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방법 논문

뮤린 힘줄의 생체 역학 테스트

13.3K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/60280

⸱

2019년 10월 15일

 ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, Columbia University, 2Department of Biomedical Engineering, Columbia University

이 논문에서

요약

이 프로토콜은 맞춤형 맞춤 3D 인쇄 설비를 사용하여 뮤린 힘줄에 대한 효율적이고 재현 가능한 인장 생체 역학 테스트 방법을 설명합니다.

초록

힘줄 장애는 일반적이며 모든 연령대의 사람들에게 영향을 미치며 종종 쇠약해합니다. 항염증제, 재활 및 외과 적 수리와 같은 표준 치료는 종종 실패합니다. 힘줄 기능을 정의하고 새로운 치료법의 효능을 입증하기 위해서는 동물 모델의 힘줄의 기계적 특성을 정확하게 결정해야 합니다. 뮤린 동물 모델은 지금 널리 힘줄 장애를 연구하고 건선 에 대한 새로운 치료를 평가하는 데 사용됩니다; 그러나 마우스 힘줄의 기계적 특성을 결정하는 것은 어려운 일이었습니다. 이 연구에서는 상완골과 칼카누의 해부학과 정확히 일치하는 3D 인쇄 설비를 포함하는 힘줄 기계 적 테스트를 위해 새로운 시스템이 개발되어 상완골과 아킬레스 건을 기계적으로 테스트합니다. 이러한 설비는 네이티브 뼈 해부학, 고체 모델링 및 적색 제법의 3D 재구성을 사용하여 개발되었습니다. 새로운 접근법은 예술적 파지 실패(예: 힘줄이 아닌 성장 판 실패)를 제거하고 전체 테스트 시간을 줄였으며 재현성을 증가시켰습니다. 또한,이 새로운 방법은 다른 동물에서 다른 뮤린 힘줄과 힘줄을 테스트하기 위해 쉽게 적응할 수 있습니다.

서론

힘줄 장애는 노화, 운동 및 활성 인구 중 일반적이고 매우 널리 퍼져1,2,3. 미국에서는, 16.4 백만 결합 조직 상해는 해마다 보고되고모든 상해 관련 의사 사무실 방문의 30%를차지합니다3,5,6,7, 8. 가장 일반적으로 영향을받는 사이트는 회전근, 아킬레스 힘줄, 슬개골 힘줄9을포함한다. 항염증제, 재활, 외과적 수리 등 다양한 비수술적 및 수술적 치료법이 탐구되었지만, 결과는 여전히 좋지 않고, 기능 회복과 높은실패율로인해5, 6. 이 가난한 임상 결과는 건병을 이해하고 새로운 처리 접근을 개발하기 위하여 노력하는 기본적인 및 번역학 연구 동기를 부여했습니다.

인장 생체 역학 적 특성은 힘줄 기능을 정의하는 주요 정량적 결과입니다. 따라서, 힘줄 병증 및 치료 효능의 실험실 특성은 힘줄 인장 특성의 엄격한 테스트를 포함해야합니다. 수많은 연구는 쥐, 양, 개 및 토끼10,11,12와같은 동물 모델로부터 힘줄의 생체 역학적 특성을 결정하는 방법을 기술하였다. 그러나, 몇몇 연구 결과는 뮤린 힘줄의 생체 역학 적 특성을 테스트했습니다, 주로 인장 테스트를 위한 작은 조직을 붙잡는 어려움 때문에. 뮤린 모델은 유전자 조작, 광범위한 시약 옵션 및 저렴한 비용을 포함하여 기계적으로 건병증을 연구하는 데 많은 이점이 있기 때문에 생체 역학적으로 뮤린 조직을 테스트하는 정확하고 효율적인 방법의 개발이 필요합니다.

힘줄의 기계적 특성을 적절하게 테스트하기 위해서는 조직이 그립 인터페이스에서 미끄러지거나 관절이 찢어지거나 성장 판의 골절없이 효과적으로 그립해야합니다. 많은 경우에, 특히 짧은 힘줄에 대 한, 뼈는 한쪽 끝에 잡고 하 고 힘 줄은 다른 쪽 끝에 그립. 뼈는 전형적으로 에폭시수지(13) 및 폴리메틸메타크릴레이트(14,15)와같은 물질에 이들을 포함시킴으로써 확보된다. 힘줄은 종종 시안아크라일레이트와 접착, 사포의 두 층 사이에 배치하고, 압축 클램프를 사용하여 고정 (단면이 평평한 경우) 또는 냉동 매체 (단면이 큰 경우)15,16,17 . 이러한 방법은 생체 역학적으로 뮤린 힘줄에 적용되었지만, 시편의 작은 크기와 성장 판의 준수로 인해 문제가 발생하며, 이는 결코18을ossifies하지 않습니다. 예를 들어, 뮤린 상완골 머리의 직경은 불과 몇 밀리미터이므로 뼈의 파지가 어려워집니다. 특히, 뮤린 상부 힘줄 - 뼈 샘플의 인장 테스트는 종종 힘줄이나 힘줄 enthesis보다는 성장 판에 실패를 초래. 마찬가지로, 아킬레스 건의 생체 역학 테스트는 도전이다. 아킬레스 건은 다른 뮤린 힘줄보다 크지만, 종골은 작아서이 뼈를 잡기가 어렵습니다. 뼈를 제거 할 수 있습니다, 두 힘줄 끝을 잡고 다음; 그러나, 이것은 힘줄 -뼈 부착의 테스트를 배제. 다른 그룹은 맞춤형 비품19,20,클램프(21)에의한 고정, 자체 경화 플라스틱 시멘트(22) 또는 원추형 모양 슬롯(22)을사용하여 칼카누뼈를 잡는 것을보고하지만, 아직이들은 이전 방법은 낮은 재현성, 높은 파지 실패율 및 지루한 준비 요구 사항에 의해 제한됩니다.

