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방법 논문

종양 세포의 측면 꼬리 정맥 주입 다음 폐 전이의 병리학 적 분석

9.3K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/61270

⸱

2020년 5월 20일

 ,  ,  , 
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center, 2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

이 논문에서

정오 공지

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

요약

암세포의 정맥 주사는 전이 연구에서 자주 사용되지만 전이성 종양 부담은 분석하기 어려울 수 있습니다. 본명, 전이의 꼬리 정맥 주사 모델을 시연하고 결과전이성 폐 종양 부담을 분석하는 새로운 접근법을 포함한다.

초록

대부분의 암 환자를 위한 이환율 과 사망의 1차 원인인 전이는 마우스에서 전임상적으로 모델링하는 것이 어려울 수 있습니다. 몇 가지 자발적인 전이 모델을 사용할 수 있습니다. 따라서, 적절한 세포주의 꼬리 정맥 주입을 포함하는 실험전이 모델은 전이 연구의 주축이다. 암세포가 측면 꼬리 정맥에 주입될 때, 폐는 식민지화의 그들의 바람직한 사이트입니다. 이 기술의 잠재적 인 제한은 전이성 폐 종양 부담의 정확한 정량화입니다. 몇몇 조사자는 사전 정의된 크기의 macrometastases를 계산하고 조직의 단면 다음 micrometastases를 포함하는 동안, 그 외는 일반적인 조직 지역에 근거를 둔 전이성 병변의 지역을 결정합니다. 이 두 정량화 방법 모두 전이성 부담이 높을 때 매우 어려울 수 있습니다. 본명, 우리는 영상 분석 소프트웨어를 사용하여 전이성 종양 부담을 정량화하는 고급 방법에 이어 폐 전이의 정맥 주사 모델을 시연한다. 이 프로세스를 통해 평균 전이 크기, 총 전이 수 및 총 전이 영역을 포함한 다중 엔드 포인트 매개 변수를 조사하여 포괄적인 분석을 제공할 수 있습니다. 또한, 이 방법은 정확도를 보장하기 위해 미국 수의병리학자(SEK)에서 인증한 수의병리학자 위원회에 의해 검토되었습니다.

서론

매우 복잡하고 비효율적인 과정임에도 불구하고1, 전이는 암 환자의 이환율과 사망률에 중요한 기여이다2. 사실, 대부분의 암 관련 죽음은 질병의 전이성 퍼짐에 기인합니다3,4. 종양 세포가 성공적으로 전이되기 위하여는, 그(것)들은 1 차 적인 사이트에서 분리하고, 인접한 기질기를 통해 침략하고, 혈액 순환 또는 림프로 침입하고, 이차 사이트의 모세관 침대로 여행하고, 이차 조직으로 사치스럽게, 증식하거나 전이성 병변을 형성하기 위하여 증가하거나 성장해야 합니다. 마우스 모델의 사용은 전이성 파종 및 growth6,7을 담당하는 분자 메커니즘의 이해를 증진하는 데 매우 중요했습니다. 본명, 우리는 유방암 전이에 초점을 맞추고, 유전자 변형 마우스 모델뿐만 아니라 이식 방법이 종종 사용되는 - 장점과 한계의 자신의 세트와 각각.

유전자 조작 된 유방 종양 모델은 MMTV-LTR (마우스 유방 종양 바이러스 긴 말단 반복) 및 WAP (유청 산성 단백질)를 포함한 유방 선및 특정 프로모터를 사용하여 유방 상피8에서 트랜스 유전자의 발현을 유도합니다. 폴리마 중형 T 항원(PyMT), ErbB2/Neu, c-Myc, Wnt-1 및 simian 바이러스 40(SV40)을 포함한 온코진은 이러한 방식으로 발현되었으며, 이러한 유전 적 모델은 1차 종양 개시 및 진행을 연구하는 데 유용하지만, 몇 가지 판독적으로 대사를 거친 장기에 대해 보다 쉽게 대사한다. 더욱이, 이러한 유전 마우스 모델은 종종 자발적 또는 실험 전이 모델보다 더 많은 시간과 비용이 금지된다. 전이를 연구하기 위해 대부분의 유전자 조작 된 유방 종양 모델의 한계를 감안할 때, 이식 기술은이 복잡한 과정을 연구하는 매력적인 방법이되고있다. 여기에는 직교, 꼬리 정맥, 심장 내 및 적합한 세포주의 두개 내 주입이 포함됩니다.

