이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.

방법 논문

Inverted Motility Assay: An In Vitro technique to visualize myosin movement on immobilized actin filaments(반전 운동성 분석: 고정된 액틴 필라멘트에서 미오신 이동을 시각화하는 In vitro 기술)

1.3K 조회수

⸱

2025년 7월 8일

이 논문에서

초록

출처: Tripathi, A., et al. 체외 형광 현미경 검사 기반 운동성 분석의 미오신 특이적 적응. J. Vis. 특급 (2021).

이 비디오에서는 액틴-미오신 상호작용을 분석하기 위해 체외 운동성 분석을 수행합니다. 고정된 미오신 분자에 대한 액틴 필라멘트의 활공 운동은 형광 현미경을 사용하여 시각화됩니다.

프로토콜

1. 단백질 정제

  1. 세포 용해 및 단백질 추출
    1. 표 1을 기반으로 1.5x 추출 버퍼를 준비합니다. 여과하여 4 °C에서 보관하십시오.
    2. 얼음 위에서 세포 알갱이를 해동하기 시작합니다. 펠릿이 해동되는 동안 추출 버퍼 100mL에 1.2mM 디티오트레이톨(DTT), 5μg/mL 류펩틴, 0.5μM 페닐메틸설포닐 플루오라이드(PMSF) 및 프로테아제 억제제 정제 2정을 추가합니다. 얼음 위에 보관하십시오.
    3. 펠렛이 해동되면 세포 배양 10mL당 보충된 추출 버퍼(Extraction Buffer) 1mL를 추가합니다. 예를 들어, 세포 펠릿이 500mL의 세포 배양으로 형성된 경우 50mL의 보충된 추출 버퍼를 펠릿에 추가합니다.
    4. 세포 펠릿을 얼음 위에 두면서 초음파 처리하십시오. 각 펠릿에 대해 다음 조건을 사용하십시오: 5초 켜기, 5초 끄기, 5분 지속, 전력 4-5.
    5. 균질화된 모든 용해물을 비커에 모으고 ATP(0.1M 원액, pH 7.0)를 첨가하여 ATP의 최종 농도가 1mM이 되도록 합니다. 차가운 방에서 15분 동안 저어줍니다. ATP는 액틴에서 활성 미오신 물질을 분리하여 다음 원심분리 단계에서 분리할 수 있도록 합니다. 따라서 ATP 고갈 및 액틴으로의 재결합 가능성을 최소화하기 위해 즉시 다음 단계로 진행하는 것이 필수적입니다.
    6. 용해물을 48,000 x g에서 4°C에서 1시간 동안 원심분리합니다. 이 현상이 발생하는 동안 제조업체의 지침에 따라 Anti-FLAG 친화성 수지 50% 슬러리 1-5mL를 100mL 인산염 완충 식염수(PBS)로 세척하기 시작합니다. 예를 들어, 5mL의 수지의 경우 10mL의 50% 슬러리를 세척합니다. 최종 세척 단계에서 50% 슬러리를 생성하기에 충분한 부피의 PBS 1-5mL로 수지를 재현탁합니다.
    7. 용해액 원심 분리 다음, 세척된 수지 슬러리와 상등액을 결합하고 1-4시간 동안 냉장실에서 부드럽게 흔듭니다. 기다리는 동안 표 1에 설명된 버퍼를 만들어 얼음 위에 보관하십시오.
  2. FLAG 친화성 정제 준비
    1. 단계 1.7의 용액을 500 x g에서 4°C에서 5분 동안 원심분리합니다. 수지는 튜브 바닥에 포장됩니다. 수지를 방해하지 않고 상층액을 제거하십시오.
    2. 표 1에 설명된 대로 50mL의 Buffer A에 수지를 재현탁하고 4°C에서 5분 동안 500 x g로 원심분리합니다. 수지를 방해하지 않고 상층액을 제거하십시오.
    3. 표 1에 설명된 대로 50mL의 Buffer B에 레진을 재현탁하고 4°C에서 5분 동안 500 x g에서 원심분리합니다. 이 단계를 한 번 더 반복하고 20mL의 Buffer B에 레진을 재현탁합니다. 그런 다음 손으로 튜브를 약 10회 부드럽게 뒤집어 수지와 버퍼를 철저히 혼합합니다.
  3. 단백질 용출 및 농축
    1. 표 1에 설명된 대로 30mL의 용리 버퍼를 만들고 얼음에서 식힙니다.
    2. 차가운 방에 용리 컬럼을 설치하십시오. 수지 슬러리를 컬럼에 부드럽게 붓습니다. 1-2 컬럼 부피의 버퍼 B로 컬럼을 세척하여 레진이 건조되지 않도록 합니다.
