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방법 논문

마우스에서 반복된 Orotracheal 삽관

20.4K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/60844

⸱

2020년 3월 27일

 ,  , 
1Department of Veterinary Biosciences, The Ohio State University

이 논문에서

요약

이 문서의 목적은 실험실 마우스의 정교한 삽관 방법을 설명하는 것입니다. 이 방법은 비침습적이며, 따라서 호흡기 기능의 연속 모니터링 및 / 또는 폐로의 치료 의 주입을 필요로하는 연구에 이상적입니다.

초록

문헌은 기관에서 캐뉼라 배치의 직접적인 확인을 위해 구강 또는 복부 목에 절개를 통해 글로티스의 시각화를 필요로하는 마우스 삽관에 대한 몇 가지 방법을 설명합니다. 이러한 절차에 의해 피험자에게 유도된 상대적 어려움 또는 조직 외상은 종적 연구를 수행하는 조사자의 능력에 장애가 될 수 있다. 이 문서는 복부 목에서 모발을 제거하기 위해 제모를 사용한 후 마우스의 물리적 조작이 피부의 정도에 관계없이 orotracheal 삽관을 위한 기관의 경피적 시각화를 허용하는 기술을 보여줍니다. 착 색. 이 방법은 대상에 무해하고 쉽게 뮤린 해부학의 제한된 이해로 달성된다. 이 정제된 접근법은 질병의 진행을 모니터링하거나 치료의 주입을 모니터링하는 데 필요할 수 있는 반복적인 삽관을 용이하게 합니다. 이 방법을 사용하면 호흡기 질환의 마우스 모델에서 폐 기능을 측정하는 데 필요한 동물 및 기술 기술의 감소가 발생할 수 있다.

서론

실험실 마우스는 인간 호흡기 질환에 대한 일반적인 동물 모델입니다. 따라서, 치료 및 호흡 역학의 측정의 주입 모두를 목적으로 마우스 삽관에 대한 몇 가지 게시 된 방법이 있다. 기재된 절차의 대부분은 후두경 또는 광섬유 광원11, 2,23,34,4,5,,66,7과같은 특수 장비를 사용하여 구강을 통한 구강 을 통한 글로티스의 시각화가 필요합니다. 그러나, 이것은 상대적으로 큰 캐뉼라가 필요할 때, 연구원의 견해를 모호하게 할 수 있기 때문에 어려울 수 있습니다. Limjunyawong 등8은 작은 절단 절개가 기관의 시각화를 허용하는 복부 목의 중간선을 따라 이루어지는 삽관의 방법으로 이러한 우려를 해결했습니다. 절차에 따라 절개는 조직 접착제로 닫힙됩니다.

빈번한 반복된 삽관을 요구하는 연구 결과를 위해, 이 사이트의 연속적인 절개 및 폐쇄는 복부 목에 피부 여백 및 조직 외상의 신부전을 요구합니다. 경구 삽관에 대한 경피적 기관 시각화 접근법의 목적은 마우스에서 반복된 삽관 연구뿐만 아니라 단일 삽관 이벤트에 특히 적합한 정제된 비침습적 기술을 제공하는 것입니다.

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프로토콜

여기에 설명된 모든 동물 활동은 오하이오 주립 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)의 승인을 받았으며 AAALAC 공인 시설에서 수행되었습니다.

1. 절차 준비

  1. 삽관 플랫폼을 구성합니다. 적절한 플랫폼 경사를 달성하려면 3인치(7.6cm) 3링 바인더를 사용하십시오. 3-0 실크 또는 다른 스레드 재료의 15-20cm 길이를 반으로 접고 기울어진 플랫폼의 상단에 실의 끝을 테이프로 부착하여 서스펜션 루프를 만듭니다(그림 1).
  2. 적절한 크기와 길이의 캐뉼라를 선택합니다.
    참고: 20-30g 마우스의 경우 1-1.5인치(2.5−3.8cm) 길이의 카테터를 최대 18G까지 사용할 수 있습니다. 본 연구를 위해, 18주령 암컷 BALB/c 및 10주된 C57BL/6 마우스(각 균주의 n=3)를 사용하였다. 불투명한 백색 카테터 칼집은 최상의 경피 적 시각화를 제공합니다.
  3. 카테터의 말단 끝에서 경사를 자르고 연마용지로 절단된 표면을 부드럽게 하여 둥근 경사팁을 만듭니다. 경사에서 약 1cm 떨어진 캐뉼러에 약간의 굴곡을 부드럽게만듭니다(그림 2).
    참고: 각 마우스에 새 카테터를 사용해야 합니다.
  4. 케타민 (5.4 mg / g 체중)과 자일라진 (16 μg / g 체중)으로 마우스를 심상 으로 투여하여 마취시.  멸균 된 ophthalimic 연고를 눈에 바르고.
    참고: 적당한 마테스테틱 깊이는 단단한 발가락 핀치에 마우스의 반응의 부족에 의해 달성됩니다.
  5. 각진 표면의 상단에 있는 실크 실 주위의 상부 절개를 연결하여 삽관 플랫폼상의 척추 위치에서 마우스를 일시 중단합니다(그림3). 마우스가 등지 의 자세로 배치되면, 부드럽게 꼬리의 베이스를 잡고 테이블쪽으로 꼬리를 철회. 테이프 조각을 꼬리 밑면 위에 놓아 마우스를 고정합니다.
  6. 제모 크림(재료표)을복부 자궁 경부 부위에 30-45 s의 경우 마른 거즈를 사용하여 자궁 경부 부위에서 모든 제모 크림을 제거하십시오. 필요한 경우 신청 프로세스를 반복합니다. 식염수 나 증류수로 피부를 철저히 헹구어 잔여물을 제거한 다음 건조시하십시오.