여러 유방암 세포주가 유방 지방 패드14,15로 직교 주입에 따라 쉽게 전이되지만, 전이성 종양 부담의 일관성과 재현성은 도전이 될 수 있으며, 이러한 연구의 기간은 몇 달의 순서에 있을 수 있습니다. 폐 전이를 평가하기 위해, 특히, 꼬리 정맥내의 정맥 주사는 종종 전이성 확산이 일반적으로 몇 주 내에 발생하는 보다 재현 가능하고 시간 효율적인 방법입니다. 그러나, 정맥 주사 모델은 전이성 캐스케이드의 초기 단계를 우회하기 때문에, 이러한 연구의 결과를 해석에주의를 기울여야한다. 이 데모에서는 정확하고 포괄적인 분석 방법과 함께 유방 종양 세포의 꼬리 정맥 주입을 보여줍니다.

연구 공동체가 유방암 전이의 복잡한 과정을 이해하는 데 상당한 진전을 이루었음에도 불구하고 현재 150,000명 이상의 여성이 전이성 유방암16을 가지고 있는 것으로 추정됩니다. 단계 IV 유방암을 가진 사람들의, >36% 환자의 폐 전이17이 있습니다; 그러나, 전이의 부위 별 패턴 및 발생률은 분자 하위타입18,19,20,21에 따라 달라질 수 있다. 유방암 관련 폐 전이를 가진 환자는 이 질병을 위한 효과적인 처리 및 새로운 biomarkers를 확인하는 필요를 강조하는 단지 21 달의 중앙 생존이 17. 종양 세포의 정맥 주사를 포함하여 실험적인 전이 모형의 사용은, 이 중요한 임상 도전의 우리의 지식을 계속 전진할 것입니다. 디지털 이미징 병리학 및 이 프로토콜 내에서 설명된 전이성 폐 종양 부담 분석 방법과 결합될 때, 꼬리 정맥 주사는 유방암 전이 연구를 위한 귀중한 도구입니다.

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프로토콜

동물 사용은 OSU 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC)-승인 프로토콜 2007A0120-R4 (PI: 지나 사이즈모어 박사)에 따라 대학 실험실 동물 자원 (ULAR) 규정을 따랐다.

