギモデルを誘導するのに役立ちます。

<table><tbody><tr><td>3-0 シルク縫合糸</td><td>AILEE</td><td>SK312</td><td></td></tr><tr><td>4% パラホルムアルデヒド(PFA)</td><td>イントロン</td><td>IBS-BP031-2</td><td></td></tr><tr><td>アリザリンレッド</td><td>溶液 ミルポア</td><td>TMS-008-C</td><td></td></tr><tr><td>朝日シオンブルー&nbsp;</td><td>アサヒ</td><td></td><td>ガイドワイヤー</td></tr><tr><td>裏表カバー</td><td>ユハン キンバリー</td><td>80101-30</td><td></td></tr><tr><td>バルーン インデフレーション装置</td><td>デマックスメディカル</td><td>DID30s</td><td></td></tr><tr><td>バイオネット 獣医モニター</td><td>バイオネット</td><td>BM3 VET</td><td></td></tr><tr><td>Cアーム</td><td>SIEMENS Healthcare GmbH</td><td>Cios alpha</td><td></td></tr><tr><td>Certified ウサギダイエット</td><td>ピュリナ</td><td>5322</td><td>4.7%水素化ココナッツオイル、0.5%コレステロール、&1% 糖蜜</td></tr><tr><td>キュラドル スマート インキュベーター</td><td>オートレックス</td><td>CS-CV206</td><td>集中治療室 (ICU)</td></tr><tr><td>エルゴカルシフェロール</td><td>シグマ アルドリッチ&nbsp;</td><td>E5750</td><td>ビタミンD2</td></tr><tr><td>フェクトナー結膜鉗子 チタン</td><td>WORLD PRECISSION INSTRUMENT</td><td>WP1820</td><td></td></tr><tr><td>鉗子</td><td>HEBU</td><td>HB203</td><td></td></tr><tr><td>ゲンタマイシン</td><td>シンプン</td><td></td><td></td></tr><tr><td>グリコピロレート&nbsp;</td><td>SamChunDang</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Greenflex NS</td><td>DAI HAN PHARM</td><td></td><td>生理食塩水 500mL</td></tr><tr><td>ヘマトキシリン溶液</td><td>Sigma-aldrich&nbsp;</td><td>HT1079-1 SET</td><td></td></tr><tr><td>ヘパリン</td><td>JW 医薬品</td><td></td><td>25,000 U</td></tr><tr><td>単回使用用輸液セット</td><td>SWOON MEDICAL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ヨウ素</td><td>グリーン医薬品</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ヨウジキサノール</td><td>GE ヘルスケア</td><td>Visipaque</td><td>拡張液 (造影剤)</td></tr><tr><td>IV カテーテル 22 G</td><td>BD&nbsp;</td><td></td><td></td>382423</tr><tr><td>IVカテーテル 24 G</td><td>BD</td><td>382412</td><td></td></tr><tr><td>ケトプロフェン</td><td>SamChunDang</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ルアーロックシリンジ 10 mL</td><td>ベクトン ディキンソン メディカル</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ルアーロック シリンジ 3 mL</td><td>ベクトン ディキンソン メディカル</td><td></td><td></td></tr><tr><td>マイクロスコープ</td><td>オリンパス</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>ミクロトーム</td><td>サーモフィッシャー サイエンティフィック</td><td>HM 325</td><td></td></tr><tr><td>MT ステインキット</td><td>Sigma-aldrich</td><td>HT15-1kt</td><td></td></tr><tr><td>ニーデルホルダー</td><td>Solco</td><td>009-1304</td><td></td></tr><tr><td>ニードルホルダー ロック&縫合糸付き</td><td>JEUNGDO BIO &PLANT</td><td>H-1222-18</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>LK LABKOREA</td><td>H06-660-107</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>塩化カリウム 40</td><td>Daihan Pharm</td><td></td><td>KCl</td></tr><tr><td>Prelude 理想的な親水性シース</td><td>MERIT MEDICAL</td><td>PID4F11018SS</td><td>シース 4F</td></tr><tr><td>PTA バルーン拡張カテーテル</td><td>ボストンサイエンティフィック</td><td>H749-3903280208-0</td><td>バルーンカテーテル 8.0 mm</td></tr><tr><td>ロンプン</td><td>エランコ</td><td></td><td>キシラキシン</td></tr><tr><td>滅菌 ガーゼ</td><td>DAE HAN メディカル</td><td></td><td>10 cm x 20 cm&nbsp;</td></tr><tr><td>サージカルグローブ</td><td>アンセル</td><td>アンセル</td><td></td></tr><tr><td>サージカルガウン</td><td>Yuhan kimberly</td><td>90002-02</td><td></td></tr><tr><td>サージカルハサミ</td><td>ドイツ ノパ</td><td>AC020/16</td><td></td></tr><tr><td>サージカルテープ</td><td>3M micopore</td><td>1530-1</td><td></td></tr><tr><td>シリンジ 1 mL</td><td>シン・チャン・メディカル</td><td></td><td></td></tr> シ<tr><td>リンジ 10 mL</td><td>シン・チャン・メディカル</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ティッシュカセット</td><td>Scilav korea</td><td>Cas3003</td><td></td></tr><tr><td>トランスデューサーゲル&nbsp;</td><td>SUNGHEUNG</td><td>SH102</td><td></td></tr><tr><td>Tridol</td><td>Yuhan Corp. (株)</td><td></td><td>トラマドールHCl</td></tr><tr><td>超音波システム</td><td>Philps</td><td>Affiniti 50</td><td></td></tr><tr><td>Von Kossa染色キット</td><td>Abcam</td><td>ab105689</td><td></td></tr><tr><td>Zoletil 50</td><td>Virbac korea</td><td></td><td>Tiletamine&zolazepam</td></tr></tbody></table>

