체외 배양 시스템은 척추 근육 생성에 대한 우리의 이해에 필수적인 입증했다. 그러나, 많은, 특히 기초 분류군, nonmammalian 골격 근육 발달과 성장에 대해 배웠 겠죠. 이 조직, 근육 조직 전구 세포 (MPC를)의 성체 줄기 세포를 분리하고, 차 문화 속에서 자신의 자기 갱신, 증식 및 분화를 유지하기위한 효율적이고 강력한 프로토콜에 걸쳐 보존 및 분기 규제 메커니즘의 식별 가능 척추 동물의 계통.
이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.
이 논문에서
요약
초록
때문에 생체 내에서 근육 조직 프로그램을 공부와 관련된 고유의 어려움과 시간, 골격 근육의 주민 성체 줄기 세포에서 파생 된 주 문화 시스템은 근육 조직 전구 세포 (MPC를)은 포유 동물의 골격 근육 발달에 대한 우리의 이해에 필수적인 입증했다 성장. 특히 척추 동물의 기초 분류군 사이에서, 그러나, 데이터는 자기 갱신, 확산 및 MPC와의 분화를 조절하는 분자 메커니즘을 설명하는 제한됩니다. 특히 관심을 부속 기관 손실 (즉, urodele 양서류) 다음과 같은 상당한 치하의 골격 근섬유 세포의 증식 (즉, 경골 어류) 및 완전 재생을 받아야하는 기초 척추 동물의 능력을 기초 잠재적 인 메커니즘이다. 또한, 배양 된 근육 아세포의 사용은 재생 및 근육 조직 프로그램 재현부와 그들 사이의 차이의 이해를 도울 수있다. 에이 말은, 우리는 세부 사항에 강력하고 효율적인 프로토콜을 설명 (및 유사 안에) 더 많은 시작, 근육 조직 프로그램의 진화를 이해하기위한 플랫폼으로 세포 배양에서, MPC는 그들의 자손, 근원 세포와 미성숙 myotubes을 분리하고 유지 기초 척추 동물. 제브라 피쉬 (다니오 rerio)의 모델 생물의 상태를 대문자로, 우리는 잉어 clade의 Danioninae의 작은 물고기에이 프로토콜의 응용 프로그램에보고합니다. 탠덤,이 프로토콜은 멕시코 Axolotl의 (Ambystomamexicanum)에서도 실험실 설치류에서 MPC를 분리하여 넓은 비교 방법을 실현하는데 사용된다. 이 프로토콜은 현재 널리 무지개 송어, 연어, 도미 1-4 등 여러 물고기 종에 근육 생성을 연구하는 데 사용됩니다.
서론
포유 동물의 근육 생성의 상당한 이해 C2C12 5, 모두 기본 마우스 (뮤스 musculus)의 근 모세포 문화와 잘 설명 마우스 유래 세포주에이 과정의 반복 설을 통해 얻을 수있다. 1950 년대 6 년부터이 문화가 다른 척추 동물의 확장, 근육 생성에 의해, murinemyogenic 프로그램의 이해에 많은 발전을 주도하고있다. 또한, 하나의 세포 근섬유 이식편 기술은 위성 세포와 주변 근섬유 7-9 사이의 상호 작용에 대한 이해를 증가하고있다. 세포 배양은 근육 생성의 조사에 특히 인해 짧은 시간에 전구체로부터 분화 된 세포 10, RNAi를위한 형질의 상대적 용이성 11 ~ 14, 15, 16 및 과발현 형질 전환 연구 14,17,18, 체외에서 생체 이식 18 ~ 20 다음에 확장, 심지어 샘플분류군 (21, 22)에서, 근원 전구 세포와 그 통제 요원의 Arison는. 때문에 문화 시스템의 인공 환경에 차이가 5,23을 설명 하였지만, 이러한 생체 시스템은 다핵의 형성을 지배하는 복잡한 프로그램을 우리의 해부에 필수적인적일 수있다, 말기 차별화 된 myofibersfrom는 myosatellite로 알려진 증식 전구 세포를 mononucleated 포유 동물 사이 세포 (중간 엽 줄기 세포).
클래스 포유의 이상으로, 그러나, 근육 생성을 제어하는 메커니즘의 보존 및 / 또는 분기 저조한 인해 크게 다양한 생물 군에서 근육 조직 전구 세포 (MPC를) 및 근육 아세포를 배양의 어려움으로 이해된다. 사실, 기본 근원 세포 배양은 3 새 24 ~ 26, 하나의 파충류 (27), 몇 양서류 28-30, 일부 물고기 1,3,4,31-33에 설명되어있다. 했습니다에서 연속 근육 조직 세포 라인설치류 34-36 이외의 rtebrates 일본 메추라기 (Cortunix 자포니카)에서 파생되는 유일한 비 포유 동물의 근육 조직 세포 라인, QM7 37 더욱 드물다. 불멸화에서 많은 시도에도 불구하고, 경골, 근원 세포 라인은 애매 남아 이러한 세포의 효율적인 형질 전환을위한 프로토콜은 올해 15 출판되었다. 따라서, 척추 동물의 다양한 기본하여 MPC와 근육 아세포를 배양하기위한 명확하고 잘 최적화 된 프로토콜은 매우 더 근육 조직 프로그램의 진화에 대한 우리의 지식을 확장 할뿐만 아니라에서 돌파구를 만들기 위해 비교 생리학의 힘을 사용하는 데 필요한 인간 골격근 질환 및 장애의 치료.
문학은 MPC / 근원 세포 분리 38-49의 많은 보고서가 포함되어 있지만, 그것은 저자는 간단한 종종 불완전, 형식 등의 절연 부에 대한 프로토콜을 설명하는 일반적입니다. 또한, 대부분의 교훈 프로토콜 REPOrted 쥐 50-53를 위해 개발되었으며, 이들 중 일부는 이러한 프로토콜을 사용할 수 없게하거나 근육의 생물 학자에 의해 이용 허무 가장 깊은 비 설치류하고, 항체의 선택 (54, 55) 또는 형광 형질 전환 유전자 56, 57에 의존하고 있습니다. 시청각지도와 함께와 관계가 먼 종에서 입증 효율성을 설명 셨나요, 양서류 및 파충류 근육 생성, 상세하고 철저한 프로토콜에 대해 거의 알려진으로, 현장에 가장 도움이 될 것입니다.