    3. 용리 버퍼 1mL를 수지를 통해 흐르게 하고 1.5mL 튜브에 플로스를 수집합니다. 12, 1mL 분획이 수집되도록 반복합니다.
    4. 이 시점에서 분획에 대해 조잡한 Bradford 검정을 수행하여 어떤 분획이 가장 집중되어 있는지 정성적으로 확인합니다. 96웰 플레이트의 한 줄에서 60 μL 1x Bradford 시약을 피펫으로 만듭니다. 분획이 수집되면 웰당 각 분획 20μL를 혼합합니다. 더 진한 파란색은 더 집중된 분획을 나타냅니다.
    5. 50mL 튜브에서 컬럼을 통해 남아 있는 용리 버퍼를 부드럽게 피펫팅하여 남은 단백질을 수집하여 컬럼 플로우스루의 레진에 결합된 남아 있는 미오신 물질을 방출합니다. 이 플로우 스루는 다음 단계에서 집중됩니다. 그런 다음 수지를 재사용을 위해 재생하고 제조업체의 지침에 따라 보관
      6. 해야 합니다.
    6. 가장 농축된 3개의 분획을 풀링하고 100,000MWCO 농축 튜브를 사용하여 나머지 1mL 분획과 50mL 튜브에 플로우스루를 추가로 농축합니다. 풀링된 샘플을 농축 튜브에 로드하고 750 x g에서 4°C에서 15분 동안 원심분리하고 모든 용리된 단백질이 약 0.5-1mL의 최종 부피로 농축될 때까지 반복합니다.
      메모: 이 공극 크기는 분자량 컷오프의 몇 배에 달하는 질량을 가진 미오신 분자의 보유를 허용합니다. 경쇄는 최종 제품에 대해 SDS-PAGE 겔 전기영동을 수행하여 확인된 바와 같이 이 집중 과정 동안 모터 영역에 단단히 결합된 상태로 유지됩니다.
  4. 투석 및 급속 냉동
    1. 표 1에 설명된 대로 2L의 투석 버퍼를 만듭니다. 투석 백 또는 챔버에 검체를 넣고 차가운 방에서 밤새 투석합니다.
      메모: M5a-HMM의 경우, 야간 투석 후 단백질은 후속 분석에 사용할 수 있을 만큼 충분히 순수해집니다. 필요한 경우 겔 여과 또는 이온 교환 크로마토그래피와 같은 추가 정제 단계를 수행할 수 있습니다.
  5. 투석 후 미오신 회복
    1. M5a-HMM의 경우, 원치 않는 응집체가 존재하는 경우 투석 챔버와 4°C에서 49,000 x g에서 15분 동안 원심분리하여 전체 샘플을 조심스럽게 수집합니다. 상층액을 예로 들어 보겠습니다.
  6. 농도 측정 및 급속 동결
    1. 제품의 농도를 확인하려면 파장 260, 280, 290 및 320nm에서 분광 광도계를 사용하여 흡광도를 측정하십시오. 방정식 1을 사용하여 농도를 mg/mL(cmg/mL) 단위로 계산하며, 여기서 A280은 280nm에서의 흡수를 나타내고 A320은 320nm에서의 흡수를 나타냅니다. 결과 농도(mg/mL)는 방정식 2를 사용하여 μM의 미오신 분자로 변환할 수 있으며, 여기서 M은 전체 단백질(중쇄, 경쇄, 형광단 및 모든 태그 포함)의 분자량입니다.
      cmg / mL = (A280 - A320) / ε (1)
      μM 분자 = 1000cmg/mL/M (2)
      메모: 희석이 필요한 경우 높은 이온 강도의 완충액에서 수행해야 합니다. 흡광 계수(ε)는 단백질의 아미노산 염기서열을 ExPASy와 같은 프로그램으로 가져와서 결정할 수 있습니다. M5a-HMM의 일반적인 수율은 약 0.5-1mL의 1-5mg/mL 단백질입니다. 이 논문에 사용된 M5a-HMM의 흡광 계수는 0.671이었습니다.
    2. 정제된 미오신 성분을 두 가지 방법 중 하나로 보관합니다. 10-20 μL 사이의 중합 연쇄 반응 튜브와 같은 얇은 벽의 튜브에 부분 표본을 넣고 튜브를 급속 동결을 위해 액체 질소 용기에 떨어뜨립니다. 또는 20-25 μL 사이의 미오신 혼합물을 액체 질소에 직접 피펫팅하고 얼어붙은 단백질 비드를 멸균 극저온 튜브에 보관합니다. 두 경우 모두 생성된 튜브는 나중에 사용할 수 있도록 -80°C 또는 액체 질소에 보관할 수 있습니다.
      메모: 아래에 설명된 운동성 분석은 매우 적은 양의 단백질을 필요로 하기 때문에 설명된 대로 작은 부분 표본에 보관하는 것이 경제적입니다.

