Name: マウスにおける非侵襲的圧迫誘発性前十字靭帯(ACL)損傷とプロテアーゼ活性の in vivo イメージング (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-29T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 27 s
Description: 学ぶマウスにおける非侵襲的圧迫誘発性前十字靭帯損傷と蛍光反射イメージングによるプロテアーゼ活性のin vivo定量法。この手法は外傷後骨関節炎の早期関節応答を研究するのに有用である。

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この出版物で報告された研究は、国立衛生研究所の一部である国立関節炎および筋骨格系皮膚疾患研究所によって、賞番号R01 AR075013の下で支援されました。

記載されているすべての手順は、カリフォルニア大学デービス校の施設動物管理および使用委員会によって承認されています。本研究では、生後3ヶ月の雄のC57BL/6Jマウスを使用しました。
1.非侵襲性前十字靭帯損傷
注:外部から加えられた圧縮荷重によって生じるACL損傷は、人間のACL損傷の状態を厳密に再現するシンプルで再現可能な方法です。このプロトコルは、市販のロードフレーム機器( 材料表を参照)用に書かれていますが、同様のシステムにも適合させることができます。
<ol><li>荷重フレーム装置と互換性のあるソフトウェア( 材料表を参照)を開き、既存の制御ファイルを選択するか、新しいファイルを作成します。</li>
	<li>アクチュエータの電源を入れます。</li>
	<li>キャリブレーションメニューで、ロードセルの力の読み取り値を参照し、アクチュエータの変位を 0に設定します。</li>
	<li>酸素中の1%〜4%吸入イソフルランを使用してマウスに麻酔をかけ、つま先のつまむときや尾のつまむときに動物が完全に麻酔されるようにします。.</li>
	<li>マウスをプラットフォーム上でうつ伏せの位置に置きます。下腿を2つの荷重固定具の間に垂直に配置します(図1)( 材料表を参照)。足を上部の固定具の切り欠きに、膝を下部の固定具のカップに合わせます。</li>
	<li>下部固定具の高さを手動で調整して、1〜2 Nの予圧を適用し(コンピューター画面でリアルタイムで監視)、止めネジを締めて位置を保持します。予圧は、傷害荷重をかける前に脚を正しい位置に保持するために必要です。</li>
	<li>目標力(~12-15 N)または目標変位(~1.5-2.0 mm)に単一の圧縮荷重を加えます。 注:より遅い負荷速度(~1 mm/s)で負荷をかけると、より高いレベルのリアルタイム監視と制御が可能になりますが、ACLの剥離が失敗する可能性があります。より速い負荷速度(~200 mm/s)を適用すると、中物質ACL損傷を引き起こす可能性が高くなります22。脛骨骨折またはその他の過度の損傷が発生したと判断された場合は、動物が麻酔から回復する前に、IACUCが承認した方法を使用して動物を安楽死させます。<ol><li>ソフトウェア制御ファイルで荷重率を設定し、力-変位データを使用して確認します。 注:脛骨圧迫荷重中の骨折は、骨折力(~20 N)がACL損傷力よりもかなり高いため、通常は問題になりません。ただし、これは触診で監視する必要があり、画像(すなわち、X線)を使用して、脛骨骨折が発生していないことを確認できます。</li>
	</ol></li>
	<li>損傷は通常、音(「カチッ」または「クランチ」)と力-変位プロットで識別可能な力の解放で示されます(図1C)。より遅い負荷速度を使用する場合は、損傷直後に圧縮負荷を停止して、さらなる負荷や他の関節組織への損傷を防ぎます。 注:ACL損傷は、通常、体重に応じて8〜15Nで発生します34。予想される前十字靭帯損傷力よりも大きな目標力を設定することが重要です。</li>