1989 58 파월과 동료에 의해 설명, 다음과 같은 프로토콜은 처음에 (즉, 무지개 송어, mykiss 앙 코링, 대서양 연어, 살모 살라) 연어과 물고기와 몇 가지 큰 cyprinids (즉, 금붕어, Carassiusauratusauratus)에서 MPC를하고 근육 아세포를 분리하기 위해 개발되었다 . 2000 년 Fauconneau 및 Paboeuf 무지개 송어 (59)에 대한 기본 근원 세포 배양을 최적화하고, minoroptimizations 엄마Danioninae의 clade의 (제브라 피쉬, 다니오의 rerio, 거대한 다니오, Devario aequipinnatus)으로 인해 제브라 피쉬의 작업에 사용할 수있는 다양한 유전 적 도구 (32)와, 따라서 그것의 가까운 친척의 여러 개의 작은 미노의 utilizable 해당 프로토콜 데. 경골 어류로 인해 (적어도 대부분의 종에서) 자신의 분기 성장 전략 연구를위한 매력적인 생물이다. 큰 연어류, 대부분의 물고기처럼, 심지어 나이 60 ~ 62 년 만기에 점근선으로 자유롭게 성장 잠재력 indeterminately 성장. 제브라 피쉬는 달리, 같은 거대한 다니오 (63)와 경골 어류의 일반적인 moustached 다니오 디스플레이 성장 잠재력, 자신의 직접 병렬 MPC 세포 운명의 선택이 비대 대 골격 근육 세포의 증식에 중요한 역할을 담당하고 있는지 이해를위한 이상적인 플랫폼으로 큰 danionins.
마찬가지로, 우리는 상대적으로 높은 세포 수율과 viab으로,이 프로토콜은 마우스와 axolotls와 함께 사용할 수 있다는 것을 증명하고있다ility 지수. 이러한 멕시코 Axolotl의 (Ambystomamexicanum) 등 Urodele 도롱뇽은 전체 사지와 꼬리 64-66 등의 조직을 재생하는 놀라운 능력을 가지고있다. 이 특성은 골격 근육 낭비하고 노화의 이러한 양서류 흥미로운 모델을 만든다. 이러한 연구에도 넓은 비교 컨텍스트를 제공 많은 어종에서 수행 한 바와 같이 아래에 설명 된 프로토콜을 사용하여, 유사한 방식이 수행 될 수있다. 많은 진정으로 비교 생물학 데이터 (여기에서, 전체 척추 동물의 혈통) 넓은 스펙트럼 내에서 분석 할 때 기초 생물학 및 번역 상 생물 의학에서 가장 의미있는 발전 할 수있다, 감사합니다.
액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.
프로토콜
윤리 문 : 여기에 설명 척추 동물을 포함한 모든 실험은 버밍햄에 위치한 앨라배마 대학의 기관 동물 케어 및 사용위원회의 사전 승인 및 실험 동물 복지, 미국 국립 보건 연구소의 사무실에 의해 설립 된 가이드 라인과 일치했다 보건 복지부.
문화 1. 준비
- (2 L 당 26.96 g 13.48 g / L) 9 mM의 탄산 수소 나트륨 (2 L 당 1.51 g), DMEM에서 20 mM의 HEPES (2 L 당 9.53 g)을 다음과 같이 기본 매체를 준비합니다.
- 산도를 결정하고 염산 또는 수산화 나트륨과 7.40로 조정합니다.
- 삼투압을 결정하고 (필요한 경우) NaCl로 ~ 300 mOsm로 조정합니다.
- 필터는 최대 2 ~ 3 개월 빛으로부터 보호 4 ° C에서 (2) 1 L의 진공 살균 시스템과 저장소를 사용하여 소독.
참고 : 전체 시약 표 1과 표 2를 참조, 도구, consum의당했을 및 장비 정보를 제공합니다.
- 초순수 멸균 물 50 ㎖에 γ-조사 폴리-L-라이신의 5 밀리그램 (> 30 MW)를 용해하여 폴리-L-라이신 처리 접시를 준비합니다. 리신 중합체의 완전한 용해를 보장하는, 실온에서 10 분 동안 반전에 의해 부드럽게 혼합한다.
- 판형 (표 3)에있어서, 각 웰에 폴리-L-라이신 용액의 필요량을 피펫. 플레이트는 5 분 동안 층류 후드에 서 할 수 있습니다.
- 다음으로, 폴리-L-라이신 솔루션을 제거하고 멸균 물로 2 회 세척한다. 20 분 동안 층류 후드의 건조 공기 판을 허용합니다.
- 라미닌의 1 MG (Engelbreth-홀름 - 떼 원점)를 얻어 20 μg / ML의 최종 농도에 기초 배지 50 ㎖에 용해. / cm 2 μg에 폴리-L-라이신 처리 된 세포 배양 접시에 라미닌 솔루션을 적용합니다. (다른 접시 크기의 표 3 참조)
- 부드럽게 쿵푸을 보장하기 위해 솔루션을 소용돌이적용 잘거야. 24 시간 동안 실험실 테이프와 인큐베이터에있는 장소 플레이트를 밀봉. 인큐베이터는 사용되는 종에 적합한 온도 (표 7 참조)로 설정되어야하고, 추가 가스 배양기에 첨가 할 필요가 없다.
참고 : 라미닌이 세포를 파종하기 전에 24 시간 동안 플레이트에 부착 할 수 있어야합니다. 이렇게하는 실패는 세포 부착에별로 발생합니다. - 표 4에 설명 된대로 미디어를 준비합니다. 완료 미디어는 최고의 사용의 하루를 준비한다.
- 조직 분리를위한 준비에서 다음 항목과 오토 클레이브 조립 : 300 ~ 500 ㎖의 비이커 (들); 유리 페트리 접시; 메스 핸들; 집게 (미세하고 거친); 해부 가위; 물 방수제 오토 클레이브 종이를 여러 장.