1. 유방암 세포의 꼬리 정맥 주입

  1. 세포 및 주사 주사기 의 준비
    1. 사용되는 마우스 및 세포 농도의 수에 따라 적절한 수의 세포를 플레이트.
      참고: 전이의 발달에 주입된 세포의 수와 시간은 사용된 세포주에 따라 달라지며 최적화되어야 합니다. 본 데모에서, 1 x 106 MDA-MB-231 세포는 NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ(NSG) 마우스로 정맥주사되고, 거시성 폐 병변은 24일 이내에 사후 주입 후 관찰된다. MVT1 뮤린 유방 종양 세포 17의 경우, 3 x 106 세포는 14일22,23에 의해 관찰된 수많은 폐 전이를 가진 면역 유능한 FVB/N 마우스로 주입된다.
    2. 1x PBS로 세포판을 흡입하고 헹구세요. 트립시니징 셀을 최소한의 부피로, 적절한 양의 매체를 추가하고, 혈종계 또는 다른 바람직한 방법을 사용하여 세포를 계산합니다. Trypan 파란색(0.4%) 또는 기타 라이브/데드 셀 염료를 사용하여 실행 가능한 세포 수를 결정할 수 있습니다.
    3. 펠릿 셀은 180 x g 에서 5 분 동안 회전합니다.
    4. 마우스당 100 μL의 부피가 주입되는 멸균 1x PBS에서 적절한 수의 세포를 재일시 중단합니다. 생존력을 유지하기 위해 얼음에 세포 현탁액을 유지합니다.
    5. 주입 하기 전에, 완전히 응고를 피하기 위해 200 μL 또는 1 mL 파이펫으로 세포를 다시 중단. 28G 인슐린 주사기에 100 μL을 그립니다( 재료 표 참조).
    6. 주사기를 수직으로 유지하고 주사기를 두드리고 플런저를 천천히 조정하여 기포를 제거하십시오. 정맥에 기포를 주입하면 치명적일 수 있는 공기/가스 색전증이 발생할 수 있습니다.
  2. 측면 꼬리 정맥 주입
    참고: 실험적인 유방암 전이 assays를 위해, 주사는 6주 된 암컷 마우스를 > 수행됩니다.
    1. 꼬리에 의해 마우스를 처리하고 적절한 크기의 슬롯 튜브 / 구속 장치로 동물을 밀어 넣습니다 (사용되는 구속 장치에 대한 재료 표 참조).
    2. 구속 장치의 플러그 부분을 삽입하고 측면 꼬리 정맥이 쉽게 볼 수 있도록 측면에 마우스를 배치합니다. 마우스는 생식기, 등류 정맥 및 2 개의 측면 카우달 정맥에 맞춰 복부 동맥을 가지고 있습니다.
    3. 무균 닦아 마우스 꼬리의 표면을 청소합니다. 검지 손가락과 엄지 손가락 사이의 꼬리를 지배적이지 않은 손으로 잡고 약간의 긴장을 가합니다.
    4. 꼬리의 말단 부분에서 시작하여, 벨끝으로 정맥에 평행하게 바늘을 삽입한다.
    5. 허용되는 경우 조심스럽게 바늘 을 다시 캡 하고 20-30 ° 각도로 구부립니다. 한 손으로 접근하거나 바늘 재래핑 장치를 적극 권장합니다.
      참고: 정맥이 붕괴될 수 있으므로 흡인할 필요는 없습니다. 그러나, 혈액의 작은 플래시처음 배치 될 때 볼 수 있습니다. 바늘은 적절한 배치와 정맥으로 원활하게 진행됩니다.
    6. 전체 볼륨을 정맥에 천천히 분배합니다. 플런저를 밀어붙일 때 저항해서는 안 됩니다.
    7. 저항이 느껴지면 주사기 바늘을 즉시 제거하십시오. 필요한 경우 꼬리의 근위 쪽 끝으로 이동하거나 측면 정맥을 반대하는 바늘 (이상적으로 3 번 이상 시도)을 다시 삽입하십시오.
    8. 소량의 혈액은 주사 후 대체 될 가능성이 높습니다. 멸균 거즈로 부드러운 압력을 가하고 무균 닦아 닦아냅니다.
    9. 즉시 적절한 날카로운 용기에 주사기를 폐기하십시오.
    10. 마우스를 깨끗하고 통풍이 잘 되는 케이지로 되돌리고 고통의 징후를 모니터링합니다.
    11. 전이 형성의 징후 (노동 호흡, 구부러진 자세, 체중 감소) 및 일반적인 고민에 대한 마우스 2-3x / 매주 모니터링. 전이의 발달 시간은 세포주와 마우스 변형에 달려 있습니다.
    12. 생체 내 살아있는 동물 영상 장치를 사용하는 경우, 화상 마우스는 세포의 성공적인 주입을 확인하고 시간 "제로"데이터를 얻기 위해 꼬리 정맥 주입 직후 (생체 내 생체 발광 화상 진찰에 대한 구체적인 세부 사항은 본원에 포함되지 않지만 양 외 24에 의해 설명된다).