2. 단일분자 TIRF 분석

  1. 커버슬립 준비
    1. 원재료 분말을 메톡시-페그-실란(mPEG) 10mg 분취량(1.5mL 튜브 내)과 비오틴-페그-실란(bPEG) 분취액 10mg으로 나눕니다. -20 °C에서 밀봉되고 습기가 없는 용기에 보관하고 6개월 이내에 사용하십시오.
    2. No. 1.5H(고정밀) 두께의 22mm 정사각형 커버슬립 8개를 랙에 넣고 2-5mL의 200프루프 에탄올과 2-5mL의 증류수로 세척합니다. 물로 끝내는 이 세척 단계를 반복합니다. 그런 다음 에어 라인 또는 N2를 사용하여 커버슬립을 완전히 건조시키고 아르곤으로 3분 동안 플라즈마 세척합니다.
    3. 조직 배양 접시(90 x 100mm)의 여과지(20mm)에 깨끗한 커버슬립을 놓고 다음 단계를 수행하면서 70°C 오븐에서 배양합니다.
      알림: 플라즈마 세척은 다른 화학적 세척 방법으로 대체할 수 있습니다.
    4. dH2O로 80% 에탄올 용액을 준비하고 HCl을 사용하여 pH를 2.0으로 조정합니다. 이 용액 10mg을 mPEG 분취액에 1mL, bPEG 분취액 10mg에 1mL를 추가합니다. 소용돌이가 용해되며 30초 이상 걸리지 않아야 합니다.
    5. bPEG 용액 100μL를 취하고 80% 에탄올(pH 2.0) 900μL를 추가합니다. 이 용액은 1mg/mL bPEG입니다. 그런 다음 다음과 같이 두 PEG의 용액을 만들고 완전히 혼합합니다.
      1. 200μL의 10mg/mL mPEG(최종 농도: 2mg/mL).
      2. 1mg/mL bPEG 10μL(최종 농도: 10μg/mL).
      3. 790 μL의 80% 에탄올(pH 2.0) 용액.
    6. 오븐에서 커버슬립을 꺼냅니다. PEG 용액 100μL를 각 커버슬립의 중앙에 조심스럽게 분배하여 상단 표면만 젖도록 합니다. 그런 다음 슬립을 다시 오븐에 넣고 20-30분 동안 배양합니다.
    7. 커버 슬립이 구멍 모양을 띠기 시작하고 표면 전체에 작은 원이 눈에 띄기 시작하면 오븐에서 제거하십시오.
    8. 각 커버슬립을 100% 에탄올로 세척하고 에어 라인으로 건조시킨 다음 오븐에 다시 넣습니다. 2단계에서 챔버를 만드는 데 필요한 시간 동안만 배양합니다.
  2. 챔버 준비
    1. 챔버를 만드는 데 사용하기 위해 현미경 슬라이드를 청소합니다. 약 2cm 길이의 양면 테이프 두 개를 자릅니다.
    2. 현미경 슬라이드의 긴 가장자리 중앙을 따라 한 조각을 놓습니다. 테이프의 가장자리가 슬라이드의 가장자리와 정렬되는지 확인합니다. 두 번째 테이프 조각이 평행하고 정렬되도록 두 번째 테이프 조각을 첫 번째 테이프 조각 아래에 약 2mm 아래에 놓습니다.
    3. 오븐에서 기능화된 커버슬립 중 하나를 가져옵니다(2.1에서 생성). 그림 1과 같이 PEG로 코팅된 면이 아래를 향하고 테이프에 직접 닿도록 커버 슬립을 테이프에 조심스럽게 붙입니다. 피펫 팁을 사용하여 슬라이드 테이프 인터페이스를 부드럽게 눌러 커버슬립이 슬라이드에 제대로 부착되었는지 확인합니다.
    4. 면도날로 슬라이드에 걸려 있는 여분의 테이프를 자릅니다. 이 챔버는 즉시 사용하거나 50mL 튜브에 쌍으로 배치하고 나중에 사용할 수 있도록 -80°C 냉동고에 보관할 수 있습니다. 즉시 보관하는 것이 중요하며 그렇지 않으면 표면이 저하됩니다.
  3. 미오신 5a TIRF 현미경 검사 분석 수행
    1. 표 2에 설명된 myosin 5a inverted motility assay를 위한 용액을 준비하고 얼음 위에 보관합니다.
    2. 10μL의 50mM MB와 1mM DTT로 챔버를 세척합니다.
    3. 1mM DTT를 사용하여 50mM MB에서 1mg/mL BSA의 10μL를 유동합니다. 이 세척을 두 번 더 반복하고 세 번째 세척 후 1분 동안 기다립니다. 티슈 페이퍼 또는 여과지의 모서리를 사용하여 채널을 통해 용액을 심지화합니다.
    4. 10 μL의 50 mM MB와 1 mM DTT로 세척합니다. 이 세척을 두 번 더 반복합니다.
    5. 1mM DTT로 50mM MB의 NeutrAvidin 용액 10μL를 주입하고 1분 동안 기다립니다.
    6. 10 μL의 50 mM MB와 1 mM DTT로 세척합니다. 이 세척을 두 번 더 반복합니다.
    7. 50mM MB에 1mM DTT를 함유한 10μL의 비오틴화된 로다민 액틴(bRh-Actin)을 넣고 1분 동안 기다립니다. 이 단계에서는 구멍이 큰 피펫 팁을 사용하고 위아래로 피펫팅을 피펫팅하지 않도록 하여 긴 액틴 필라멘트를 표면(20-30μm 이상)에 부착할 수 있도록 합니다. 효과적인 대안은 표준 피펫 팁의 원뿔을 절단하는 것입니다(≈1-1.5mm의 개구부).
    8. 10 μL의 50 mM MB와 1 mM DTT로 세척합니다. 이 세척을 두 번 더 반복합니다.
    9. 10nM 미오신 5a가 첨가된 30μL의 최종 버퍼를 주입한 다음 즉시 TIRF 현미경에 로드하고 TIRF 이미징 양식에 대한 최적의 초점을 찾은 후 기록합니다. 100-200ms의 노출 시간은 액틴 및 GFP 표지된 미오신 (myosin)에 대해 1.4mW 레이저 출력에서 적절합니다. 속도 분석을 위한 적절한 획득 시간은 3분입니다.

