Name: マウス糖尿病性心筋症モデルのモデリングと評価 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-11-29T14:10:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: 学ぶマウス糖尿病性心筋症モデルの構築法。高脂肪食とストレプトゾトシン投与を組み合わせ、心筋細胞の形態変化と心機能低下を誘導します。疾患機構解明と治療法開発のための効率的な研究ツールです。

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すべての手続きは、米国国立衛生研究所が概説した実験動物のケアと使用に関するガイド(NIH Publication No. 85-23、1996年改訂)に従った動物研究の機関ガイドラインに従っていました。すべての動物実験は、動物ケアの倫理委員会と四川大学の倫理委員会によって承認されました。雄のC57BL/6Jマウスは、Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co.(中国)から購入しました。実験期間中、マウスは24°Cの制御された条件下で飼育され、12時間の明暗サイクルが調整され、食物と水に自由にアクセスできました。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67189/67189fig01.jpg"> 
図1:概略的な実験のタイムライン。 HFD/STZ群とND群で用いたマウスは、ともに生後約7-8週齢であった。各マウスの体重とランダムな血糖値を毎週記録しました。12週間および24週間の摂食間隔で、マウスの代謝表現型を経口ブドウ糖負荷試験(OGTT)および血清インスリンレベル測定によって評価した。さらに、心エコー検査はベースライン (0 週)、12 週間、および 24 週間で評価されました。24週間の給餌期間の後、マウスを安楽死させた。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67189/67189fig01large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。</a>
1. HFD供給
<ol>
	<li>雄のC57BL/6Jマウス(7-8週齢)に通常の食事(ND)またはHFD(60%kcal脂肪)を24週間与えて、肥満を誘発します。</li>
	<li>各マウスの体重を4週間ごとに記録します。ウェイトカーブが12週間前に同様の上向きのパターンを示し、HFDグループではより急な傾きが観察されることを確認します。</li>
</ol>
2. STZ溶液の調製と注入
注意: STZは室温(RT)で非常に不安定であるため、劣化を防ぐために-20°Cで保管してください。注入の5分以内にSTZをクエン酸バッファーとすぐにブレンドします。
<ol>
	<li>クエン酸バッファーを調製します。2.1gのクエン酸(相対分子量:210.14)を秤量し、100mLの蒸留水に十分に溶解して溶液Aを調製します。クエン酸ナトリウム(相対分子量:294.10)の2.94 gを秤量し、蒸留水100 mLに十分に溶解して溶液Bを調製します。0.45 μmのフィルターメンブレンを使用して不純物をろ過します。</li>
	<li>STZ1 gを秤量し、調製した混合クエン酸作業溶液100 mLに完全に溶解します。得られたSTZ溶液を4°Cで保存します。 STZ溶液の注入は、可能な限り30分以内に行ってください。</li>
	<li>1 mLシリンジを使用して、30 mg / kgのSTZを含む溶液を毎日7日間連続して腹腔内注射をHFD / STZ群のマウスに投与し、ND群のマウスに等量のクエン酸緩衝液(0.1 mmol / L、pH = 4.5)を提供します。.</li>
	<li>最終注射の1週間後に血糖値をアッセイします。ランダムな血糖値が16.7 mmol/Lを超えるマウスをT2DMマウスとして分類します。<ol>
		<li>マウスを拘束装置に慎重に配置し、テールが完全に外側に伸びていることを確認します。</li>
		<li>採血の前に、70%アルコール綿棒で尾の採血部位を完全に消毒し、無菌性と清潔さを維持します。</li>
		<li>先端が鋭い針で、それを尾静脈に挿入し、先端から基部に向かって3〜4 mmの深さで前進します。針がしっかりと固定されたら、尾の上部をそっと絞って血流を促進します。</li>
		<li>マウスから約10μLの血液を採取し、採取した血液を専用のテストストリップに慎重に塗布します。血液が吸収されると、血糖値計はすぐに血糖値を表示します。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 経口ブドウ糖負荷試験(OGTT)14
<ol>
	<li>OGTTの前に、各マウスを一晩中14時間速くしますが、水に無制限にアクセスできます。</li>