	<li>前部-後部引き出しテスト35,36または関節不安定性の同等の評価を使用して、ACL損傷を確認します。</li>
	<li>動物の体重依存的な用量(例:.、0.05-0.1 mg / kg SCまたはブプレノルフィンのIP、 材料表を参照)を損傷後のマウスに投与し、所属機関IACUCによって推奨および承認された期間と用量を使用します。 注:NSAIDは、損傷後のPTOAの進行を変化させる可能性があるため、研究の特定の目的である場合を除き、この損傷モデルでNSAIDを疼痛管理に使用することは推奨されません。</li>
</ol>2. FRIイメージングのための動物調製
注:光学イメージングの場合、動物の毛皮(特に暗い毛皮)は光の遮断、吸収、散乱に非常に効果的であるため、イメージングする前に膝関節の周囲から毛皮をできるだけ取り除く必要があります。脱毛クリームは、通常、バリカンよりも脱毛に効果的です。ヌードマウスや無毛マウスは、毛皮を脱ぐ必要はありません。ただし、最も一般的に使用されるマウス系統(C57BL/6など)では、毛の除去が必要です。可能であれば、イメージングの前に低蛍光精製食品をマウスに与えてください。標準的なマウスチャウにはクロロフィルが含まれており、約700 nmの波長で自家蛍光を発し、近赤外FRIシステムからのデータ収集に影響を与える可能性があります。
<ol><li>酸素中の1%〜4%吸入イソフルランでマウスを麻酔します。マウスをできるだけ加熱パッドの上に置き、目の刺激を防ぐために眼軟膏を塗ります。</li>
	<li>綿棒を使用して、膝関節の周りのマウスの脚の前(頭蓋)に脱毛クリーム( 材料表を参照)を塗布します。</li>
	<li>クリームを~1分間放置してから、ワイプを使用して脚からクリームと毛皮を取り除きます。必要に応じて繰り返します。</li>
	<li>膝関節が完全に露出し、その部分を覆う毛皮がなくなったら、アルコールワイプで脚をきれいにして、残っている脱毛クリームを取り除きます。 注:脱毛クリームは、研究全体を通して同じマウスに複数回使用できますが、これらの塗布は、皮膚の不必要な刺激を防ぐために、少なくとも1週間の間隔を空ける必要があります。</li>
</ol>3. プローブ溶液の調製
<ol><li>必要に応じて、蛍光活性化プローブを製造元の指示に従って滅菌1xリン酸緩衝生理食塩水(PBS)で希釈します。市販のプローブのバイアル1本( 材料表を参照)には、通常、0.15 mLの1x PBS中に20 nmolが含まれています。バイアル内の溶液を希釈するには、1x PBS 1.35 mL を添加し、1x PBS 1.5 mL で 20 nmol を混合します。 注:希釈後、マウス1匹あたり0.15 mLを注入すると、1バイアルで10匹のマウスをイメージングできます。</li>
	<li>最小速度(~2000 rpm)で溶液を30秒間ボルテックスして、プローブが溶液に溶解していることを確認してから、短時間遠心分離してすべての液体が蓋から出ていることを確認します。 注:溶液は、光から保護された場所で2〜8°Cで最大12か月間保存できます。</li>
</ol>4.後眼窩注入
注:この手順の詳細については、Yardeni et al.を参照してください37。
<ol><li>酸素中の1%〜4%吸入イソフルランを使用してマウスに麻酔をかけ、鼻を鼻錐形にしてマウスを横向きにします。</li>
	<li>プローブ溶液の注入には~29Gのインスリンシリンジを使用します(ステップ3で調製)。</li>
	<li>光に当たらないように、使用前にシリンジを覆ってください。</li>
	<li>注射を投与する場合:<ol><li>眼の内側(涙腺)に注射し、シリンジの斜角が眼に向かって傾いていることを確認します。.右利きの人の場合は、動物を右に向けてマウスの右目に注射することをお勧めします。</li>
		<li>注射を打たない手で、目の周りの皮膚をそっと引き戻して頭を安定させ、目を突出させます。</li>
		<li>シリンジをマウスの本体と平行に傾けます。</li>