표 1: 단백질 정제에 사용되는 완충액.

버퍼 이름구성사용된 단계코멘트
M5a 추출 버퍼0.3 M 염화나트륨1.1얼음 위에 두십시오.
15mM 걸레, pH 7.2
재질 보기 15 mM MgCl2
1.5mM 에그타
4.5 mM NaN3
버퍼 A0.5 M 나클2.2얼음 위에 두십시오.
10mM 걸레, pH 7.2
0.1 mM 에그타
3 mM NaN3
1mM ATP
1mM DTT
5 mM 마그네슘2
버퍼 B0.5 M 나클2.3얼음 위에 두십시오.
10mM 걸레, pH 7.2
0.1 mM 에그타
3 mM NaN3
1mM DTT
용리 버퍼0.5 M 나클3.1얼음 위에 두십시오.
0.5 mg/mL 플래그 펩타이드
10mM 걸레, pH 7.2
0.1 mM 에그타
3 mM NaN3
산도 7.2
M5a 투석 버퍼500 mM KCl 4.1차가운 dH2O를 사용하여 볼륨을 높입니다.
재질 보기 10 mM MgCl2
10mM 걸레, pH 7.2
0.1 mM 에그타
1mM DTT

표 2: TIRF 분석에 사용된 버퍼.

.
버퍼 이름구성 사용된 단계 코멘트
4X 운동성 버퍼(4X MB)80mM 걸레, pH 7.2진공 필터 및 4°C에 보관
재질 보기 20 mM MgCl2
0.4mM 에그타
산도 7.4
50mM 염 운동성 버퍼(50mM MB)25% V/V 4X MB진공 필터 및 4°C에 보관
50 mM KCl
dH2O로 볼륨을 높이십시오
150mM 염 운동성 버퍼(150mM MB)진공 필터 및 4°C에 보관
미오신"Final Buffer" 레시피 참조얼음 위에 보관하십시오.
2 mg/mL 중성자 아비딘2 mg/mL 뉴트르아비딘3.5얼음 위에 두십시오.
1mM DTT
50mM MB로 희석
1 mg/mL 소 혈청 알부민(BSA)1 mg/mL BSA3.3얼음 위에 두십시오.
1mM DTT
50mM MB로 희석
200 nM 로다민-팔로이딘 비오틴화 F-액틴(bRh-Actin)200nM 로다민-팔로이딘 비오틴화 F-액틴3.7위아래로 와류나 파이펫팅을 하지 않음으로써 전단을 피하십시오. 섞으려면 부드럽게 뒤집습니다.
1mM DTT
50mM MB로 희석
MB(DTT 포함)50 mM DTT3.2, 3.4, 3.6, 3.8얼음 위에 두십시오.
50mM MB로 희석
최종 버퍼50 mM KCl3.9실험을 수행하기 직전에 포도당, 포도당 산화효소 및 카탈라아제를 첨가합니다. 얼음 위에 보관하십시오.
20mM 걸레, pH 7.2
5 mM 마그네슘2
0.1 mM 에그타
1mM ATP
50 mM DTT
1μM 칼모듈린
2.5mg/mL 포도당
100 μg/mL 포도당 산화효소
40 μg/mL 카탈라아제
10 nM 미오신

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

figure-results-1
그림 1: 기능화된 플로우 셀 챔버의 준비.(A) 청소된 현미경 슬라이드, 약 2cm로 자른 양면 테이프 2개, 기능적인 커버 슬립으로 시작합니다. (B) 현미경 슬라이드의 중앙에 테이프를 추가합니다. (C) 코팅이 아래를 향하도록 커버슬립을 테이프에 부착하고 플라스틱 피펫 팁을 사용하여 테이프와 겹치는 부분을 부드럽게 눌러 커버슬립이 챔버에 부착되었는지 확인합니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