	<li>約10mLの20%グルコース溶液を調製します。OGTT中に各マウスに経口強制経口で1 g / kgグルコースの用量を投与します。.</li>
	<li>投与後すぐに(0分)、15分、30分、60分、120分など、いくつかの時点で血糖値をモニターします。</li>
</ol>
4. 心エコー検査による心機能の評価
<ol>
	<li>ベースライン (0 週間)、12 週間、および 24 週間後に、HFD または ND のいずれかを摂食した後、各マウスで心エコー検査を実施します。</li>
	<li>心エコー検査の前に、麻酔器を使用して 100% 酸素で投与される 3% イソフルランを吸入してマウスに麻酔をかけます。マウスが歯付きピンセットを使用したり、つま先や尻尾を刺激したりして皮膚を挟むことに反応を示さないことを確認します。麻酔中の乾燥を防ぐために、獣医用軟膏を目に塗ります。</li>
	<li>マウスを温熱パッドに置き、体温を維持し、爪を電極に固定して安定した仰臥位を確保します。維持麻酔のためにイソフルラン濃度を1%〜2%の間で調整し、毎分約450拍の目標心拍数を維持します。</li>
	<li>脱毛クリームを使用してマウスの毛皮を取り除き、胸部に超音波ジェルを塗布します。心エコー検査に従って、脱毛クリームと超音波ゲルを滅菌生理食塩水で除去します。</li>
	<li>50MHzプローブで心機能と構造パラメータを評価します。<ol>
		<li>最適な左心室(LV)長軸ビューを得るには、プローブを動物の胸の左側に配置します。</li>
		<li>個々の解剖学的構造に応じて、ノッチを右肩に向けて、プローブを左胸骨線に対して15°から45°の間で反時計回りに回転させます。Bモード15でx軸とy軸を調整します。 注:適切なLV長軸ビューには、(i)大動脈弁と大動脈基部を含める必要があります。(ii)LVチャンバーはビューの中央に配置されています。(iii)底面と頂点の軸は、トランスデューサー16と平行でなければなりません。</li>
		<li>Mモードを2回押して、測定ラインを表示します。この線を乳頭筋のレベルに配置します。その後、精度を確保するために、少なくとも3つの連続した心拍の測定を行います。「 クリップを保存」 をタップして、シリーズのシネループを保存します。</li>
		<li>収縮末期の次元をECG T波と一致する位相として特定し、拡張末期の次元をECG R波に対応する位相として決定します。</li>
		<li>操作パッドを傾けて、左上隅が最も低く、右下隅が最も高いことを確認します。マウスの心尖の方向に沿って、心臓の長軸に平行に貫通するようにプローブを調整して、経根尖の4チャンバービューを取得します。</li>
		<li>C(カラードップラー)モードとPW(PWドップラー)モードを連続して選択し、サンプル量を最高速度点に配置し、血流の方向に一致するようにサンプリング方向を調整し、僧帽弁の血行動態情報(E波およびA波)を記録します16。「クリップを保存」をタップして、シリーズのシネループを保存します。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>イソフルランの吸入を止めて、マウスが意識を取り戻すようにします。動物をケージに戻し、0週と12週の両方で12時間の明暗サイクルを持つ制御された環境に収容します。24 週間の心エコー評価に続いて、イソフルラン吸入後の頸部脱臼を通じてマウスを人道的に安楽死させます。</li>
	<li>ワークステーションドングルを使用して、駆出率(EF)、分率短縮(FS)、左心室後壁(LVPW)、左心室内径(LVID)、心室中隔(IVS)、およびE/A比の解析を実行します。</li>
</ol>
5. 組織学的染色
<ol>
	<li>24週目で心エコー分析を完了した後、イソフルラン吸入後の脊髄脱臼によりマウスを安楽死させます。</li>
	<li>眼科用ハサミとピンセットを使用してマウスを解剖します。心臓が完全に露出するように、肋骨を慎重に切断します。</li>
	<li>肝臓が蒼白になるまで生理食塩水で心臓を頂点から灌流し、灌流が成功したことを示します。心臓を取り出し、生理食塩水で十分にすすいで、完全な血液除去を確実にします。</li>
	<li>パラフィン包埋を行う 17.<ol>
		<li>RTで4%ホルマリンで心臓を少なくとも24時間固定します。.</li>
		<li>心臓が入った脱水ボックスを脱水器に入れ、65°Cでアルコールとワックスの浸出を段階的に行うための段階的な脱水プロセスを行います。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>ティッシュ切片17を準備します。<ol>
		<li>乳頭筋を含むトリミングされたワックスブロックを、厚さ4μmのスライス用のミクロトームに入れ、病理学的染色のためにRTで保存します。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Massonのトリクローム18 および小麦胚芽凝集素(WGA)19 染色を用いて染色を行います。</li>
</ol>