참고 : 해부 과정을 지원 각 사람의 경우, (2) 메스 핸들, (1) 집게 (유형은 개인의 취향에 따라), (1) 해부 가위, 물 방수제 오토 클레이브 용지 (5 ~ 10) 시트는충분. - 상기 멸균 항목 이외에, 70 % 에탄올, 중량 밸런스, 멸균 50 ㎖ 원추형 튜브 (번호 배양 크기에 의존한다), 그리고 얼음을 조립한다.
2. 조직의 해부
- 시작하기 전에, 물고기의 충분한 재고를 사용할 수 있는지 확인합니다.
참고 : 사용하는 물고기의 나이는 매우 중요합니다. 두 개의 서로 다른 종의 물고기가 비슷한 무게의 수 있지만, 한 종의 어린 물고기는 다른 종의 이전 물고기보다 더 MPC를 소유합니다. 일반적인 규칙, 연어류 작업, 특히 어린 물고기로, 최고입니다. 나이 4~6개월 이하 (최대 15 g)을 연어류 최적 동안 danionins를 들어 일년만큼이나 오래된 생선, 최적 이용 될 수있다. - 멸균 50 ML 원뿔 관에 격리 매체의 나누어지는 25 ML을 해부하는 조직의 각 5g하십시오.
- 기록 질량 및 숫자 튜브 (들)의 무게. 얼음에 튜브를 놓습니다.
- 2 ~ 3 물고기를 안락사> 300 ㎎ / L 중탄산 나트륨 - 완충 tricaine 메탄에 침수시. > 5 분 동안 정지 한 다음 30 초 동안 (멸균 비이커에 포함) 70 % 에탄올에서 물고기를 물속에 가라 앉히다하는 아가미 운동을 할 수 있습니다.
- 70 % 에탄올에서 물고기를 제거하고 물 방수제 오토 클레이브 용지에 배치합니다. 직접 너덜 거림 뒤에, 표면, 얕은 절개를 만들기 위해 메스를 사용합니다. 상기 절개의 피부를 잡고 비늘과 피부를 제거하고 물고기의 꼬리쪽으로 잡아 당깁니다.
- 피부를 제거 후, epaxial, 양쪽에서 물고기의 빠른 당분 '화이트'근육 (옆 선 근처에있는 느린 산화 '빨간색'근육을 방지) 및 절연 매체에 자리를 절제. 기관에 의해 요구되는 어류의 나머지를 버린다.
참고 : epaxial m에서 격리는 빨간색 근육에서 발생하는 문화 MPC를 전적으로 가능하지만, 경골하여 MPC를 사용하여 거의 모든 출판물 활용했다 세포yotome. - 근육의 충분한 양을 얻을 때까지 반복 2.4-2.6 단계를 반복합니다. 해부 동안 풀링 된 근육 조직은 세포 생존을 유지하기 위해 얼음에 남아 있는지 확인합니다.
3. 기계 해리
- 유리 페트리 접시에 근육 조직 25 ㎖ / 5 g을 하나의 튜브를 붓는다. 두 메스를 사용하여 첨부와 # 10 메스 블레이드, 슬러리 또는 퓨레 일관성을 말하다 조직으로 처리합니다. 서로 과거 메스 블레이드를 당기는 "전후"운동이 가장 적합합니다.
주 : 조직 균질 적절한 보이지만 폐지되지 않은 경우, 생존 세포의 수를 극적으로 감소 될 것이다. - 25 ㎖ 혈청 피펫 혈청학 피펫을 사용하여, 슬러리 화 조직을 제거하고 원래의 원뿔형 튜브에 교체한다.
- 모든 튜브의 모든 조직이 기계적으로 해리 될 때까지 반복 3.1-3.2 단계를 반복합니다.
- 300 XG에서 5 분, 10 ℃에서 원심 분리 조직
- FOLL원심 분리 때문에, 25 ㎖의 혈청 피펫, 진공 흡입기, 또는주의 디캔팅로와 미디어 상층 액 25 ㎖를 폐기합니다.
- 각 튜브에 resuspend 조직에 세척 매체의 25 ML을 추가, 상기와 같이 recentrifuge.
- 상층 액을 각 시간을 제거, 세척 매체로 두 번 씻으십시오.
4. 효소 해리
- 3.4 단계 동안 (0.11 g/0.22 ML 또는 충분한 양의) 유형 IV 콜라게나 제의 0.22 g의 기본 매체의 44 ML을 결합하여 콜라겐 분해 효소 용액을 제조.
- 4 ℃에서 10 ~ 15 분 비커에 저어 필터는 50 ML의 주사기와 0.45 μm의 주사기 필터로 살균.
참고 : 하나 이상의 주사기 필터는 콜라게나 준비에 따라 필요할 수 있습니다. 워딩 턴 생물 이외의 공급 업체로부터 얻은 콜라게나 여과하는 동안 더 어려움을 포즈. 콜라는 endomysium을 구성하는 콜라겐 펩타이드 결합을 해리하는 데 사용됩니다. 이소화는 근섬유의 보호 장벽을 제거합니다. - 근조직의 각 g를 들어, 0.2 % 콜라게나 제 용액에서 조직을 재현 탁. 근육 조직의 5g를 들어, 콜라게나 제 용액 10 ㎖ 및 기본 매체의 15 ML을 추가합니다.
- 콜라게나 솔루션 /베이스 매체 (25 ㎖에 예를 들어, 250 μL)의 ML 당 PSF의 10 μl를 추가합니다. 이 소화 효소의 효율성에 영향을 미치기 때문에, 조직이 잘 중지되어 있는지 확인합니다.
- 부드러운 락을 18 ° C에서 60 분 콜라의 근육 조직을 품어. 이 세포 생존에 영향을 미칠 수 있지만, 기계적 해리 종의 정도에 따라, 콜라게나 제 소화가 90 분으로 연장 될 수있다.
- 12 ℃에서 5 분 동안 300 XG에 콜라게나 제 소화, 원심 분리기 원뿔 튜브에 따라 세척 매체의 25 ML에 뜨는에 resuspend 조직을 폐기하십시오.
- Recentrifuge 5 분 동안 300 X g에서 12시6, C. 세정 매체를 두 번 반복합니다.
- 세척 조직 두 번, 10 ㎖ 혈청 피펫 세척 매체 씹다 25 ㎖에 재현 탁의 근육 조직은 조직 / 매체 균질 상대적으로 쉽게 피펫 안팎으로 통과 할 때까지 한. 5-10 triturations은 일반적으로 충분하다.