현재 연구의 목적은 뮤린 힘줄의 인장 생체 역학 적 테스트를위한 정확하고 효율적인 방법을 개발하는 것이었습니다, 예로 상피와 아킬레스 건에 초점을 맞추고. 네이티브 뼈 해부학, 고체 모델링 및 적첨가 제법에서 3D 재구성의 조합을 사용하여 뼈를 잡는 새로운 방법이 개발되었습니다. 이러한 설비는 효과적으로 뼈를 고정, 성장 판 실패를 방지, 감소 시편 준비 시간, 증가 테스트 재현성. 새로운 방법은 쥐와 다른 동물의 힘줄뿐만 아니라 다른 뮤린 힘줄을 테스트하기 위해 쉽게 적응할 수 있습니다.

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프로토콜

동물 연구는 컬럼비아 대학 기관 동물 관리 및 사용 위원회에 의해 승인 되었다. 이 연구에서 사용된 마우스는 C57BL/6J 배경이었으며 잭슨 연구소(미국 바 하버)에서 구입했습니다. 그(것)들은 병원균 자유로운 방벽 조건에 보관되고 음식과 물 광고 libitum를 제공되었습니다.

1. 그립 뼈를 위한 맞춤형 3D 인쇄 설비 개발

  1. 뼈 이미지 수집 및 3D 뼈 모델 구성
    1. 3D 모델 생성 및 3D 뼈 그립 인쇄를 준비하기 위해 관심있는 뼈를 해부하십시오. 상완골과 종골은 현재 프로토콜의 예로 사용됩니다.
      참고: 기계적 검사를 위해 뼈 힘줄 근육 표본을 해부하는 자세한 지침은 2.1.1 단계에서 제공됩니다. 3D 인쇄 된 골격 그립을 만들기 위해 골격을 격리하려면 다음 단계를 따라야합니다.
      1. 상완골의 해부 : IACUC 승인 절차 당 마우스를 안락사. 상지 피부를 제거하고 상완골의 모든 근육을 제거하고 팔꿈치와 관절을 단명하고 상완골에 부착 된 모든 결합 조직을 조심스럽게 제거하십시오.
      2. 종골 의 해부 : IACUC 승인 절차 당 마우스를 안락사. 하부 말단 피부를 제거하고, 칼카뉴와 다른 발 뼈 사이의 아킬레스 건 - 칼카뉴관절과 관절을 단명하고, 칼카누에 부착 된 모든 결합 조직을 조심스럽게 제거하십시오.
    2. 전체 뼈의 마이크로 계산 된 단층 촬영 스캔을 수행, 예를 들어, 상완골과 calcaneus 샘플을 스캔.
      참고: 사용된 스캐너에 따라 설정이 다릅니다. 현재 연구(재료 표)에사용되는 스캐너의 경우 권장 설정은 다음과 같습니다 : 6 μm의 해상도에서 55 kVP, Al 0.25 필터의 에너지로 스캔하십시오.
      1. 아가로즈 파우더를 초순수에 넣고 전자레인지에 1-3분간 섞어 아가로즈가 완전히 녹을 때까지 섞으세요. 30-45s용 전자레인지에 넣고 멈추고 소용돌이친 다음 끓이세요. 아가로즈로 가득 찬 3 분기까지 냉동 튜브를 채웁니다. 아가로즈를 약 5-10분 동안 식힙니다.
      2. 아가로즈 젤에 뼈를 삽입하십시오 (이것은 스캔 하는 동안 운동 아티팩트를 방지합니다). 스캐너에 뼈가 있는 저온 튜브를 삽입합니다.
        참고: 현재 연구에 사용된 스캐너의 경우 모든 스캔에 16위치 자동 샘플 체인저가 사용되었습니다. 이 스캐너는 샘플의 크기와 모양에 따라 자동으로 배율을 선택할 수 있습니다.
    3. 마이크로 컴퓨터 단층 촬영 스캔 이미지를 단면 이미지로 재구성합니다. 실험자의 스캐너/소프트웨어 조합에 권장되는 매개 변수를 사용합니다.
      참고 : 현재 연구에 사용되는 프로그램의 경우(재료 표)다음과 같은 재구성 매개 변수를 사용하는 것이 좋습니다 : 스무딩 : 0-2, 빔 경화 보정 : 45, 링 유물 감소 : 4-9 및 16 비트 TIFF에서 슬라이스를 재구성 형식.
    4. 3D 모델을 만들고 대부분의 3D 프린터 및 신속한 프로토타이핑과 호환되는 표준 STL 형식으로 저장합니다. 현재 스터디(재료표)에사용된 프로그램의 경우 다음을 수행합니다.
      1. 파일 > 열기 명령을 선택하여 파일 데이터 집합을 엽니다. 대화 상자 파일 > 환경 설정을 열고 고급 탭을 선택합니다.
      2. 적응형 렌더링 알고리즘을 사용하여 3D 모델을 구성합니다. 이 알고리즘은 면 삼각형 수를 최소화하고 더 매끄러운 곡면 세부 정보를 제공합니다. 지역 매개 변수로 10을 사용합니다. 이 매개변수는 개체 테두리를 찾는 데 사용되는 인접 점까지의 거리를 픽셀 단위로 정의합니다. 허용 오차를 0.1로 최소화하여 파일 크기를 줄입니다.
        참고: 데이터 집합을 연 후 이미지는 "원시 이미지" 페이지에 표시됩니다.
      3. 관심 볼륨(VOI)을 지정하려면 선택한 VOI 범위의 위쪽과 아래쪽으로 설정할 두 이미지를 수동으로 선택합니다.
      4. 두 번째 페이지인 관심 지역으로이동합니다. 단일 횡단면 이미지에서 관심 영역을 수동으로 선택합니다.
        주: 선택한 영역은 빨간색으로 강조 표시됩니다(즉, 상완골 단면적).
      5. 10~15개의 횡단면 이미지마다 이전 단계를 반복합니다.
      6. 세 번째 페이지 바이너리 선택으로이동합니다. 히스토그램 메뉴에서 데이터 집합에서를 클릭합니다. 데이터 집합의 모든 이미지에서 밝기의 히스토그램 분포가 표시됩니다. 또한 히스토그램 메뉴에서 3D 모델 파일 만들기 메뉴를 클릭합니다.
    5. 골격의 3D 모델을 STL 파일 형식으로 저장합니다.
    6. 메시 구체화: 메시를 조작하여 STL 파일의 크기를 줄이고 솔리드 모델링 컴퓨터 지원 설계 프로그램과 호환되도록 합니다. 현재 스터디(재료표)에사용된 프로그램의 경우 다음 단계를 따르십시오.