		<li>シリンジが硬い抵抗に達するまで、シリンジを目を越えて静かに進めます。このポイントを超えてプッシュしようとしないでください。</li>
		<li>プローブ溶液を眼窩後洞にゆっくりと注入し、針をゆっくりと眼窩から引き抜きます。針で溶液が出なければ、注射は成功です。</li>
		<li>生理食塩水または眼軟膏を注射した眼に塗布します。 注:イメージングプローブに付属のドキュメントに基づくと、最適なイメージング時間は通常、プローブ溶液の注入後1〜2日です。可能であれば、初期時間スクリーニングを行い、特定のアプリケーションごとに最適なイメージング時間を決定することをお勧めします。マウスは約7日以内に注入されたプローブを代謝し、その後、追加の時点が必要な場合は、新しい用量のプローブ溶液を注入する必要があります。</li>
	</ol></li>
</ol>5. 蛍光反射イメージング
注意: このセクションの手順は、市販の光学イメージングシステムに固有のものです( 材料表を参照)。同様のイメージングは、同等のシステムでも実行できます。
<ol><li>酸素中の1%〜4%の吸入イソフルランでマウスを麻酔し、鼻を鼻錐形にして動物を仰臥位でイメージングシステムに入れます。</li>
	<li>膝が空中でわずかに尖るように、下肢を伸ばしてマウスを配置します(足をテープで留める必要がある場合があります)。すべての動物に一貫したポジショニングを使用することが重要です。</li>
	<li>イメージングシステムコンピュータで互換性のあるソフトウェア( 材料表を参照)を開きます。「取得コントロールパネル」が表示されます。</li>
	<li>システムをウォームアップするには、[ 初期化 ]をクリックし、温度ライトが緑色に変わるまで待ちます。</li>
	<li>[ イメージングウィザード]をクリックし、[イメージングウィザード]ウィンドウが表示されることを確認します。</li>
	<li>[フィルターペア]をクリックし、設定が[落射照明]になっていることを確認してから、[次へ]を押します。</li>
	<li>正しい励起/発光設定を選択するには、プルダウンリストから目的のプローブを見つけます。正しいプローブが見つからない場合は、名前「Input Ex/Em」を見つけ、使用するプローブの特性に基づいて、励起ピークと発光ピークの値を手動で入力します(たとえば、励起ピークには675と入力し、発光ピークには720と入力します)。「 次へ」をクリックします。</li>
	<li>「被写体撮影」で マウス を選択します。「露出パラメータ」で、「 自動設定 」がチェックされ、「 蛍光灯 」と 「写真 」オプションが選択されていることを確認します。「視野」のチェックリストで D-22.6cm を選択します。 [次へ] を押します。</li>
	<li>イメージング設定は、「取得コントロールパネル」の右側のパネルで確認および変更できます。すべての設定が正しいことを確認し、[ Acquire Sequence] ボタンを押します。画像が表示されたら、画像の露出が適切であることを確認します。そうでない場合は、露光時間の設定を変更し、もう一度 [Acquire Sequence ] をクリックします。</li>
	<li>画像を解析するには、白黒画像上の各膝関節に一定のサイズの関心領域(ROI)円を配置します(これにより、蛍光シグナルの領域に基づく偏った配置が防止されます)。</li>
	<li>各膝関節の総放射効率および/または平均放射効率を計算します。反対側の脚でも放射効率が計算される場合は、負傷した脚の放射効率測定値を反対側の脚の放射効率測定値で割ってデータを正規化します。 注:すべての膝に一貫した面積を持つ関心領域を使用すると、総放射効率と平均放射効率の両方が同様の結果になります。異なるサイズの関心領域を使用する場合は、平均放射効率を使用することをお勧めします。損傷した関節からの放射効率データを、損傷していない反対側の膝からのデータで正規化することで、異なる動物間のプローブ注入量と送達効率の違いを説明するための内部制御が提供されます。</li>
</ol>