- 5 ㎖ 혈청 피펫 다음 주사기에 부착 된 16 게이지 금속 캐 뉼러와 함께 반복합니다.
- 12 ℃에서 5 분 동안 300 XG에 원심 분리기 원뿔 튜브 뜨는을 가만히 따르다.
- 상기 5 분 동안 원심 분리, 기초 배지 5 ㎖로 트립신 0.25 g을 조합하여 트립신 분해 용액을 제조 하였다.
- 10-15분 및 필터 20 ML의 주사기와 0.45 μm의 주사기 필터로 살균을 위해 4 ° C에서 교반.
- 원뿔 튜브를 검색하고 모든 튜브에 근육 조직의 모든 1g에 트립신 용액 100 μL와 해리 매체의 4.9 ML를 추가합니다. EXA에 대한엠플, 트립신 용액 500 μL와 근육 조직 5 g의 분리 매체의 24.5 ML을 추가합니다.
NOTE : 트립신은 기저판 근육 조직에서 전구체 세포를 분리한다 세린 프로테아제이다. - 을 Resuspend 트립신 / 해리 조직 중간으로. 18 ℃에서 20 분 동안 품어
- 12 ℃에서 1 분 300 XG에 처음 트립신 배양, 원심 분리기 원뿔 튜브에 따라
- 분리 매질 중에서 볼륨 상등액 1 부피의 농도로 분리 매체와 상청액을 조합하여 트립신을 중화. 두 번째 트립신 소화하는 동안 4 ° C에 보관하십시오.
- 조직의 나머지 펠렛으로, 반복은 첫 번째 트립신 소화에서 뜨는 / 분리 매체와 단계 4.15 다음 상층 액을 결합, 4.12-4.15 단계를 반복합니다.
- 양자 택일 : 콜라게나 트립신 digestions 세포 수율을 극대화하기 위해 결합 될 수있다. <올>
- 이를 위해, 파쇄가 용이하게 통과 할 때까지 캐 뉼러 콜라게나 제는 20 ㎖ 주사기에 부착 된 금속 (길이 10와 16 게이지 가장 적합) 캐 뉼러를 사용하여 다이제스트 씹다.
- 균질로 (단계 4.10에서 제조) 트립신 용액 500 μl를 추가하고 20 분 동안 18 ° C에서 알을 품다.
- 12 ℃에서 1 분 동안 300 XG에서 배양, 원심 분리기 원뿔 튜브에 따라
- 분리 매질 중에서 볼륨 상등액 1 부피의 농도로 분리 매체와 상청액을 조합하여 트립신을 중화.
- 두 번째 트립신 소화하는 동안 4 ° C에 보관하십시오.
- 표준 프로토콜과 같은 단계 4.18을 진행합니다.
5. 계수, 희석, 및 세포의 파종
- 단계 4.25의 최종 원심 분리 후,주의 디캔팅 또는 혈청 피펫으로 뜨는을 제거합니다. 완전 배지 5 ㎖에 세포 펠렛을 재현 탁.
- 세포가 완전히 재현 탁으로, 20 μl를 제거; 1.5 밀리리터 microcentrifuge 관의 세포 현탁액 및 장소.
- 트리 판 블루 염색의 5 μl를 추가하고 5 분 기다립니다. 혈구를 사용하여 생존 세포의 수를 결정한다.
- 판정시에, 필요한 농도로 세포를 희석. 경골 MPC를 가장 잘 cm 2 당 150,000-200,000 세포에 씨앗을 품고있다. 여섯 잘 도금 전략, 1.5 × 10 6 세포를 희석 - ML 당 2.0 × 10 6 충분 증식과 분화를 지원합니다.
- 폴리-L-라이신 처리, 라미닌 코팅 플레이트와 씨앗 세포를 검색합니다. (판 별 희석 및 도금 볼륨에 대한 표 5 참조). 참고 : 표 6은 다양한 경골 종에서 고립 근육 조직의 그램 당 고립 된 세포의 평균 수를 나타낸다. 무지개 송어 (O.는 mykiss) 할 제브라 피쉬 (D. rerio)보다 근육 조직의 그램 당 더 적은 MPC를 전시함으로써 적절한 시드에서 격리하는 물고기를 더 필요합니다.
- 적절한 온도로 냉각 인큐베이터에있는 실험실 테이프와 장소 플레이트를 밀봉. (마우스 저장) 여기에 나열된 모든 종에서 MPC를 이산화탄소 (CO 2)의 보완없이 대기압 조건에서 배양 할 수있다. (표 7 참조).
- 양자 택일로 일부 연구소는 MPC를 40 분 동안 문화의 기층을 준수 할 수 있도록 요구 프로토콜을 채택했습니다.
- 그런 다음, 느슨하게 부착 및 비 부착 세포를 제거하는 세정 매체와 접시를 씻어. 경고 :이 단계는 문화의 기층에 다른 세포의 "비특이적"부착 (예를 들어, 섬유 아 세포)를 방지하는 것이 매우 중요합니다.
- 인큐베이터에서 전체 미디어 및 장소 세포를 추가하고 아래에 설명 된대로에 대한 관리.
액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.
결과
주야 후 파종, 근육 조직 전구 세포 (MPC를)는 (그림 1A와 1D 참조) 라미닌의 기질에 부착 볼 수 있어야합니다. 파종 후, 세포 (MPC를)이 세포 유형을 나타내는 스핀들 형상 (그림 1)를 채택하고 MyoD1 + (그림 2)이다. 다니오 종에서 MPC는이 앙 코링 및 살모 종 MPC를하는 것보다 작은 바이폴라 프로세스와보다 컴팩트 한 것으로 나타납니다. 그러나, 문화의 네 가지 일 이상은, 검사의 모든 셨나요 종에서 MPC를 비슷한 형태학을 채택하고 근육 아세포처럼 뚜렷하게 볼 (그림 1B 및 1E). 전체 미디어를 제거해야하고, MPC를 세척 매체로 두 번 세척해야한다. 근육 섬유 모세포는 근육 조직 문화를 오염시키고 (근원 세포의 스핀들 모양 대) 자신의 별과 같은 형태로 MPC를 / 아세포에서 쉽게 구별 할 수 있습니다. 플레이트의 세척 크게 ...