      1. 메시를 가져오고 편집할 모두를 선택합니다. 도구 집합 편집에서 줄이기를 선택합니다. 그런 다음 도구 집합에서 삼각형 예산을 선택하여 대상 줄이기를 선택합니다. 트라이 카운트를 줄이고 변경 사항을 수락합니다. 내보내기를 선택하여 새로 축소된 파일을 STL 형식으로 다시 저장합니다.
  2. 사용자 정의 맞는 뼈 비품의 디자인
    1. 상부 힘줄 - 상완골
      1. 견고한 모델링 컴퓨터 지원 설계 프로그램을 사용하여 상완골 파지 설비의 사용자 정의 맞춤 모델을만듭니다(그림 1, 추가 파일).
        참고: 현재 스터디에 사용된 프로그램은 재료 표에나열됩니다.
      2. 견고한 모델링 프로그램에서 상완골의 STL 형식 파일을 열고 부품 파일로 저장합니다.
        참고: 현재 스터디(재료 표)에 사용된소프트웨어의경우 3D 골격 오브젝트가 SLDPRT 형식으로 저장되었습니다.
      3. 부품 파일을 열고 해부학적으로 관련된 세 개의 평면(즉, 시상, 관상, 횡단)을 수동으로 작성합니다.
        1. 더 큰 결절에서 상피나투스 힘줄 부착을 절단할 시상 평면을 수동으로 정의합니다. 3D 블록에 시상 평면이 대칭 평면으로 포함되어 있는지 확인합니다. 이를 위해 필요한 경우 블록에서 재료를 추가하거나 잘라냅니다.
          주: 대칭 이 평면은 시편이 고정장치에 삽입될 때 힘줄과 힘줄 부착이 고정물의 중심 축에 위치하도록 합니다.
      4. 세 평면(예: 높이, 너비, 길이)을 따라 골격의 치수를 측정합니다.
      5. 3D 프린팅 픽처가 부착될 기계적 테스트 그립의 치수를 측정합니다.
      6. 솔리드 블록 부품(예: 솔리드 실린더)을 설계하여 시작합니다.
        1. 블록의 각 치수가 상완골의 치수보다 5mm 이상 큰지 확인하십시오.
        2. 기계 식 테스트 그립의 설계 제약 조건(예: 3D 인쇄 설비가 기계 식 테스트 그립에서 자유롭게 조립 및 분해될 수 있는지 확인)을 고려합니다.
      7. 솔리드 블록과 오른쪽 또는 왼쪽 상완골의 두 구성요소를 사용하여 어셈블리 모델을 작성합니다. 블록 내의 골격 방향(즉, 힘줄과 골격 사이의 각도)을 정의합니다. 전체 골격 체적이 블록 내부에 맞는지 확인합니다.
      8. 상완골을 금형으로 사용하여 블록에 캐비티를 만듭니다. 재료 표에지정된 소프트웨어를 사용하는 경우 다음 단계를 따르십시오.
        1. 설계 부품(상완골)과 금형 베이스(실린더 블록)를 중간 어셈블리에 삽입합니다. 어셈블리 창에서 블록을 선택하고 어셈블리 도구 모음에서 구성요소 편집을 클릭합니다.
        2. 삽입 > 피쳐 > 캐비티를클릭합니다. 균일 배율을 선택하고 모든 방향으로 배율 조정할 값으로 0%를 입력합니다.
      9. 골격 부품을 억제하고 어셈블리를 부품으로 저장합니다.
      10. 열린 부품(캐비티가 있는 실린더). 시상 평면을 따라 부품을 잘라 골격 전방 및 후방에 맞는 두 개의 대칭 구성 요소를 만듭니다(예: 그림 1과같이 두 개의 반실린더).
        참고: 두 가지 구성 요소는 골격 전방 및 후방에 맞도록 설계되었습니다. 전방 성분은 상완골 머리의 앞쪽에서 상완골 힘줄 부착까지 확장된 반구형 공동을 포함한다. 후방 구성 요소 구멍은 상완골의 후부 부분 (즉, 상완골 머리의 후부 측, 삼각근 결절, 내측 및 측면 상암)과 같은 모양입니다.
      11. 각 구성 요소를 별도의 파일 파트로 저장합니다.
      12. 전방 부품의 경우 상완골 헤드가 적절한 공차를 정의하여 부품의 캐비티에 내장되어 있는지 확인합니다.
        참고: 현재 연구에서는 재료 표에지정된 소프트웨어를 사용하여 다음 단계를 따르는 것이 좋습니다.
        1. 캐비티의 메시 형상을 부드럽게 하려면 회전 컷을 작성합니다. 캐비티 형상을 에뮬레이션하고 위치 클리어런스를 추가하여 컷에 대한 스케치를 작성합니다.
          주: 클리어런스를 사용하면 골격과 전방 부품 간에 자유롭게 조립및 분해할 수 있습니다.
      13. 후방 구성요소를 수정하여 캐비티 형상을 모방하여 전방 구성요소에 대해 위에서 설명한 대로 클리어런스를 추가하는 컷을 작성합니다.
      14. 후방 구성 요소의 상단에서 큰 / 하부 결핵의 문장까지 가로 평면에서 잘라냅니다.
        주: 그림 1 및 그림 2에서볼 수 있듯이, 후면 구성요소에는 힘줄 부착부에서 개구부를 만드는 컷이 포함됩니다.
      15. 자유 어셈블리 및 디스어셈블리를 허용하도록 두 구성요소 사이에 꼭 맞는 맞춤을 작성합니다.
        주: 현재 스터디의 설비에 대해 느슨한 러닝 클리어런스가 있는 구멍 샤프트 맞춤이 작성되었습니다.
      16. 반대쪽 팔다리(즉, 왼쪽 또는 오른쪽)에 대한 고정물의 각 구성요소에 대해 3D 미러 모델을 작성합니다.
      17. 비품 의 하단에 에칭을 추가하여 왼쪽과 오른쪽을 구분합니다.
      18. 3D 프린팅을 준비하기 위해 모든 설비 부품을 STL 표준 파일 형식으로 저장합니다.
    2. 아킬레스 건 - 칼카뉴뼈
      1. 상층 부마용의 경우 위에서 설명한 것과 동일한 단계를 따르십시오.
        참고 : 왼쪽 및 오른쪽 종골 뼈의 해부학이 거의 대칭이기 때문에 아킬레스 종골에는 하나의 비품 세트만 필요합니다.