<meta charset="utf8"></head><body>高脂肪食とSTZ注射による糖尿病性心筋症のマウスモデル

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<li>staining experiment report. , Servicebio. At 
 <a target="_blank" href="https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG">https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG</a> (2022).</li>
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<li>Winzell, M. S., Ahren, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+high-fat+diet-fed+mouse%3A+A+model+for+studying+mechanisms+and+treatment+of+impaired+glucose+tolerance+and+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">The high-fat diet-fed mouse: A model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes.</a> Diabetes. 53 Suppl 3, S215-S219 (2004).</li>
<li>Poucher, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+saxagliptin+and+sitagliptin+on+glycaemic+control+and+pancreatic+beta-cell+mass+in+a+streptozotocin-induced+mouse+model+of+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Obes+Metab%22%5BJournal%5D)">Effects of saxagliptin and sitagliptin on glycaemic control and pancreatic beta-cell mass in a streptozotocin-induced mouse model of type 2 diabetes.</a> Diabetes Obes Metab. 14 (10), 918-926 (2012).</li>
<li>Islam, M. S., Loots Du, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+rodent+models+of+type+2+diabetes%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Find+Exp+Clin+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Experimental rodent models of type 2 diabetes: A review.</a> Methods Find Exp Clin Pharmacol. 31 (4), 249-261 (2009).</li>
<li>Heydemann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+murine+high+fat+diet+as+a+model+for+type+2+diabetes+mellitus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Diabetes+Res%22%5BJournal%5D)">An overview of murine high fat diet as a model for type 2 diabetes mellitus.</a> J Diabetes Res. 2016, 2902351(2016).</li>
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</ol>

<table><tbody><tr><td>動物用超音波システム</td><td>富士フイルム ビジュアルソニックス</td><td>VEVO 3100</td><td>心エコー検査</td></tr><tr><td>血糖値計</td><td>ユーウェル</td><td>GU100</td><td>血糖値の評価</td></tr><tr><td>クエン酸</td><td>シグマ・アルドリッチ</td><td>251275</td><td></td></tr><tr><td>イソフルラン</td><td>RWD ライフサイエンス</td><td>R510-22</td><td>麻酔</td></tr><tr><td>イソフルラン気化器</td><td>RWD ライフサイエンス</td><td>R500</td><td>麻酔</td></tr><tr><td>マウスインスリン(INS)ELISAキット</td><td>武漢Feiyueバイオテクノロジー株式会社</td><td>FY-EM14029</td>血清<td>インスリンレベルを評価する</td></tr><tr><td>Nair脱毛クリーム</td><td>Nair255g</td><td></td><td>マウスの</td></tr><tr><td>毛皮を取り除く60%kcal脂肪のげっ歯類ダイエット</td>Research <td>Diets Inc</td><td>D12492</td>高<td>脂肪ダイエット給餌</td></tr>ク<tr><td>エン酸ナトリウム</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S4641</td><td></td></tr>滅菌<tr><td>フィルターメル</td><td>クミリポア</td><td>SLHV033N</td><td></td></tr><tr><td>ストレプトゾシン</td><td>Solarbio</td><td>S8050</td><td></td></tr>超音波<tr><td>ゲル</td>ケ<td>プ</td><td>ラーKL-250</td>心<td>エコー</td></tr><tr><td>検査ワークステーションドングル</td><td>富士フイルムビジュアルソニックス</td><td>Vevoラボ</td><td>心エコーデータ分析</td></tr></tbody></table>