액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.
토론
근육 조직이 프로그램은, 어느 검사 종, 가장 쉽게 체외 시스템을 통해 공부하실 수 있습니다. 사실, 격리에, 근원 성 전구 세포 (MPC를) 생선이나 포유류의 myosatellite 세포 (중간 엽 줄기 세포는) 쉽게 증식, 세포주기 취소 될 수 있으며, 근육 아세포의 단말 차별화 및 초기 myotubes에 그 근원 세포의 융합을 포함하는이 규제가 심한 과정을 입력합니다. (제브라 피쉬 (67) 및 무지개 송어 (69)의 가능한 예외) 셨나요 종의 형질 전환 유전자 기자 균주의 일반적인 부족은 MPC / MSC 활성화, 증식, 분화의 생체 활동에 제약, 따라서 여기에 제시된 시험 관내 시스템입니다 물고기 종의 연구를위한 매력적인 플랫폼입니다.
MPC / 중간 엽 줄기 세포에 상관없이 종의 성공적인 문화 불임에 대한) 엄격한주의에 크게 의존; 골격 근육 t의 b)는 철저하게 기계적인 분리문...
액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.
공개 사항
공개 아무것도 없다.
감사의 글
저자는 Drs에 많은 감사를하고 싶습니다. 작은 물고기와 양서류이 문화 프로토콜의 개발과 응용 프로그램에서 자신의 전문 지식에 대한 호셉 Planas와 후안 카스티요. 덕분에, 때문에 끊임없이 마태, Delci 크리스텐슨, 재커리 파울러, 브룩 프란 젠, 나단 프뢰 리히, 키라 마샬 충전 등 많은 물고기 (종 및 숫자 모두)에서 근육 조직의 박리와 해리에 지원 한 수많은 개인도 있습니다 벤 마이어, 이단 Remily 및 Sinibaldo 로메로. 이 작품은 생물 창업 자금 버밍엄학과, 프로테아제 연구 NIH 그랜트 # 2P20 RR015566, NIH NIAMS 그랜트 # R03AR055350 센터에서 알라바마 대학의 지원 및 PRB에 NDSU 사전 FORWARD NSF 그랜트 # HRD-0811239했다. 지원도 UAB 영양 비만 연구 센터 수상 # 1 P30DK056336, NIH NIDDK에 의해 제공되었다. 그 내용은 전적으로 저자의 책임이며 반드시 그 필요는 없습니다NIH의 공식 견해를 나타냅니다.
액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.
재료
| 이름 | 회사 | 카탈로그 번호 | 댓글 |
|---|---|---|---|
| 표 1. 상세 시약 정보 | |||
| 시약 | 회사(선호 v. 대체) | 카탈로그 번호(선호 v. 대체) | 배양당 수량 |
| &감마;-조사 폴리-L-라이신 | 시그마-알드리치(MP Biomedicals) | P5899 (ICN19454405) | 5mg |
| DMEM(고포도당) | 시그마-알드리치(cellgro) | MT-50-003-PB(D7777) | 2 L |
| 라미닌 | BD Biosciences ( Sigma-Aldrich) | CB-40232 (L2020) | 1 mg |
| 중탄산나트륨 (NaHCO3) | Fisher Scientific (시그마-알드리치) | BP328-500 (S5761) | 1.51 g |
| HEPES (C8H18N2O4S) | Fisher Scientific (시그마-알드리치) | BP310-1 (H6147) | 9.53 g |
| 항생제/항진균제 | Thermo Scientific (시그마-알드리치) | SV3007901 (A5955) | 17-20 mL |
| 황산 | 겐타마이신Lonza (Sigma-Aldrich) | BW17-519Z (G1397) | 2-3 mL |
| 기증자 말 혈청 | Thermo Scientific (Sigma-Aldrich) | SH3007403 (H1270) | 75 mL |
| 소 태아 혈청 | Thermo Scientific (Sigma-Aldrich) | SH3007103 (F2442) | 25 mL |
| 콜라겐 분해 효소 (IV형) | Worthington (Sigma-Aldrich) | LS004189 (C9891) | 0.44 g |
| 트립신 (췌장에서 추출) | MP 생물 의학 (시그마-알드리치) | ICN15357125 (T5266) | 1 g |
| 표 2. 소모품, 도구 및 장비 | |||
| 소모품 | 도구 | 장비 | |
| 세포 배양 플레이트 | 겸자 (거친) | 혈청학적 피펫터 | |
| 멸균 50 mL 원뿔형 튜브 | 겸자 (미세) | pH 측정기 | |
| 실험실 테이프 | 메스 핸들 | 냉각 인큐베이터 (Echotherm) | |
| 0.2 μ m 진공 살균 시스템 | 메스 블레이드 (# 10, # 11) | 층류 후드 | |
| 발수 오토 클레이브 종이 | 수술 가위 | 진공 매니 폴드 | |
| 혈청 학적 피펫 | 유리 페트리 접시 | 미세삼투압 측정기 | |
| 12-16 G 캐뉼라 Luer Locks | |||
| 표 3. 세포 배양 플레이트 코팅을 위한 최적화된 용량 | |||
| 웰당 플레이트 크기 | cm^2 폴리 | -L-라이신* | 라미닌** |
| 6 웰 | 9.5 | 1.6 mL | 1 |
| 24 웰 | 1.9 | 0.32 | 0.2 |
| 48 웰 | 0.95 | 0.16 | 0.1 96 |
| 웰 | 0.32 | 0.06 | 0.03 |
| *0.1 mg/mL 농도 | ** 0.020 mg/mL 농도 | ||
| 표 4. 분리, 해리 및 배양용 배지 | |||
| 시약 | 분리 | 세척 | 해리 |
| 베이스 배지 | 419.25 mL | 395.40 mL | 297.00 mL |
| 겐타마이신 설페이트** | 0.75 mL | 0.60 mL | - |
| 기증자 말 혈청 | 75.00 mL | - | - |
| 소 태아 혈청*** | - | - | - |
| * PSF : 페니실린 / 스트렙토 마이신 / 곰팡이 존 칵테일 (100x); ** 50 mg/mL 농도; 특성화 | |||
| 표 5. 권장 희석 및 도금 용량 | |||
| 플레이트 크기 | cm^2 웰당 | 희석 | 도금 볼륨 |
| 6 웰 | 9.5 | 1.5-2.0x10^6 cells/mL | 1 mL |
| 24 well | 1.9 | 1.5-2.0x10^6 cells/mL | 250 μ L |
| 48 웰 | 0.95 | 1.5-2.0x10^6 cells/mL | 150 μ L |
| 96 웰 | 0.32 | 1.5-2.0x10^6 cells/mL | 50-100 μ L |
| 표 6. g 조직당 평균 세포 | |||
| 수 종 | 평균 # 세포/g 조직 | ||
| Danio rerio | 6,400,000 | ||
| Danio dangila | 1,783,000 | ||
| Devario aequipinnatus | 1,797,000 | ||
| Oncorhynchus mykiss | 66,800 | ||
| 표 7. 권장 배양 온도 | |||
| 종 | 온도 | ||
| Danio/ Devario spp. | 26 - 28 &도; C | ||
| Oncorhynchus/Salmo spp. | 10* - 18 &도; C | ||
| Ambystoma mexicanum | 18° C | ||
| * 낮은 온도는 더 낮은 확산 속도를 지원합니다. |
참고문헌
- Rescan, P. Y., Gauvry, L., Paboeuf, G. A gene with homology to myogenin is expressed in developing myotomal musculature of the rainbow trout and in vitro during the conversion of myosatellite cells to myotubes. FEBS Letters. 362 (1), 89-92 (1995).