2. 뮤린 힘줄의 생체 역학 테스트

  1. 시편 준비 및 단면적 측정
    1. 인장 기계 적 테스트에 대한 준비에 관심의 근육 힘줄 뼈를 해부. 현재 연구에서, 상복부 근육 - 힘줄 - 상완골 표본 (N = 10, 5 남성, 5 여성) 및 위척추 근육 - 아킬레스 건 - calcaneuus 뼈 표본 (N = 12, 6 남성, 6 여성) 8 주 오래된 C57BL / 6J 마우스에서 분리되었다.
      1. 상부 근육의 해부 - 힘줄 - 상완골 표본
        1. IACUC 승인 절차당 마우스를 안락사시. 마우스를 취약한 위치에 놓습니다. 앞발의 팔꿈치 위에서 어깨쪽으로 피부를 절개합니다.
        2. 어깨의 근육이 보이게되도록 무딘 해부로 피부를 조심스럽게 제거하십시오. 뼈가 노출될 때까지 상완골을 둘러싼 조직을 제거하고 집게로 단단히 고정할 수 있습니다.
        3. 포셉으로 상완골을 잡고 조심스럽게 코라코 acromial 아치를 노출하는 은각 및 사다리꼴 근육을 제거합니다. 견봉 쇄골 관절을 확인하고 메스 블레이드로 쇄골과 쇄골을 조심스럽게 분리합니다.
        4. 상부 척추 힘줄과 뼈 부착을 손상시키지 않도록주의하면서 메스 블레이드를 사용하여 견갑골 부착물에서 근육을 제거하십시오. 상심 힘줄과 뼈 부착을 손상시키지 않도록주의, 글레노이드에서 상완골 머리를 분리; 메스 블레이드를 사용하여 관절 캡슐과 적외선, 갑상선 및 테레스 사소한 힘줄을 레이스화하십시오.
        5. 울과 반경에서 상완골을 분리하기 위해 팔꿈치 관절을 관절을 관절. 상완골 - 상부 척추 힘줄 - 근육 표본을 분리하고 상완골과 상완골 머리에 과도한 연조직을 청소하십시오.
      2. 아킬레스 건 해부 - 칼카네우스 뼈 샘플
        1. IACUC 승인 절차당 마우스를 안락사시. 마우스를 취약한 위치에 놓습니다. 아킬레스 건과 뼈 부착을 손상시키지 않도록주의하면서 무딘 해부로 피부를 제거하여 발목과 무릎 관절 주위의 근육이 노출되도록하십시오.
        2. 칼카뉴 부착 - 아킬레스 건에서 시작 메스 블레이드를 사용하여, 조심스럽게 근위 부착에서 위장 근육을 분리.
        3. 조심스럽게 다양한 인접한 뼈에서 석회화를 잘라. 아킬레스 건을 분리 - 종골 표본과 여분의 연조직을 청소.
    2. 마이크로 컴퓨터 단층 촬영을 사용하여 힘줄의 단면적을 결정합니다.
      참고: 현재 연구(재료 표)에 사용된스캐너의경우 권장 설정은 55 kVP, Al 0.25 필터의 에너지로 5 μm의 해상도로 스캔하는 것입니다.
      1. 아가로즈 파우더를 초순수에 넣고 전자레인지에 1-3분간 섞어 아가로즈가 완전히 녹을 때까지 섞으세요. 30-45s용 전자레인지에 넣고 멈추고 소용돌이친 다음 끓이세요. 아가로즈로 가득 찬 3 분기까지 냉동 튜브를 채웁니다. 아가로즈를 약 5-10분 동안 식힙니다.
      2. 뼈를 거꾸로 삽입하여 저온 튜브에 표본을 일시 중단합니다.
        참고 : 뼈만 아가로즈 젤에 있어야합니다. 힘줄과 근육은 외부에 중단해야합니다.
    3. 스캔 후 메스 블레이드를 사용하여 힘줄에서 근육을 부드럽게 제거하십시오. 시편을 3D 프린팅 설비에 삽입합니다.
      참고: 그립은 각 테스트에 대해 재사용할 수 있습니다. 기구에 접착제 또는 에폭시를 사용하지 마십시오; 뼈는 프레스 핏으로 잡혀 있습니다.