直接バルーン損傷によるウサギ大動脈弁狭窄モデル

A Rabbit Aortic Valve Stenosis Model Induced by Direct Balloon Injury

動物モデルは、大動脈弁狭窄症(AVS)の根底にある病理学的メカニズムを理解するための重要なツールとして浮上しています。さまざまな動物モデルの中で、AVSウサギモデルは、大動物実験で最も一般的に使用されるモデルの1つです。しかし、従来のAVSウサギモデルでは、大動脈弁に著しい狭窄を誘発するために長期間の栄養補助食品と遺伝子操作が必要であり、実験的研究での使用が制限されています。これらの制限に対処するために、狭窄が大動脈弁への直接バルーン損傷によって誘発される新しいAVSウサギモデルが提案されています。本プロトコルは、ニュージーランドの白ウサギ(NZW)でAVSを誘発するための成功した技術を、準備、外科的処置、および術後ケアの段階的な手順で説明しています。このシンプルで再現性のあるモデルは、AVSの開始と進行を研究するための有望なアプローチを提供し、疾患の根本的な病理学的メカニズムを調査するための貴重なツールを提供します。

大動脈弁損傷によるウサギAVSモデル ウサギAVSモデルを誘導するために、体重3.5〜4.0kgの雄のNZWウサギをこの研究に使用しました。ステップ2(図2)で説明した外科的処置によると、AVSモデルは大動脈弁損傷によって確立され、その結果、機械的大動脈弁の変性と石灰化が起こりました。対照群には、0.5%コレステロールが豊富な食事(高コレステロール、HC)と50,000UのビタミンD2(VitD2)を与えられたウサギが含まれていました。
大動脈弁の評価 大動脈弁の構造変化を評価するために、弁尖の可動性と厚さを心エコー検査の短軸図と長軸図を使用して評価しました。大動脈弁損傷から8週間後、心エコー検査の結果、HC + VitD2飼料を給餌した傷ついたウサギは、野生型(WT)ウサギを含む対照ウサギと、弁損傷のないHC + VitD2飼料を与えられたウサギと比較して、尖頭が肥厚し、運動が制限されていることが明らかになりました(<strong class...