- Castillo, J., Codina, M., Martinez, M. L., Navarro, I., Gutierrez, J. Metabolic and mitogenic effects of IGF-I and insulin on muscle cells of rainbow trout. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 286 (5), 935-941 (2004).
- Bower, N. I., Johnston, I. A. Paralogs of Atlantic salmon myoblast determination factor genes are distinctly regulated in proliferating and differentiating myogenic cells. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 298 (6), 1615-1626 (2010).
- Funkenstein, B., Balas, V., Skopal, T., Radaelli, G., Rowlerson, A. Long-term culture of muscle explants from Sparus aurata. Tissue & Cell. 38 (6), 399-415 (2006).
- Cornelison, D. D. Context matters: in vivo and in vitro influences on muscle satellite cell activity. Journal of Cellular Biochemistry. 105 (3), 663-669 (2008).
- Harris, M. Quantitative growth studies with chick myoblasts in glass substrate cultures. Growth. 21 (3), 149-166 (1957).
- Cornelison, D. D., Wold, B. J. Single-cell analysis of regulatory gene expression in quiescent and activated mouse skeletal muscle satellite cells. Developmental Biology. 191 (2), 270-283 (1997).
- Yablonka-Reuveni, Z., et al. The transition from proliferation to differentiation is delayed in satellite cells from mice lacking MyoD. Developmental Biology. 210 (2), 440-455 (1999).
- Yablonka-Reuveni, Z., Seger, R., Rivera, A. J. Fibroblast growth factor promotes recruitment of skeletal muscle satellite cells in young and old rats. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 47 (1), 23-42 (1999).
- Le Moigne, A., et al. Characterization of myogenesis from adult satellite cells cultured in vitro. The International Journal of Developmental Biology. 34 (1), 171-180 (1990).
- Tripathi, A. K., Ramani, U. V., Patel, A. K., Rank, D. N., Joshi, C. G. Short hairpin RNA-induced myostatin gene silencing in caprine myoblast cells in vitro. Applied Biochemistry and Biotechnology. 169 (2), 688-694 (2013).
- Ghahramani Seno,, M, M., et al. Transcriptomic analysis of dystrophin RNAi knockdown reveals a central role for dystrophin in muscle differentiation and contractile apparatus organization. BMC Genomics. 11, 345(2010).
- Honda, M., Hosoda, M., Kanzawa, N., Tsuchiya, T., Toyo-oka, T. Specific knockdown of delta-sarcoglycan gene in C2C12 in vitro causes post-translational loss of other sarcoglycans without mechanical stress. Molecular and Cellular Biochemistry. (1-2), 323-321 (2009).
- Rochard, P., et al. Mitochondrial activity is involved in the regulation of myoblast differentiation through myogenin expression and activity of myogenic factors. The Journal of Biological Chemistry. 275 (4), 2733-2744 (2000).
- Jackson, M. F., Hoversten, K. E., Powers, J. M., Trobridge, G. D., Rodgers, B. D. Genetic manipulation of myoblasts and a novel primary myosatellite cell culture system: comparing and optimizing approaches. The FEBS Journal. 280 (3), 827-839 (2013).
- McGrew, M. J., Rosenthal, N. Transgenic analysis of cardiac and skeletal myogenesis. Trends in Cardiovascular Medicine. 4 (6), 251-256 (1994).
- Dong, Y., Pan, J. S., Zhang, L. Myostatin suppression of Akirin1 mediates glucocorticoid-induced satellite cell dysfunction. PLoS ONE. 8 (3), (2013).
- Chen, Y., Melton, D. W., Gelfond, J. A., McManus, L. M., Shireman, P. K. MiR-351 transiently increases during muscle regeneration and promotes progenitor cell proliferation and survival upon differentiation. Physiological Genomics. 44 (21), 1042-1051 (2012).
- Shadrach, J. L., Wagers, A. J. Stem Cells for skeletal muscle repair. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1575), 2297-2306 (2011).
- Wu, X., Wang, S., Chen, B., An, X. Muscle-derived stem cells: isolation, characterization, differentiation, and application in cell and gene therapy. Cell and Tissue Research. 340 (3), 549-567 (2010).
- Farini, A., Razini, P., Erratico, S., Torrente, Y., Meregalli, M. Cell based therapy for Duchenne muscular dystrophy. Journal of Cellular Physiology. 221 (3), 526-534 (2009).
- Kim, H. J., Archer, E., Escobedo, N., Tapscott, S. J., Unguez, G. A. Inhibition of mammalian muscle differentiation by regeneration blastema extract of Sternopygus macrurus. Developmental Dynamics: an Official Publication of the American Association of Anatomists. 237 (10), 2830-2843 (2008).
- McGann, C. J., Odelberg, S. J., Keating, M. T. Mammalian myotube dedifferentiation induced by newt regeneration extract. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (24), 13699-13704 (2001).