マウス糖尿病性心筋症モデルのモデリングと評価

Modeling and Evaluation of Murine Diabetic Cardiomyopathy Model

この研究では、マウスをND群とHFD/STZ群の2つのグループに無作為に割り付け、各グループに6匹のマウスを配置しました。給餌から24週間後の最終的な心エコー検査とOGTT検査に続いて、マウスは安楽死させられ、組織学的評価のために心臓組織を採取されました。
HFD/STZは明らかな体重増加を引き起こし、12週間でピークに達し、ND群と比較して有意に高かった。STZ投与後、HFD/STZ群のマウスでは体重の顕著な減少が認められました。対照的に、ND群のマウスは、その後の12週間にわたって体重の着実な増加を維持しました(図2A)。HFD/STZ群のランダムな血糖値は、摂食時間全体を通じて常にND群よりも有意に高かった(図2B)。HFD/STZ群のOGTT曲線はND群よりも有意に高かった。両群の血糖値のピークは15分で到達し、その後低下したことは明らかでした(図2C、D)。研究...

The underlying pathophysiological mechanisms of diabetic cardiomyopathy (DbCM), a leading cause of mortality among patients with type 2 diabetes mellitus ...

modeling-and-evaluation-of-murine-diabetic-cardiomyopathy-model

Research

JoVE Journal

Medicine

医学

記載は、ドキソルビシンの長期腹腔内注射を介してマウスにおけるドキソルビシン誘発拡張型心筋症(DCM)モデルを確立するためのプロトコルである。...

インビボにおける拡張型心筋症のドキソルビシン誘発性マウスモデル

本プロトコルは、心不全のマウスモデルにおける拡張期機能の評価における貴重なツールとして役立つ経食道ペーシングによる圧力と体積の関係の取得について記述している。...

マウス心不全モデルにおける心拍数依存性拡張期機能の評価のためのペーシング制御手順

このプロトコルは、駆出率が維持された高脂血症誘発性心不全(HFpEF)のマウスモデルを再現するための詳細なアプローチを示しています。このデザインは、アデノ随伴ウイルス9-心筋トロポニンT-低密度リポタンパク質受容体(AAV9-cTnT-LDLR)とポロキサマー-407(P-407)の投与を組み合わせたものです。...

駆出率を維持した高脂血症誘発性心不全のマウスモデル

ここでは、糖尿病性心筋症のマウスモデルを確立するためのプロトコルと、治療中にマウスをより穏やかに固定できるマウス電気鍼治療用固定装置をマウスに電気鍼投与します。...

糖尿病性心筋症マウスモデルにおける電気鍼治療前処理のためのマウス電気鍼固定装置の作製

ウィリス穿孔の管腔内サークルによるくも膜下出血の標準化されたマウスモデルが記載されている。血管穿孔やくも膜下出血は頭蓋内圧監視によって監視されています。さらに、種々の重要なパラメータが記録され、生理学的条件を維持するように制御される。...

くも膜下出血のマウスモデル

脂肪由来幹細胞 (Asc) は簡単に隔離され、正常ラットの脂肪から採取しました。ASC...

作成および糖尿病創傷治癒モデルにおける脂肪由来幹細胞 (ASC) シートの移植

本稿では、摩耗粒子と無菌を緩める様々 な細胞間の相互作用を評価するための理想的な動物モデルを構成する CoCrMo...

無菌を緩める CoCrMo 粒子への暴露によるマウス頭蓋骨融解モデルの構築と評価

ここでは、豚の頻拍誘発型心筋症を生成するためのプロトコルを提案する.このモデルは、進行性の慢性心不全の血行動態や応用治療の効果を研究する強力な方法を表します。...

豚の慢性心不全モデルとして頻拍誘発性心筋

アダルト ゼブラフィッシュ (動脈分布) のドキソルビシン誘発心筋症モデルを生成する方法を次に紹介します。腹腔内投与の 2...

大人のゼブラフィッシュのドキソルビシン誘発心筋症モデル

ワイヤー図法を使用してマウスの腸間膜動脈の等尺性収縮力測定

学ぶマウス糖尿病性心筋症モデルの構築法。高脂肪食とストレプトゾトシン投与を組み合わせ、心筋細胞の形態変化と心機能低下を誘導します。疾患機構解明と治療法開発のための効率的な研究ツールです。

マウス糖尿病性心筋症モデルのモデリングと評価

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