    4. 접힌 얇은 티슈 페이퍼(2cm x 1cm) 사이에 힘줄을 삽입하고 붙이고 박막 그립을 사용하여 구조물을 고정합니다. 시편과 함께 3D 인쇄 설비를 테스트 그립에 부착합니다.
    5. 샘플 및 그립을 37°C(즉, 마우스 체온23)에서인산완충식염수(PBS)의 시험 조에 삽입한다.
  2. 인장 테스트
    1. 재료 테스트 프레임에서 인장 기계 테스트를 수행합니다.
      참고: 현재 스터디(재료 표)에 사용된 테스트프레임의경우 권장 프로토콜은 다음과 같은 것입니다.
      1. 계기 길이를 힘줄 부착에서 위쪽 그립까지의 거리로 정의합니다.
      2. 0.05 N과 0.2 N 사이의 5 사이클로 사전 조건.
      3. 120s를 유지합니다.
      4. 0.2%s의 실패에 장력을 사용합니다.
    2. 부하 변형 데이터를 수집합니다.
    3. 힘줄의 초기 게이지 길이를 기준으로 변형률을 계산합니다.
    4. 초기 힘줄 단면적(microCT에서 측정된 값)으로 나눈 힘으로 응력을 계산합니다.
    5. 점탄성 거동에 관심이 있는 경우, 고장 에 대한 장력 테스트 전에 응력 완화를 수행하고 준선형 점탄성모델(24)으로부터A, B, C, tau1 및 tau2와 같은 파라미터를 계산하기 위해 데이터를 사용한다.
    6. 하중 변형 곡선에서 강성(곡선선형 부분의 경사), 최대 힘 및 항복하는 작업(곡선 아래의 면적에서 항복력을 산출)을 계산합니다.
      1. 선형 최소 제곱회귀(25)에대한R2 값을 최대화하는 하중 변형 곡선에서 점의 창을 선택하여 선형 부분을 식별합니다.
      2. 강성은 하중 변위곡선(25,26)의선형 부분의 경사로 결정한다.
    7. 응력 변형 곡선에서 계수(곡선선형 부분의 경사), 강도(최대 응력) 및 복원력(응력을 산출할 곡선 아래의 영역)을 계산합니다.
      참고: RANSAC 알고리즘을 사용하여 출력량 변형률(x-값)은 y-fit이 예상 응력 값(y 값)의 0.5% 이상 이탈한 첫 번째 지점으로 정의됩니다. 항복 응력은 항복 변형의 해당 y 값입니다.
      참고: 현재 연구에서 설명한 단조인장 하중 외에도 순환 하중은 힘줄 피로 및/또는 점탄성 특성에 대한 중요한 정보를 제공할 수 있습니다. 예를 들어, Freedman 등. 뮤린 아킬레스 건(27)의피로 특성을보고했다.
    8. 인장 검사가 완료된 후 전체 뼈의 미세 계산 된 단층 촬영 스캔(예 : 상완골 및 calcaneus 샘플 스캔)을 수행합니다.
      참고: 현재 연구(재료 표)에 사용된스캐너의경우 권장 설정은 55kVP, Al 0.25 필터의 에너지로 6 μm의 해상도로 스캔하는 것입니다.
      1. 1.1.2.1-1.1.2.2 단계를 반복합니다.
    9. 1.1.3단계를 반복합니다.
    10. 스캐너와 호환되는 3D 시각화 프로그램을 사용하여 스캔한 개체의 볼륨 렌더링된 3D 모델을 만듭니다.
      참고: 현재 스터디에 사용된 프로그램은 재료 표에나열됩니다.
    11. 3D 개체를 검사하여 고장 모드 및 고장 사이트 영역을 확인합니다.
  3. 통계 분석: 모든 샘플 결과를 평균 ± 표준 편차(SD)로 표시합니다. 학생의 t-검정(두 꼬리 및 짝이 없는)을 사용하여 그룹 간 비교를 합니다. 중요도를 p< 0.05로 설정합니다.
    참고: 현재 연구에 사용된 통계 소프트웨어는 재료 표에나열되어 있습니다.