선언된 이해 상충이 없습니다.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
2 M MgCl2 용액폭스바겐10128-298
5M NaCl 용액KD메디컬RGE-3270
아세트산써모피셔 사이언티픽984303
Anti-FLAG M2 어피니티 젤밀리포어 시그마A2220https://www.sigmaaldrich.com/content/dam/sigma-aldrich/docs/Sigma/Bulletin/a2220bul.pdf
ATP밀리포어 시그마A7699
비오틴화 G-액틴세포골격, Inc.AB07
소 세럼 알부민밀리포어 시그마5470
bPEG-실란레이산바이오(주)비오틴-PEG-SIL-3400-1g
Bradford 시약 농축액바이오 라드5000006
칼모듈린PMID: 2985564
카탈라아제밀리포어 시그마C40
SF-900 II SFM의 세포주(Sf9)써모피셔 사이언티픽11496015http://tools.thermofisher.com/content/sfs/manuals/bevtest.pdf https://tools.thermofisher.com/content/sfs/manuals/bactobac_man.pdf
원형 여과지 - 반전 분석밀리포어 시그마WHA1001090
완전한 EDTA-Free 프로테아제 억제제 정제밀리포어 시그마5056489001이것은 4 °C에서 보관해야 합니다. 정제는 직접 사용하거나 1 정제를 2mL의 증류수에 용해시켜 25x 스톡 용액으로 재구성할 수 있습니다. 생성된 용액은 4°C에서 1-2주 동안 보관하거나 -20°C에서 최소 12주 동안 보관할 수 있습니다.
농축 튜브(100,000MWCO)EMD 밀리포어 코퍼레이션UFC910024MWCO가 정제되는 단백질의 총 분자량보다 작은 한 튜브의 MWCO가 반드시 "모든 사람에게 맞는 단일 크기"는 아닙니다. M5a는 30,000MWCO 튜브로 농축되었습니다.
쿠마시 브릴리언트 블루 R-250 염료써모피셔 사이언티픽20278
커버슬립 랙밀리포어 시그마Z688568-1개
커버슬립: 반전된 운동성 분석아제르 사이언티픽ES0107052
투석 튜브(3500 Dalton MCWO)피셔 사이언티픽08-670-5ᄀ투석관의 직경은 다양할 수 있지만 MWCO는 동일해야 합니다. 튜브는 4 °C에서 20 % 알코올 용액에 보관할 수 있습니다.
DL-디티오트레이톨밀리포어 시그마D0632
양면 테이프오피스 디포909955
DYKDDDDK 펩타이드진스크립트RP10586이는 0.1M NaCl, 0.1mM EGTA, 3mM NaN3 및 10mM MOPS(pH 7.2)를 포함하는 완충액에 최종 농도 50mg/mL까지 용해될 수 있습니다. 이는 -20°C에서 300μL 분취액으로 저장할 수 있습니다.
에그타밀리포어 시그마E4378
용리 컬럼바이오 라드761-1550이것들은 재사용할 수 있습니다. 청소하려면 2-3 컬럼 부피의 PBS와 증류수로 컬럼을 헹굽니다. 사용하기 전에 컬럼을 4°C로 냉각하십시오.
에탄올피셔 사이언티픽A4094 (영어
포도당밀리포어 시그마G8270
포도당 산화효소밀리포어 시그마G2133 (영어
글리신 완충 용액, 100 mM, pH 2-2.5, 1 L산타 크루즈 생명 공학사우스캐롤라이나-295018