2. 삽관 절차

  1. 캐뉼라의 도입을 위해 입을 충분히 여는 방식으로 혀를 부드럽게 후퇴시키기 위해 비지배적 인 손에 똑바로 평평한 집게를 사용하십시오.
    참고: 쥐 치집이 혀를 손상시킬 수 있기 때문에 사용해서는 안됩니다.
  2. 지배적 인 손으로 캐뉼라를 입안으로 전진시키면 약간의 굴곡에 말단이 피험자의 입의 지붕에 닿도록합니다.
  3. 혀를 풀어 내고 닫힌 집게의 평평한 가장자리를 복부 목에 따라 미끄러져 마누브리움에 도달 할 때까지 밀어 내십시오. 이 운동은 측면타액선을 변위시키고 기관을 덮는 근육을 평평하게 합니다. 기관선은 흰색 선으로 경피적으로 나타납니다(그림 3A). 필요한 경우, 캐그 방향으로 피부에 장력을 유지하면서 격노 방향으로 집게를 회전하여 측면 변위된 타액선이 최고조에 달하게 합니다. 이 기동은 기관 주위에서 더 많은 대비를 만듭니다(그림 3B).
    참고: 기관을 붕괴시키고 호흡을 손상시킬 수 있으므로 복부 목에 과도한 힘을 피하십시오.
  4. 동시에 손목의 동시 굴곡으로 지배적 인 손의 supination에 의해 캐뉼라의 원위 끝을 통풍구로 낚시하면서 캐뉼라를 진행합니다.
  5. 캐뉼라의 적절한 배치는 기관내의 불투명 캐뉼라의 시각화에 의해 표시됩니다(그림 4B, D). 캐뉼라가 매스터 근육의 기원 수준을 지나서 진행된 경우 기관내 캐뉼라의 시각화가 확인되지 않은 경우, 캐뉼라를 철회하고 기동을 다시 시도한다.
  6. 폐 인플레이션 전구를 캐뉼라에 연결하고 장치의 동시 우울증으로 흉부 확장을 관찰하여 적절한 캐뉼라 배치를 확인하십시오.
  7. 캐뉼라를 대체하지 않고 삽관 플랫폼에서 마우스의 앞니를 조심스럽게 풀습니다. 마우스를 수평플랫폼(재료 표)으로이동하고 캐뉼라를 인공호흡기의 어댑터에 삽입합니다. 깊은 인플레이션에 따라, 60 s에 대 한 마우스를 환기 다음 호흡 저항을 측정.

3. 복구

  1. 절차가 완료되면 마우스를 데운 플랫폼으로 이동합니다. 가벼운 발가락이나 꼬리 핀치를 통해 일정한 자극을 제공하여 자발적인 호흡을 장려하십시오.
  2. 마우스가 그냥 츄를 시작하면 절전이 발생할 수 있습니다. 허브 의 수준에서 캐뉼라를 잡고 캐뉼라가 피사체의 입에서 완전히 제거 될 때까지 튜브를 두개골에서 조심스럽게 당기고 마우스에서 멀리 당깁니다.
    참고: 복구 과정에서 가능한 한 오랫동안 경질 캐뉼라와 함께 기도 지지체를 제공하는 것이 바람직하다.
  3. 일단 방출되면, 열 지원깨끗한 복구 케이지에 마우스를 전송합니다. 마우스가 완전히 외래되고 복구가 완료될 때까지 마우스를 계속 모니터링합니다.