大動脈弁狭窄症(AVS)の根底にある病理学的メカニズムを理解し、治療的介入の有効性を評価するには、適切な動物モデルが必要である。本プロトコルは、in vivoでの直接バルーン損傷を介してAVSウサギモデルを開発するための新しい手順を説明しています。

Animal models are emerging as an important tool to understand the pathologic mechanisms underlying aortic valve stenosis (AVS) because of the lack of ...

年次モデルは、罹患したヒト大動脈弁の信頼できる情報源へのアクセスがないため、大動脈弁狭窄症の根底にある病理学的メカニズムを理解するための重要なツールとして浮上しています。従来の大動脈弁狭窄症ウサギモデルでは、大動脈弁に著しい狭窄を誘発するために長期的な栄養補助食品と遺伝子操作が必要であり、実験的研究での使用が制限されています。この技術は、大動脈弁への直接風船損傷によってウサギに大動脈弁狭窄症を誘発する新しい手順を説明しており、大動脈弁狭窄症のヒトの状態を正確に模倣することができます。手順を実演するのは、私の規制担当の研究専門家であるパク・ウネ、キム・ジンム、イ・ウンミです。生理食塩水と市販の造影剤の1対1の混合物で満たされた収縮装置をバルーンカテーテルのルアーロック部分に接続することにより、拡張バルーンカテーテルセットの準備を開始します。バルーンにインフレーション溶液を充填した後、バルーンカテーテルから空気を取り除きます。麻酔をかけられたウサギの辺縁耳介静脈に24ゲージの静脈内またはIVカテーテルを挿入することから手術手順を開始します。ヘパリンヘパリン化生理食塩水1キログラムあたり100単位の輸液セットを接続します。次に、ウサギをマルチパラメータ獣医モニターに接続して、酸素飽和度信号やSpO2温度、血圧などのバイタルサインを継続的に監視します。Cアーム透視装置を備えた手術台にウサギを仰臥位にした後、動物のバリカンを使用して腹側頸部の毛を取り除きます。切開部をヨウ素で滅菌し、ウサギを手術用タオルで覆います。ウサギの心臓の位置を特定するには、Cアームをオンにして、心臓イメージング用の透視モードを選択します。ウサギの位置を調整して、心臓がイメージングフィールドの中心に来るようにします。位置を調整したら、首の皮膚を縦方向に約3センチ切開し、手術用ハサミを使用して筋膜と脂肪組織を切断します。次に、左総頸動脈(LCCA)の約3〜3.5センチメートルが露出するまで、筋肉を慎重に分離します。露出したLCCAの上部と端に3-0シルク縫合糸でLCCAを結紮し、血流を止めます。22ゲージのIVカテーテルをLCCAに挿入します。次に、0.016インチのガイドワイヤーをIVカテーテルを介して左心室に導入し、カテーテルの先端がCアームのイメージング野に適切に配置されるようにします。次に、IVカテーテルを抜いてガイドワイヤーを残してから、ガイドワイヤーの上に4フレンチシースをLCCAに配置してバルーンカテーテルを導入します。8ミリのバルーンカテーテルをガイドワイヤーからCアーム透視ガイド下で大動脈弁に慎重に挿入します。バルーンカテーテルの先端を大動脈弁から約1〜2センチメートル離れた位置に置き、6気圧の圧力インフレータで膨張液をパージしてバルーンを膨らませます。次に、バルーンを左心室また

a-rabbit-aortic-valve-stenosis-model-induced-by-direct-balloon-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

医学

分岐人間の脳動脈瘤を模倣する動脈分岐部動脈瘤の顕微作成のための最適化手法が説明されています。静脈のポーチは、両方の総頚動脈の人工的に作られた真の分岐部に縫合する。容易に顕微技術と積極的な術後の抗凝固療法と鎮痛が最小化罹患率と高い動脈瘤の開存率につながる。...