염산(HCl)밀리포어 시그마320331
케이클피셔 사이언티픽P217-500
대형 오리피스 피펫 팁피셔 사이언티픽02-707-134
루펩틴 프로테아제 억제제써모피셔 사이언티픽78435
Mark12 얼룩지지 않은 표준 사다리써모피셔 사이언티픽LC5677
메탄올밀리포어 시그마MX0482
현미경 슬라이드피셔 사이언티픽제12-553-10
걸레피셔 사이언티픽BP308-100
mPEG-실란레이산바이오(주)MPEG-SIL-2000-1G
NaN3밀리포어 시그마S8032 (영어
뉴트르아비딘써모피셔 사이언티픽31050
NuPAGE 4 - 12% Bis-Tris 미니 단백질 젤, 15웰써모피셔 사이언티픽NP0323PK2
NuPAGE LDS 샘플 버퍼(4X)써모피셔 사이언티픽NP0007
인산염 완충 식염수, pH 7.4써모피셔 사이언티픽10010023
증권 시세밀리포어 시그마78830PMSF는 이소프로판올에서 0.1M 원액으로 만들고 4°C에서 보관할 수 있습니다. 이소프로판올을 첨가하면 결정 침전이 발생하며, 이는 실온에서 교반하여 용해될 수 있습니다. 사용 직전에 PMSF를 빠르게 교반하는 용액에 최종 농도 0.1mM까지 적가할 수 있습니다.
면도날오피스 디포397492
로다민-팔로이딘써모피셔 사이언티픽R415스톡은 100% 메탄올에서 최종 농도 200μM까지 희석할 수 있습니다.
SF9 미디어써모피셔 사이언티픽제12658-027이것은 4°C에서 보관해야 합니다. 유통 기한은 제조일로부터 18개월입니다.
조직 배양 접시 - 반전 분석코 닝353003각 조직 배양 접시에는 약 4개의 커버슬립을 담을 수 있습니다.
매끄러운 면의 200 μL 피펫 팁토마스 사이언티픽1158U38
설비
원심 분리기써모피셔 사이언티픽75006590
현미경니콘모델: 100x TIRF 대물렌즈를 가진 H-TIRF 시스템을 사용한 Eclipse Ti (N.A. 1.49)
현미경 카메라안도르모델: iXon DU888 EMCCD 카메라(1024 x 1024 센서 형식)
현미경 환경 통제 상자도카이 히트맞춤형 써모박스
현미경 레이저 장치니콘405nm, 488nm, 561nm 및 640nm용 솔리드 스테이트 레이저가 있는 LU-n4 4개의 레이저 장치
미드 벤치 원심분리기써모피셔 사이언티픽모델: CR3i
Misonix 초음파 처리기미소닉스XL2020
Optima Max-XP 탁상용 초원심분리기벡크만 쿨터393315
플라즈마 클리너Diener electronic GmbH + Co. KG시스템 유형: Zepto
초음파 발생기 프로브(3.2mm)큐소니카4418
표준 인큐베이터바인더모델: 56
Waverly 튜브 믹서웨이벌리TR6E
년 시리즈 시리즈 의 시리즈 년 년 ) ) (영문) 호 ) 표시기 호 시리즈 시리즈 년

태그

PEGTIRF5AATP
Inverted Motility Assay: An In Vitro technique to visualize myosin movement on immobilized actin filaments(반전 운동성 분석: 고정된 액틴 필라멘트에서 미오신 이동을 시각화하는 In vitro 기술)
문의하기
사서에게 추천하기

개인정보

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.