非侵襲的ACL損傷と手術がマウスのプロテアーゼ活性に及ぼす影響

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<li>Hsia, A. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteophytes+and+fracture+calluses+share+developmental+milestones+and+are+diminished+by+unloading%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Osteophytes and fracture calluses share developmental milestones and are diminished by unloading.</a> Journal of Orthopaedic Research. 36 (2), 699-710 (2018).</li>
<li>Blaker, C. L., Little, C. B., Clarke, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Joint+loads+resulting+in+ACL+rupture%3A+Effects+of+age%2C+sex%2C+and+body+mass+on+injury+load+and+mode+of+failure+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Joint loads resulting in ACL rupture: Effects of age, sex, and body mass on injury load and mode of failure in a mouse model.</a> Journal of Orthopaedic Research. 35 (8), 1754-1763 (2017).</li>
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<li>Kokubun, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+changing+the+joint+kinematics+of+knees+with+a+ruptured+anterior+cruciate+ligament+on+the+molecular+biological+responses+and+spontaneous+healing+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Sports+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of changing the joint kinematics of knees with a ruptured anterior cruciate ligament on the molecular biological responses and spontaneous healing in a rat model.</a> The American Journal of Sports Medicine. 44 (11), 2900-2910 (2016).</li>
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</ol>

著者は何も開示していません。

このプロトコルは、マウス20,21,24,33にACL損傷を誘発するための再現性のある非侵襲的な方法を確立し、厳密に説明しています。このシンプルで効率的な傷害法は、わずか数分で実施できるため、PTOAのハイスループット研究が容易になります。この傷害方法は、人間のACL損傷に関連する損傷条件も厳密に再現します。マウスにOAを誘導するために使用される外科的方法は、損傷後の関節におけるプロテアーゼ活性の経時的変化および大きさを測定するためのin vivoイメージング法の使用を妨げる可能性がある。対照的に、非侵襲的OAマウスモデル(20でレビュー)とFRIを組み合わせることで、損傷後のマウス膝関節のプロテアーゼ活性をin vivoでイメージングするための独自の機能が提供されます。
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変形性関節症は、米国で何百万人もの人々が罹患している広範な健康問題です1。心的外傷後変形性関節症(PTOA)は、前十字靭帯(ACL)の断裂、半月板損傷、関節内骨折などの関節損傷によって引き起こされるOAのサブセットです2。PTOAに分類される症候性OA患者の割合は少なくとも12%であり3、この病因は通常、特発性OAよりも若い集団に影響を及ぼします4。OAのマウスモデルは、はるかに短いタイムライン(ヒトの10〜20年と比較して、マウスモデルでは4〜12週間)で疾患の病因と潜在的なOA治療を調査するための重要なツールです。しかし、マウスでOAを開始する方法は、一般的にACL切断5,6、内側半月板5,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16の除去または不安定化、またはその2つの組み合わせなどの侵襲的な外科的技術を含む 17,18,19は、臨床的に関連する損傷状態を再現しません。また、手術モデルは関節包の破壊により関節の炎症を悪化させ、変形性関節症の進行を加速させる可能性があります。
非侵襲的膝損傷マウスモデルは、損傷後の早い段階で生物学的および生体力学的変化を研究する機会を提供し、より臨床的に関連性のある結果をもたらす可能性があります20。私たちの研究室は、マウスの前十字靭帯(ACL)断裂を誘発するために、単一の外部から加えられた脛骨圧迫過負荷を使用する非侵襲的損傷モデルを確立しました21、22、23、24。この非侵襲的傷害法は、皮膚や関節包を破壊することなく、無菌関節傷害を引き起こすことができる。
蛍光反射画像法(FRI)は、特定の波長の赤外光で対象物を励起し、別の波長で放出される反射光を定量化する光学イメージング法です。市販のプロテアーゼ特異的プローブを動物モデルに注入し、FRIを使用して膝関節などの特定の部位におけるプロテアーゼ活性を定量化することができます。この方法は、炎症などの生物活性のin vivo検出に広く使用されています。このアプリケーションに使用されるプローブは、関連するプロテアーゼに遭遇するまで蛍光消光されます。これらのプロテアーゼは、プローブ上の酵素切断部位を破壊し、その後、近赤外蛍光シグナルを生成します。これらのプローブとこのイメージング法は、癌25,26,27,28およびアテローム性動脈硬化症29,30,31,32の研究で広く検証および使用されており、私たちのグループは、炎症およびマトリックス分解のマーカーを測定するための筋骨格系の研究にそれらを使用しています23,24,33。
非侵襲的関節損傷とin vivo FRIおよびプロテアーゼ活性化プローブを組み合わせることで、外傷性関節損傷後の炎症とプロテアーゼ活性を追跡する独自の能力が得られます。この分析は、損傷後数時間または数分後に行うことができ、同じ動物を複数回評価して、関節内のプロテアーゼ活性の経時変化を研究することができます。重要なことに、このイメージング方法は、皮膚と関節包の破壊により、関節内からの信号を混乱させる蛍光信号が生じるため、OAの外科的モデルと組み合わせると実行できない可能性があります。

<table><tbody><tr><td>10xリン酸緩衝生理食塩水</td><td>組織Protech</td><td>PBS01-32R</td><td>または同等の</td></tr><tr><td>空気麻酔システム</td><td></td><td></td><td>イソフルラン気化器、誘導チャンバーとノーズコーンブ</td></tr><tr><td>プレノルフィン</td><td></td><td></td><td>鎮痛薬付き損傷後&nbsp;</td></tr><tr><td>脱毛クリーム</td><td>Veet</td><td>B001KYPZ4G</td><td>または同等の</td></tr><tr><td>固定具</td><td></td><td></td><td>カスタムメイドの膝固定具、足首固定具、プラットフォーム</td></tr><tr><td>IVIS Spectrum</td><td>Perkin Elmer</td><td>124262</td><td>同等の光学イメージングシステムも使用できます</td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Corporation</td><td>06-666</td><td>または同等の</td></tr><tr><td>リビングイメージソフトウェア&nbsp;</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>材料試験システム&nbsp;</td><td>TA Instruments</td><td></td><td>Electroforce 3200または同等の</td></tr><tr><td>ProSense680</td><td>Perkin Elmer</td><td>NEV10003</td><td>OsteoSense、MMPSense、Cat K、AngioSenseなどの他のプローブも使用できます。</td></tr><tr><td>ニードル付き滅菌シリンジ</td><td>Spectrum Chemical Mfg. Corp.</td><td>550-82231-CS</td><td>Covidien 1 mL TB シリンジ (28 G x 1/2 インチ)ニードル、滅菌または同等の</td></tr><tr><td>単軸ロードセル</td><td>TAインスツルメンツ</td><td></td><td>20 N容量</td></tr><tr><td>Vortex-Genie 2</td><td>Scientific Industries, Inc.</td><td>SI-0236</td><td>または同等の</td></tr><tr><td>WinTestソフトウェア&nbsp;</td><td>TAインスツルメンツは</td><td></td><td>Electroforce 3200と互換性があります</td></tr></tbody></table>