ウサギモデルにおける顕微静脈ポーチ動脈 - 分岐瘤：技術的側面

出典:Wanderer, S., et al.ウサギの動脈ポーチ顕微外科分岐動脈瘤モデル。J. Vis. Exp.

エラスターゼ処理血管パウチを用いたウサギの実験的動脈瘤モデルの開発

このプロトコルは、ラット頚動脈上の管腔内損傷を引き起こすと今後新生内膜過形成を誘発するためにバルーンカテーテルを使用しています。これは、傷害に応答する脈管リモデリングのメカニズムを研究するための十分に確立されたモデルである。また、広く、潜在的な治療的アプローチの有効性を決定するために使用される。...

ラット頸動脈における血管バルーン傷害と管腔内投与

以下に説明するラット頸動脈バルーン損傷モデルにより、研究者は損傷による動脈過形成を否定する薬や治療法を評価することができます。動物の詳細な術前準備、外科的処置、および術後ケアが記載されている。...

ラット頸動脈バルーン損傷モデルは、抗血管リモデリングの治療薬をテストします

動脈硬化症の動物モデルは、メカニズムを理解してプラークの開発や破断、先進国の死亡原因を防止するための新しいアプローチを調査するために不可欠です。このプロトコルは、ウサギ腸骨動脈の動脈硬化性プラークを誘発するのにバルーン傷害と高コレステロール食の組み合わせを使用します。...

加速動脈硬化家兎モデル: 内腸骨動脈バルーン傷害の方法論的視点

この記事は、大動脈バルーン傷害の後 myointimal 過形成 (MH)...

マウスの腹部大動脈 Myointimal 過形成を誘導するために気球を利用した傷害

ラット頸動脈バルーン傷害は、アテローム硬化性血管の血流を回復させるために行われる臨床血管形成術手順を模倣する。このモデルは、動脈壁を遠ざけ、内皮細胞の内皮層を脱脂することによって動脈損傷応答を誘導し、最終的にはリモデリングおよびインティタル過形成応答を引き起こす。...

過期治療アプリケーションを用いてラット頸動脈圧制御区分バルーン損傷

頭蓋内動脈瘤治療のための血管内装置の開発と試験は依然として非常に重要です。今日使用されているほとんどの動脈瘤モデルは、動脈変性壁の重要な特性または真の分岐の血行動態のいずれかを見逃している。そこで、ウサギにおける新規な動脈パウチ分岐模型の設計を目指した。...

ウサギの動脈ポーチ微小外科分岐動脈瘤モデル

ここでは、血管内デバイスの評価のために、ウサギの巨大分岐動脈瘤のマイクロサージェリー作成のための技術について説明します。...

血管内デバイスの評価のためのウサギにおける巨大分岐動脈瘤の顕微手術的作成

継続的な動脈血圧記録により、さまざまな血行動態パラメータの影響を調査できます。このレポートは、脳卒中の病態生理学、さまざまな血行動態因子の影響、および新しい治療アプローチの評価を決定するための虚血性脳卒中の大型動物モデルにおける継続的な動脈血圧モニタリングの適用を示しています。...

虚血性脳卒中のウサギモデルにおける血圧のリアルタイムモニタリングと調節

本研究は、生存症例の左ミニ開胸術または非生存症例の正中胸骨切開術を使用したウサギの急性局所心筋虚血および再灌流損傷の再現性の高い動物モデルを示しています。...

ウサギの虚血と再灌流障害のモデル

学ぶウサギ大動脈弁狭窄モデルの作製法。直接バルーン損傷法により、ヒトの大動脈狭窄を正確に模倣する新規手技を解説。心血管研究における病態メカニズムの解明と治療介入の評価に有用な動物モデルを提供する。

直接バルーン損傷によるウサギ大動脈弁狭窄モデル

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