- Cosgrove, B. D., Sacco, A., Gilbert, P. M., Blau, H. M. A home away from home: challenges and opportunities in engineering in vitro muscle satellite cell niches. Differentiation; Research in Biological Diversity. 78 (2-3), 2-3 (2009).
- Colbert, D. A., Edwards, K., Coleman, J. R. Studies on the organisation of the chicken genome and its expression during myogenesis in vitro. Differentiation; Research in Biological Diversity. 5 (2-3), 91-96 (1976).
- Bowman, L. H., Emerson, C. P. Post-transcriptional regulation of ribosome accumulation during myoblast differentiation. Cell. 10 (4), 587-596 (1977).
- Sun, S. S., McFarland, D. C., Ferrin, N. H., Gilkerson, K. K. Comparison of insulin-like growth factor interaction with satellite cells and embryonic myoblasts derived from the turkey. Comparative Biochemistry and Physiology. Comparative Physiology. 102 (2), 235-243 (1992).
- Marusich, M. F., Simpson, S. B. Changes in cell surface antigens during in vitro lizard myogenesis. Developmental Biology. 97 (2), 313-328 (1983).
- Schrag, J. A., Cameron, J. A. Regeneration of adult newt skeletal muscle tissue in vitro. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 77, 255-271 (1983).
- Hinkle, L., McCaig, C. D., Robinson, K. R. The direction of growth of differentiating neurones and myoblasts from frog embryos in an applied electric field. The Journal of Physiology. 314, 121-135 (1981).
- Yamane, H., Nishikawa, A. Differential muscle regulatory factor gene expression between larval and adult myogenesis in the frog Xenopus laevis: adult myogenic cell-specific myf5 upregulation and its relation to the notochord suppression of adult muscle differentiation. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. , (2013).
- Alexander, M. S., et al. Isolation and transcriptome analysis of adult zebrafish cells enriched for skeletal muscle progenitors. Muscle & Nerve. 43 (5), 741-750 (2011).
- Froehlich, J. M., Galt, N. J., Charging, M. J., Meyer, B. M., Biga, P. R. In vitro indeterminate teleost myogenesis appears to be dependent on Pax3. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. , (2013).
- Gabillard, J. C., Sabin, N., Paboeuf, G. In vitro characterization of proliferation and differentiation of trout satellite cells. Cell and Tissue Research. 342 (3), 471-477 (2010).
- Blau, H. M., Chiu, C. P., Webster, C. Cytoplasmic activation of human nuclear genes in stable heterocaryons. Cell. 32 (4), 1171-1180 (1983).
- Yaffe, D. Retention of differentiation potentialities during prolonged cultivation of myogenic cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 61 (2), 477-483 (1968).
- Yaffe, D., Saxel, O. Serial passaging and differentiation of myogenic cells isolated from dystrophic mouse muscle. Nature. 270 (5639), 725-727 (1977).
- Antin, P. B., Ordahl, C. P. Isolation and characterization of an avian myogenic cell line. Developmental Biology. 143 (1), 111-121 (1991).
- Malatesta, M., Giagnacovo, M., Cardani, R., Meola, G., Pellicciari, C. Human myoblasts from skeletal muscle biopsies: in vitro culture preparations for morphological and cytochemical analyses at light and electron microscopy. Methods in Molecular Biology. 976, 67-79 (2013).
- Scott, I. C., Tomlinson, W., Walding, A., Isherwood, B., Dougall, I. G. Large-scale isolation of human skeletal muscle satellite cells from post-mortem tissue and development of quantitative assays to evaluate modulators of myogenesis. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. , 10-1007 (2013).
- Baquero-Perez, B., Kuchipudi, S. V., Nelli, R. K., Chang, K. C. A simplified but robust method for the isolation of avian and mammalian muscle satellite cells. BMC Cell Biology. 13, (2012).
- Lu, A., et al. Isolation of myogenic progenitor populations from Pax7-deficient skeletal muscle based on adhesion characteristics. Gene Therapy. 15 (15), 1116-1125 (2008).
- Rouger, K., et al. Progenitor cell isolation from muscle-derived cells based on adhesion properties. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 55 (6), 607-618 (2007).
- Michal, J., et al. Isolation and characterization of canine satellite cells. In vitro cellular & Developmental Biology Animal. 38, 467-480 (2002).
- McFarland, D. C., et al. Isolation and characterization of myogenic satellite cells from the muscular dystrophic hamster. Tissue & Cell. 32 (3), 257-265 (2000).
- Burton, N. M., Vierck, J., Krabbenhoft, L., Bryne, K., Dodson, M. V. Methods for animal satellite cell culture under a variety of conditions. Methods in Cell Science: an Official Journal of the Society for In vitro Biology. 22 (1), 51-61 (2000).
- Pavlath, G. K. Isolation, purification, and growth of human skeletal muscle cells. Methods in Molecular Medicine. 2, 307-317 (1996).
- Rosenblatt, J. D., Lunt, A. I., Parry, D. J., Partridge, T. A. Culturing satellite cells from living single muscle fiber explants. In vitro Cellular & Developmental Biology. Animal. 31 (10), 773-779 (1995).
- Doumit, M. E., Merkel, R. A. Conditions for isolation and culture of porcine myogenic satellite cells. Tissue & Cell. 24 (2), 253-262 (1992).
- Barjot, C., Jbilo, O., Chatonnet, A., Bacou, F. Expression of acetylcholinesterase gene during in vitro differentiation of rabbit muscle satellite cells. Neuromuscular Disorders: NMD. 3 (5-6), 443-446 (1993).
- Pasut, A., Oleynik, P., Rudnicki, M. A. Isolation of muscle stem cells by fluorescence activated cell sorting cytometry. Methods in Molecular Biology. 798, 53-64 (2012).
- Danoviz, M. E., Yablonka-Reuveni, Z. Skeletal muscle satellite cells: background and methods for isolation and analysis in a primary culture system. Methods in Molecular Biology. 798, 21-52 (2012).
- Musaro, A., Barberi, L. Isolation and culture of mouse satellite cells. Methods in Molecular Biology. 633, 101-111 (2010).