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결과

3D 프린팅 비품은 8주 된 뮤린 수명과 아킬레스 건을 테스트하는 데 사용되었습니다. 기계적으로 테스트된 모든 샘플은 인장 검사 후 microCT 스캔, 육안 검사 및 비디오 분석을 특징으로 하는 enthesis에서 실패했습니다. 우리의 실험실에서 상부 척추 힘줄 테스트에 대한 이전 및 현재 방법의 일대일 비교는 그림 3에도시되어 있습니다. 이전 방법28,29,30에서상완골은 에폭시에 내장되었고, 성장판 골절을 방지하기 위한 노력의 일환으로 상완골 위에 종이 클립을 배치하였다. 에폭시가 완전히 완화될 수 있도록 4-6시간이 필요했습니다(그림3),6-8개의 시편만 이 하루에 시험할 수 있도록 했습니다. 접근법의 또 다른 제한은 성장 판 골절을 방지하기 위한 종...

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토론

뮤린 동물 모델은 일반적으로 힘줄 장애를 연구하는 데 사용되지만, 기계적 특성의 특성화는 문헌에서 도전적이고 드문 일입니다. 이 프로토콜의 목적은 뮤린 힘줄의 인장 시험을 위한 시간 효율적이고 재현 가능한 방법을 설명하는 것이다. 새로운 방법은 샘플을 테스트하는 데 필요한 시간을 몇 시간에서 몇 분으로 단축하고 이전 방법에서 일반적인 문제였던 주요 파지 아티팩트를 제거했습니다.

이 프로토콜에 설명된 몇 단계는 뮤린 상서와 아킬레스 건을 기계적으로 테스트하는 효과적인 설비를 생성하는 데 중요합니다. 첫째, 1.1.4 단계는 원하는 골격의 3D 모델을 작성하는 데 필요합니다. 그러나 일반적으로 이 검사에 사용되는 고해상도로 인해 파일 크기가 너무 커서 솔리드 모델링 프로그램에 사용할 수 없습니다. 이 프로토콜에 사용된 소프트웨어는 파일 의 크기(1.1.6 단계)와 보존된 개체 형상을 성공적으로 줄였지만 다른 소프트웨어도 이를 달성하는 데 효과적일 수 있습니다. 둘째, 각 해부학 사이...

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공개 사항

저자는 공개 할 것이 없다.

감사의 글

이 연구는 NIH/NIAMS(R01 AR055580, R01 AR057836)에 의해 지원되었다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
아가로스피셔 사이언티픽BP160-100디스소블 1g을 100ml 초순수에 넣어 1% 아가로스를 만듭니다 
브루커 microCT Bruker BioSpin Corp스카이스캔 1272 작성자가 사용
일렉트로포스 TA Instruments3200테스트 플랫폼
에탄올 200 프루프피셔 사이언티픽A409470%로 희석하고 프로토콜에서 제안한 대로 사용
그립을 부착하기 위해 고정 장치저자
S-8115프로토콜에서 제안된 바와 같이
MicroCT CT-Analyser (Ctan)Bruker BioSpin Corp저자가 micro-CT 스캔을 시각화하고 분석하는 데 사용합니다 
MilliQ 물 (초순수)Millipore SigmaQGARD00R1 (또는 관련 정제기)100 ml 
MeshmixerAutodeskhttp://www.meshmixer.com/다듬기 위해 저자가 사용하는 무료 엔지니어링 소프트웨어
 Stratasys LTD정밀 프로토타이
Objet StudioStratasys LTD저자가 사용하는 PBS
- 인산염 버퍼링 식염수ThermoFisher Scientific100100312.5 L of 10% PBS 
에스& T ForcepsFine Science Tools00108-11저자가 사용
Scalpel Blade - #11Fine Science Tools10011-00저자
Scalpel Handle - #3Fine Science Tools10003-12저자
사용 SkyScan 1272Bruker BioSpin Corp저자가 마이크로 CT 스캔을 시각화하고 분석하는 데 사용 
Skyscan CT-VoxBruker BioSpin Corp저자가 마이크로 CT 스캔을 시각화하고 분석하는 데 사용합니다 
SkyScan NReconBruker BioSpin Corp저자가 마이크로 CT 스캔을 시각화하고 분석하는 데 사용합니다 
솔리드 웍스 CAD다쏘 시스템 è 저자가 사용하는 솔리드 모델링 컴퓨터 지원 설계
SuperGlueLoctite234790프로토콜에서 제안한
대로 테스팅 목욕가 사용하는맞춤형
박막 그립 저자가 사용하는
맞춤형 VeroWhitePlusStratasys LTD저자NA 3D 프린팅 재료
WinTest 작성자가 데이터를 수집하는 데 사용하는WinTest 소프트웨어
Kimwipes Kimberly-Clark이 맞춤 제작; 메시 Objet EDEN 260VS를 핑 사용 저자 제작 가 사용하는