マウスにおける非侵襲的圧迫誘発性前十字靭帯(acl)損傷とプロテアーゼ活性の in vivo イメージング

Non-Invasive Compression-Induced Anterior Cruciate Ligament (ACL) Injury and In Vivo Imaging of Protease Activity in Mice

前十字靭帯(ACL)断裂や半月板断裂などの外傷性関節損傷は、通常、損傷後10〜20年以内に外傷後変形性関節症(PTOA)を引き起こします。PTOAの病因を理解するには、関節損傷によって開始される初期の生物学的プロセス(炎症、マトリックスメタロプロテアーゼ(MMP)、カテプシンプロテアーゼ、骨吸収など)を理解することが非常に重要です。しかし、これらの生物学的プロセスの in vivo 測定の選択肢はほとんどなく、侵襲的な外科的技術または注射を使用してOAを開始すると、初期の生物学的応答が交絡する可能性があります。PTOAの研究では、市販の近赤外プロテアーゼ活性化プローブと蛍光反射イメージング(FRI)を組み合わせて使用し、マウスの非侵襲的圧迫誘発性ACL損傷後の in vivo でのプロテアーゼ活性を定量化しました。この非侵襲的なACL損傷法は、臨床的に関連する損傷条件を綿密に再現し、皮膚や関節包を破壊しないため、完全に無菌的です。これらの損傷法とイメージング法の組み合わせにより、外傷性関節損傷後の複数の時点でのプロテアーゼ活性の経時変化を研究することができます。

生後3ヶ月の雄のC57BL/6Jマウスの下肢に1回の圧縮力(損傷までは1mm/s)を加えたところ、すべてのマウスでACL損傷が一貫して誘発された。膝損傷時の平均圧縮力は約10Nでした(図1)。
FRI解析では、非侵襲的ACL損傷を受けたマウスの損傷した関節において、損傷後7日目にプロテアーゼ活性が有意に高いことが示されました(図2)。膝関節のFRI分析は、ラット35、36、38で以前に報告されたものと同様に、非侵襲的ACL損傷の直後に膝関節の外科的再手術を受けたマウスでも行われました。この解析では、再回復手術を受けたマウスでは、損傷後2週間と4週間の両方で手術を受けなかったマウスよりもかなり大きな蛍光シグナルが示されました。これらのデータは、侵襲的な外科的処置が関節内のプロテアー...

非侵襲的ACL損傷は、マウスの心的外傷後変形性関節症(PTOA)を開始するための信頼性が高く、臨床的に関連性のある方法です。また、この傷害法では、プロテアーゼ活性化可能な近赤外プローブおよび蛍光反射イメージングを用いて、損傷後早期の関節におけるプロテアーゼ活性を in vivo で定量することができます。

マウスにおける非侵襲的圧迫誘発性前十字靭帯(ACL)損傷とプロテアーゼ活性の in vivo イメージング

Traumatic joint injuries such as anterior cruciate ligament (ACL) rupture or meniscus tears commonly lead to post-traumatic osteoarthritis (PTOA) within ...