- Sherwood, R. I., et al. Isolation of adult mouse myogenic progenitors: functional heterogeneity of cells within and engrafting skeletal muscle. Cell. 119 (4), 543-554 (2004).
- Yi, L., Rossi, F. Purification of progenitors from skeletal muscle. J. Vis. Exp. (49), (2011).
- Tamaki, T., et al. Skeletal muscle-derived CD34+/45- and CD34-/45- stem cells are situated hierarchically upstream of Pax7+ cells. Stem Cells and Development. 17 (4), 653-667 (2008).
- Bosnakovski, D., et al. Prospective isolation of skeletal muscle stem cells with a Pax7 reporter. Stem Cells. 26 (12), 3194-3204 (2008).
- Montarras, D., et al. Direct isolation of satellite cells for skeletal muscle regeneration. Science. 309 (5743), 2064-2067 (2005).
- Powell, R. L., Dodson, M. V., Cloud, J. G. Cultivation and differentiation of satellite cells from skeletal muscle of the rainbow trout Salmo gairdneri. Journal of Experimental Zoology. 250 (3), 333-338 (1989).
- Fauconneau, B., Paboeuf, G. Effect of fasting and refeeding on in vitro muscle cell proliferation in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Cell and Tissue Research. 301 (3), 459-463 (2000).
- Rescan, P. Y. Muscle growth patterns and regulation during fish ontogeny. General and Comparative Endocrinology. 142 (1-2), 111-116 (2005).
- Johnston, I. A., Bower, N. I., Macqueen, D. J. Growth and the regulation of myotomal muscle mass in teleost fish. The Journal of Experimental Biology. 214, 1617-1628 (2011).
- Mommsen, T. P. Paradigms of growth in fish. Comparative Biochemistry and Physiology. Part B, Biochemistry & Molecular Biology. 129 (2-3), 207-219 (2001).
- Biga, P. R., Goetz, F. W. Zebrafish and giant danio as models for muscle growth: determinate vs. indeterminate growth as determined by morphometric analysis. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 291 (5), 1327-1337 (2006).
- Roy, S., Gatien, S. Regeneration in axolotls: a model to aim for! Experimental Gerontology. 43 (11), 968-973 (2008).
- Echeverri, K., Tanaka, E. M. Ectoderm to mesoderm lineage switching during axolotl tail regeneration. Science. 298 (5600), 1993-1996 (2002).
- Tanaka, E. M., Reddien, P. W. The cellular basis for animal regeneration. Developmental Cell. 21 (1), 172-185 (2011).
- Froehlich, J. M., Galt, N. J., Charging, M. J., Meyer, B. M., Biga, P. R. In vitro indeterminate teleost myogenesis appears to be dependent on Pax3. In vitro Cellular & Developmental Biology Animal. 49 (5), 371-385 (2013).
- Seger, C., et al. Analysis of Pax7 expressing myogenic cells in zebrafish muscle development, injury, and models of disease. Developmental Dynamics: an Official Publication of the American Association of Anatomists. 240 (11), 2440-2451 (2011).
- Gabillard, J. C., Ralliere, C., Sabin, N., Rescan, P. Y. The production of fluorescent transgenic trout to study in vitro myogenic cell differentiation. BMC Biotechnology. 10, (2010).
- Bond, M. D., Van Wart, H. E. Purification and separation of individual collagenases of Clostridium histolyticum using red dye ligand chromatography. Biochemistry. 23 (13), 3077-3085 (1984).
- Garikipati, D. K., Rodgers, B. D. Myostatin inhibits myosatellite cell proliferation and consequently activates differentiation: evidence for endocrine-regulated transcript processing. The Journal of Endocrinology. 215 (1), 177-187 (2012).
- Sanchez-Gurmaches, J., Cruz-Garcia, L., Gutierrez, J., Navarro, I. mRNA expression of fatty acid transporters in rainbow trout: in vivo and in vitro regulation by insulin, fasting and inflammation and infection mediators. Comparative Biochemistry and Physiology. Part A, Molecular & Integrative Physiology. 163 (2), 177-188 (2012).
- Garikipati, D. K., Rodgers, B. D. Myostatin stimulates myosatellite cell differentiation in a novel model system: evidence for gene subfunctionalization. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 302 (9), 1059-1066 (2012).
- Vraskou, Y., et al. Direct involvement of tumor necrosis factor-α in the regulation of glucose uptake in rainbow trout muscle cells. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 300 (3), 716-723 (1152).
- Cleveland, B. M., Weber, G. M. Effects of insulin-like growth factor-I, insulin, and leucine on protein turnover and ubiquitin ligase expression in rainbow trout primary myocytes. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 298 (2), 341-350 (2010).
- Seiliez, I., et al. Amino acids downregulate the expression of several autophagy-related genes in rainbow trout myoblasts. Autophagy. 8 (3), 364-375 (2012).
- Chapalamadugu, K. C., et al. Dietary carbohydrate level affects transcription factor expression that regulates skeletal muscle myogenesis in rainbow trout. Comparative Biochemistry and Physiology. Part B, Biochemistry & Molecular Biology. 153 (1), 66-72 (2009).
- Seiliez, I., et al. Myostatin induces atrophy of trout myotubes through inhibiting the TORC1 signaling and promoting Ubiquitin-Proteasome and Autophagy-Lysosome degradative pathways. General and Comparative Endocrinology. 186, 9-15 (2013).
- Codina, M., et al. Metabolic and mitogenic effects of IGF-II in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) myocytes in culture and the role of IGF-II in the PI3K/Akt and MAPK signalling pathways. General and Comparative Endocrinology. 157 (2), 116-124 (2008).
- Seiliez, I., Sabin, N., Gabillard, J. C. Myostatin inhibits proliferation but not differentiation of trout myoblasts. Molecular and Cellular Endocrinology. 351 (2), 220-226 (2012).
- Averous, J., Gabillard, J. C., Seiliez, I., Dardevet, D. Leucine limitation regulates myf5 and myoD expression and inhibits myoblast differentiation. Experimental Cell Research. 318 (3), 217-227 (2012).
- Fauconneau, B., Paboeuf, G. Sensitivity of muscle satellite cells to pollutants: an in vitro and in vivo comparative approach. Aquatic Toxicology. 53 (3-4), 247-263 (2001).
액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.
재인쇄 및 허가