참고문헌

  1. Girish, N., Ramachandra, K., Arun, G. M., Asha, K. Prevalence of Musculoskeletal Disorders Among Cashew Factory Workers. Archives of Environmental & Occupational Health. 67, 37-42 (2012).
  2. Thomopoulos, S., Parks, W. C., Rifkin, D. B., Derwin, K. A. Mechanisms of tendon injury and repair. Journal of Orthopaedic Research. 33, 832-839 (2016).
  3. Scott, A., Ashe, M. C. Common Tendinopathies in the Upper and Lower Extremities. Current Sports Medicine Reports. 5, 233-241 (2006).
  4. Praemer, A., Furner, S., Rice, D. P. Musculoskeletal Conditions in the United States. American Academy of Orthopaedic Surgeons. , (1992).
  5. Nourissat, G., Berenbaum, F., Duprez, D. Tendon injury: From biology to tendon repair. Nature Reviews Rheumatology. 11, 223-233 (2015).
  6. Galatz, L. M., Ball, C. M., Teefey, S. A., Middleton, W. D., Yamaguchi, K. The outcome and repair integrity of completely arthroscopically repaired large and massive rotator cuff tears. The Journal of Bone and Joint Surgery. 86, 219-224 (2004).
  7. Sher, J. S., Uribe, J. W., Posada, A., Murphy, B. J., Zlatkin, M. B. Abnormal findings on magnetic resonance images of asymptomatic shoulders. The Journal of Bone and Joint Surgery. 77, 10-15 (1995).
  8. Ker, R. F., Wang, X. T., Pike, A. V. Fatigue quality of mammalian tendons. The Journal of Experimental Biology. 203, 1317-1327 (2000).
  9. Wilson, J. J., Best, T. M. Common overuse tendon problems: A review and recommendations for treatment. American Family Physician. 72, 811-818 (2005).
  10. Fleischer, J., et al. Biomechanical strength and failure mechanism of different tubercula refixation methods within the framework of an arthroplasty for shoulder fracture. Orthopaedics & Traumatology: Surgery & Research. 103, 165-169 (2017).
  11. West, J. R., Juncosa, N., Galloway, M. T., Boivin, G. P., Butler, D. L. Characterization of in vivo Achilles tendon forces in rabbits during treadmill locomotion at varying speeds and inclinations. Journal of Biomechanics. 37, 1647-1653 (2004).
  12. Cavinatto, L., et al. Early versus late repair of rotator cuff tears in rats. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 27, 606-613 (2018).
  13. Potter, R., Havlioglu, N., Thomopoulos, S. The developing shoulder has a limited capacity to recover after a short duration of neonatal paralysis. Journal of Biomechanics. 47, 2314-2320 (2014).
  14. Connizzo, B. K., Sarver, J. J., Iozzo, R. V., Birk, D. E., Soslowsky, L. J. Effect of Age and Proteoglycan Deficiency on Collagen Fiber Re-Alignment and Mechanical Properties in Mouse Supraspinatus Tendon. Journal of Biomechanical Engineering. 135, 021019(2013).
  15. Beason, D. P., et al. Hypercholesterolemia increases supraspinatus tendon stiffness and elastic modulus across multiple species. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 22, 681-686 (2013).
  16. Miller, K. S., Connizzo, B. K., Soslowsky, L. J. Collagen fiber re-alignment in a neonatal developmental mouse supraspinatus tendon model. Annals of Biomedical Engineering. 40, 1102-1110 (2012).
  17. Cong, G. T., et al. Evaluating the role of subacromial impingement in rotator cuff tendinopathy: Development and analysis of a novel murine model. Journal of Orthopaedic Research. 36, 2780-2788 (2018).
  18. Thomopoulos, S., Birman, V., Genin, G. M. Structural Interfaces and Attachments in Biology. Infection and Immunity. 35, Springer. (2013).
  19. Boivin, G. P., et al. Biomechanical properties and histology of db/db diabetic mouse Achilles tendon. Muscles, Ligaments and Tendons Journal. 4, 280-284 (2014).
  20. Ansorge, H. L., Adams, S., Birk, D. E., Soslowsky, L. J. Mechanical, Compositional, and Structural Properties of the Post-natal Mouse Achilles Tendon. Annals of Biomedical Engineering. 39, 1904-1913 (2011).
  21. Shu, C. C., Smith, M. M., Appleyard, R. C., Little, C. B., Melrose, J. Achilles and tail tendons of perlecan exon 3 null heparan sulphate deficient mice display surprising improvement in tendon tensile properties and altered collagen fibril organisation compared to C57BL/6 wild type mice. PeerJ. 6, 5120(2018).