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결과

기준선 폐 기능의 직렬 모니터링
18주령 암컷 BALB/c 및 10주령 C57BL/6 마우스(각 균주의 n=3)를 0일째, 3일, 10일 및 17일에 기재된 방법을 사용하여 삽관하였다. 매일 삽관에 이어, 피험자는 100%산소(재료표)를공급받은 기계식 인공호흡기에 연결하였다. 호흡 저항성(Rrs)은 5s에 대해 25 cmH2O로깊은 인플레이션을 따라 60s에 대한 강제 진동 기술을 사용하여 측정하였다. 생리적 범위 내의 Rrs 값과 함께 이 지속적인 호흡과 관련된 소프트웨어 오류는 캐뉼라의 적절한 배치에 대한 추가 지원을 제공합니다. 데이터는 각 스트레인 내의 시간 점 사이에서 관찰된 측정된 Rrs의 유의한 차이를 밝혀냈다(그림5). 시간이 지남에 따라 Rrs의 증가가 없는 것은 4개의 연속적인 시간 지점에 걸쳐 호흡기에 있는 외상 관련 염증에 부족을 나타낸다는 것을 가정합니다.

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토론

경피 적 기관 시각화 기술을 사용하여 삽관은 표준 피부 절개 방법에 대한 세련된 접근 방식을 제공합니다. 몇 가지 주요 단계에 특별한주의를 기울여 삽관을 쉽고 빠르게 달성 할 수 있습니다. 동물은 부드러운 후퇴에 고정 된 마우스와 삽관 플랫폼에 등도 recumly에 정사각형으로 배치해야합니다. 이렇게 하면 동물을 수직 정렬과 삽관에 대한 적절한 위치로 확장합니다. 또한, 제모 크림은 30-45 s 이상 동물의 피부에 접촉하지 않아야하며 모든 잔류 물을 제거하기 위해 철저히 헹구어야합니다. 제모 크림과의 피부 접촉이 확대되면 동물에 불필요한 통증을 유발하고 궤양은 기관의 시야를 방해할 수 있습니다9. 지배적 인 손이 강변염에 카테터를 도입하기 때문에 적절한 손목 움직임을 사용하는 것이 필수적입니다. 지배적 인 손목은 손이 신의 움직임으로 움직이는 동안 구부러져야합니다. 또한 기관지를 시각화하기 위해 집게의 평평한 가장자리가 복부 목에 눌려있기 때문에 피사체를 면밀히 모니터링하는 것이 중요...

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공개 사항

저자는 공개 할 것이 없다.

감사의 글

저자들은 루시아 로사스, 로렌 두리틀, 리사 조셉, 린지 퍼거슨의 기술 지원과 동물 보호 지원을 위한 대학 실험실 동물 자원에 감사드립니다. 이 작품은 NIH T35OD010977 및 R01-HL102469에 의해 지원됩니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
18 G x 1 1/4" 정맥 내 카테터, SafeletFisher Scientific#14-841-14삽관용 캐뉼라
70% 에탄올, 10 LFisher Scientific25467025세척 캐뉼라
연마지(사포)Porter-Cable74001201캐뉼라 준비
AnaSed(자일라진 멸균 용액) 주사제(100mg/mL)Akorn Animal HealthNDC# 59399-111-50마취
블루 라벨링 테이프 (0.5 in x 14 yds)Fisher Scientific15966삽관 플랫폼에 대한 구속
바늘 없는 꼰 실크 봉합사, 비멸균, (3-0)Henry ScheinItem #1007842삽관 플랫폼
Deltaphase 등온 패드Braintree Scientific39DP마우스 체온 조절 및 회복
Deltaphase 운영 보드Braintree Scientific39OP마우스 회수 (발관 전)
증류수ThermoFisher15230253제모 후 마우스 청소
눈 가위, 각지고 날카 롭고 날카로운Harvard Apparatus72-8437캐뉼라 준비
FlexiVent (FX 모듈 2)ScireqN / A폐 기능 데이터 기록 (절차를 수행하는 데 필요하지 않으며 이 연구에서 절차를 검증하는 데 사용됨)
거즈 스폰지Fisher Scientific13-761-52제모
헤비 듀티 3" 3-링 뷰 바인더스테이플24690CT삽관 플랫폼
Instat 소프트웨어GraphpadN/A통계 분석 소프트웨어
인슐린 주사기(0.5 cc, U100)Fisher Scientific329461마취 투여
케타민 HCl 주사, USP (100 mg/mL)Llyod LaoratoriesList No. 4871Anesthesia
Lung inflation bulbHarvard Apparatus72-9083캐뉼라 배치 확인
Micro Forceps, Curved, SmoothHarvard Apparatus72-0445캐뉼라 시각화
를 위해 혀를 집어넣고 목에 긴장을 만듭니다.Nair (제모 로션), 9 oz 병Church & 드와이트42010440제모
균 식염수(0.9%), 10mLFisher ScientificNC9054335마취, 제모 후 피부 세척
멸

참고문헌

  1. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
  2. Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).
  3. Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).
  4. Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).
  5. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).
  6. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  7. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).
  8. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).
  9. Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).
  10. McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).

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