当研究室では、外傷後変形性関節症のマウスモデルを用いて、前十字靭帯やACL断裂などの関節損傷後の初期プロセスと、これらの初期事象が組織の変性や変形性関節症の進行にどのようにつながるかを調べています。特に、怪我をした後の運動や休息が長期的な関節の健康にどのように影響するかを知ることに関心があります。変形性関節症の動物モデルは数多く存在し、それらはすべて特定の研究課題の調査に役立ちます。この分野での実験上の課題には、研究の適切なモデルの選択、OAの進行を評価するために使用する手法の決定、およびこの分析をどの時点で実行するかが含まれます。この膝の怪我の方法は、非常に迅速かつ簡単に実行できます。また、非侵襲的な圧迫誘発傷害を用いることで、早期の関節反応を研究することができ、外科的処置がないため、in vivo光学イメージングを使用して関節内のプロテウスの活動を追跡することができます。将来的には、変形性関節症に弱いマウスと変形性関節症に耐性のあるマウスのさまざまな遺伝子株を使用して、炎症反応の特定の側面が損傷後の関節治癒または関節変性のいずれかにどのように寄与するかを決定する予定です。

non-invasive-compression-induced-anterior-cruciate-ligament-acl

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JoVE Journal

Medicine

医学

前十字靭帯（ACL）の部分的な涙を修復するためのパッチなど、将来のアプリケーションでは、人間のACL由来の細胞をin vitroで増殖し、組織工学足場上に成長させ、再建手続きの際に得られた組織から単離した。細胞接着および形態は、その後、足場表面上に生体適合性を確認した。...

外科用回収、単離と<em&gt;インビトロ</em&gt;組織工学アプリケーションのためのヒト前十字靭帯由来細胞の拡大

動物モデルは、組織改変された移植片を評価するための重要なツールです。この論文では、前十字靭帯組織工学で使用するためのエレクトロスピニング生分解性ポリマーグラフトを調製するためのプロトコルと、ラットモデルに移植するための外科的プロトコルを示します。...

エンジニアード前十字靭帯移植片の評価のための無胸腺ラットモデル

本稿では,ラットの大腿骨顆軟骨損傷を20N以上60回周期的に圧迫することにより生じたラット膝の周期的荷重誘発関節内軟骨病変モデルを提示する.

ラット膝の周期的負荷誘発関節内軟骨病変モデルを生成するための非侵襲的方法

本プロトコルは、内側ミニスコティビアル靭帯を切断することによってマウス膝を不安定化させた後の関節軟骨の表面における制御されたマイクロブレードの引っかき傷を記載する。この動物モデルは、骨棘形成、骨硬化症、および初期段階の痛みの研究に適した変形性関節症(OA)の加速型を提示します。...

加速変形性関節症の内側半月板および軟骨スクラッチマウスモデルの不安定化

ここでは、げっ歯類に変形性膝関節症を誘発する信頼できるモデルとして、前十字靭帯 (ACL) を横断する外科的方法と、膝滑液を採取し、膝浮腫を測定し、変形性関節症の重症度を評価する方法論について説明します。...

関節の炎症と外傷後変形性関節症を研究するためのげっ歯類モデルにおける前十字靱帯切断と滑液洗浄

アン in vivoで</em収縮で誘起された損傷と回復の非侵襲的モニタリングの>齧歯類モデル

我々は、酸素代謝の指標を推定する脳血流指数の拡散相関分光法対策に脳内ヘモグロビンの酸素化の周波数領域から近赤外分光法対策を組み合わせる。我々は、新生児の脳の健康と発達を評価するためのベッドサイドスクリーニングツールとしてこの測定の有用性を検証した。...

乳幼児の脳代謝と血行動態の非侵襲的光計測

再現性を作成するための新たな手法...

マウスで制御子宮裂傷の傷害

眼内移植し、共焦点顕微鏡を組み合わせた新しいアプローチがグラフトされた組織内での単一セルの解像度で縦、非侵襲性のリアルタイムイメージングを可能にする...

縦用の眼の前房に移植、非侵襲<emインビボ&gt;</emリアルタイムでのシングルセル分解能&gt;イメージング

私たちは、マウスが受けている中等度および重度の虚血再灌流誘発性腎傷害のモデルを記述する一方的な腎茎それぞれ、同時または遅延対側腎摘出続いクランプ。これらのモデルは、一貫して腎機能障害や損傷後の線維化を生じさせるが、傷害の重症度と生存率は、マウス、背景、年齢や手術用機器に依存している。...

マウスにおける急性腎障害とポスト傷害線維の虚血再灌流モデル

学ぶマウスにおける非侵襲的圧迫誘発性前十字靭帯損傷と蛍光反射イメージングによるプロテアーゼ活性のin vivo定量法。この手法は外傷後骨関節炎の早期関節応答を研究するのに有用である。

マウスにおける非侵襲的圧迫誘発性前十字靭帯(ACL)損傷とプロテアーゼ活性の in vivo イメージング

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