  22. Probst, A., et al. A new clamping technique for biomechanical testing of tendons in small animals. Journal of Investigative Surgery. 13, 313-318 (2000).
  23. Talan, M. Body temperature of C57BL/6J mice with age. Experimental Gerontology. 19, 25-29 (1984).
  24. Newton, M. D., et al. The influence of testing angle on the biomechanical properties of the rat supraspinatus tendon. Journal of Biomechanics. 49, 4159-4163 (2016).
  25. Schwartz, A. G., Lipner, J. H., Pasteris, J. D., Genin, G. M., Thomopoulos, S. Muscle loading is necessary for the formation of a functional tendon enthesis. Bone. 55, 44-51 (2014).
  26. Gimbel, J. A., Van Kleunen, J. P., Williams, G. R., Thomopoulos, S., Soslowsky, L. J. Long durations of immobilization in the rat result in enhanced mechanical properties of the healing supraspinatus tendon. Journal of Biomechanical Engineering. 129, 400-404 (2006).
  27. Freedman, B. R., Sarver, J. J., Buckley, M. R., Voleti, P. B., Soslowsky, L. J. Biomechanical and structural response of healing Achilles tendon to fatigue loading following acute injury. Journal of Biomechanics. 47, 2028-2034 (2014).
  28. Deymier, A. C., et al. The multiscale structural and mechanical effects of mouse supraspinatus muscle unloading on the mature enthesis. Acta Biomaterialia. 83, 302-313 (2019).
  29. Killian, M. L., Thomopoulos, S. Scleraxis is required for the development of a functional tendon enthesis. FASEB Journal. 30, 301-311 (2016).
  30. Schwartz, A. G., Long, F., Thomopoulos, S. Enthesis fibrocartilage cells originate from a population of Hedgehog-responsive cells modulated by the loading environment. Development. 142, 196-206 (2015).
  31. Bell, R., Taub, P., Cagle, P., Flatow, E. L., Andarawis-Puri, N. Development of a mouse model of supraspinatus tendon insertion site healing. Journal of Orthopaedic Research. 33, 25-32 (2014).
  32. Connizzo, B. K., Bhatt, P. R., Liechty, K. W., Soslowsky, L. J. Diabetes Alters Mechanical Properties and Collagen Fiber Re-Alignment in Multiple Mouse Tendons. Annals of Biomedical Engineering. 42, 1880-1888 (2014).
  33. Eekhoff, J. D., et al. Functionally Distinct Tendons From Elastin Haploinsufficient Mice Exhibit Mild Stiffening and Tendon-Specific Structural Alteration. Journal of Biomechanical Engineering. 139, 111003(2017).
  34. Mikic, B., Bierwert, L., Tsou, D. Achilles tendon characterization in GDF-7 deficient mice. Journal of Orthopaedic Research. 24, 831-841 (2006).
  35. Sikes, K. J., et al. Knockout of hyaluronan synthase 1, but not 3, impairs formation of the retrocalcaneal bursa. Journal of Orthopaedic Research. 36, 2622-2632 (2018).
  36. Wang, V. M., Banack, T. M., Tsai, C. W., Flatow, E. L., Jepsen, K. J. Variability in tendon and knee joint biomechanics among inbred mouse strains. Journal of Orthopaedic Research. 24, 1200-1207 (2006).
  37. Wang, V. M., et al. Murine tendon function is adversely affected by aggrecan accumulation due to the knockout of ADAMTS5. Journal of Orthopaedic Research. 30, 620-626 (2011).
  38. Zhang, K., et al. Tendon mineralization is progressive and associated with deterioration of tendon biomechanical properties, and requires BMP-Smad signaling in the mouse Achilles tendon injury model. Matrix Biology. 52-54, 315-324 (2016).
  39. Rooney, S. I., et al. Ibuprofen differentially affects supraspinatus muscle and tendon adaptations to exercise in a rat model. American Journal of Sports Medicine. 44, 2237-2245 (2016).
  40. Galasso, O., et al. Quality of Life and Functional Results of Arthroscopic Partial Repair of Irreparable Rotator Cuff Tears. Arthroscopy - Journal of Arthroscopic and Related Surgery. 33, 261-268 (2017).
  41. Sarver, D. C., et al. Sex differences in tendon structure and function. Journal of Orthopaedic Research. 35, 2117-2126 (2017).
  42. Razmjou, H., et al. Disability and satisfaction after Rotator Cuff decompression or repair: A sex and gender analysis. BMC Musculoskeletal Disorders. 12, 66(2011).

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