2. 폐 조직 고정 및 전이성 폐 종양 부담의 분석

  1. 조직 병리학을 위한 폐의 구조적 형식을 유지하기 위한 폐 조직 인플레이션
    1. 승인된 안락사 절차(예: 챔버 부피/분의 30-70% 변위)가 뒤따르고, 핀이 있는 해부판에 마우스 시체를 고정한다. 해부 중에 마우스의 털을 막기 위해 70%의 에탄올을 스프레이하거나 바르십시오.
      참고: 이산화탄소 질식은 특히 느린 유량에서 예상되는 배경 병변으로 폐 출혈을 일으킬 수 있습니다.
    2. 중음절절로 흉부를 열고 복막을 통해 절개/캐니드를 확대하고, xyphoid 과정을 파악하여 다이어프램을 잘라냅니다.
    3. 별도의 가위를 사용하여 블레이드를 무디게하지 않고 흉골의 양쪽을 따라 갈비뼈를 자르고 조심스럽게 갈비뼈를 제거하여 폐가 확장 될 수있는 공간을 남겨 둡시하십시오.
    4. 하안 타액 땀샘과 적외선 근골격계를 제거하여 기관지를 분리합니다. 기관의 양쪽에 핀을 배치하면 바늘 삽입 중에 원치 않는 움직임을 방지 할 수 있습니다.
    5. 26 G 주사기를 2-3mL의 10% 중성 버퍼포름으로 채우고 기관지에 삽입한다.
    6. 천천히 포르말린을 주입하고 폐가 팽창하는 것을 감시합니다 (일반적으로 포르말린의 ~ 1.5 mL이 필요합니다).
    7. 포르말린이 폐에서 누출하기 시작하면 (인플레이션을 피하기), 한 쌍의 집게로 기관을 꼬집어 주사기 바늘을 제거하고 전체 호흡기 장치를 분리하십시오. 조직의 추가 트리밍이 수정 후 수행 할 수 있기 때문에 폐, 심장 등을 포르말린에 직접 배치하십시오.
    8. 표준 방법을 사용하여 완전한 처리, 포함, 조직의 단면, 헤마톡시린 및 에오신 (H&E) 염색.
  2. 전이성 폐 종양 부담 분석
    1. 40배율의 고해상도 슬라이드 스캐너에서 H&E 염색 폐 단면을 스캔합니다(그림 3).
    2. 폐 전이의 정량화를 위해 이미지 분석 소프트웨어(예: Visiopharm 이미지 분석)로 이미지를 가져옵니다.
      참고: 새 사용자는 이미지 분석 소프트웨어를 사용하기 위해 현장 또는 온라인 교육을 받는 것이 좋습니다. 수많은 웨비나 도 상용 웹 페이지를 통해 사용할 수 있습니다.
    3. 소프트웨어의 앱 라이브러리에서 Visiopharm 10118 H&E 폐 전이 앱을 선택합니다.
      참고 : 이 응용 프로그램의 목적은 H&E 스테인드 슬라이드에 폐 전이를 표시하고 정량화하는 것입니다. 10118 H&E 폐 전이 앱의 일환으로, 첫 번째 이미지 처리 단계는 조직 검출 앱으로 폐 조직을 분할합니다. 두 번째 이미지 처리 단계는 폐 조직 내부의 전이를 식별하는 전이 감지 앱을 사용합니다. 전이는 전이로 식별되기에 대해 너무 잘못 모양이 있거나 너무 빨갛거나 너무 희소한 영역과 함께 모양을 통해 식별됩니다.
    4. 모양과 희소성 을 정의하는 매개 변수를 조정하여 대표 이미지에 가장 잘 맞춥니다. 종양 전이 및 정상 폐 조직의 분할 영역은 각 조직 유형에 대해 상이한 색 레이블을 사용하여 표시될 수 있다.
      참고: 앱이 정상 폐 조직과 전이를 정확하게 분리할 수 없는 경우, Visiopharm 결정 포리스트 프로그램을 사용하는 사용자 지정 앱은 실험에 대해 수행한 대로 작성해야 할 수 있습니다( 그림 2 및 그림 3 참조). 사용자 지정 알고리즘 작성에 대한 자세한 내용은 아래를 따릅니다. 그렇지 않으면 2.2.9 단계로 진행하십시오.
    5. 원하는 이미지에 여러 클래스 (즉, 폐 조직 (비 신생물), 전이, 적혈구, 상피 및 / 또는 공백을 훈련하여 작동하는 결정 숲 프로그램을 엽니 다. 도 2에서 종양 전이는 파란색이고 정상 조직은 녹색이며 기관지 상피는 노란색입니다. 또한 적혈구는 빨간색과 공기 공간에 분홍색으로 되어 있습니다.
    6. 이미지에 대한 각 클래스 를 적절하게 교육하기 위해 예 또는 아니오 질문의 프롬프트 시리즈를 따르십시오. 알고리즘의 정확도는 예/아니오 질문의 수를 결정합니다. 분석을 위해 사용자 지정 알고리즘/앱은 정확도를 50(범위 0-100 범위)으로 설정하여 작성되었습니다.
    7. 알고리즘/앱의 정확도를 높이기 위해 필터를 적용하여 각 클래스의 기능을 조정하여 알고리즘/앱의 정확도를 향상시킵니다. 피처는 클래스가 이미지를 보는 방식을 변경하여 특정 색상이나 강도를 가져옵니다.
      참고: 사용자 지정 알고리즘의 경우 8500 μm2 이상을 측정하는 전이가 전이로 표시되고 측정됩니다. 이것은 크기 차이를 차지하고 전이가 너무 작아서 감지할 수 없습니다. 8500 μm2 미만의 작은 모양의 영역과 작은 전이성 영역이 정상 조직 정량화에 포함되었다.
    8. 앱 또는 사용자 지정 알고리즘에서 수정된 설정을 저장한 다음 알고리즘/앱을 전체 집합 또는 일련의 H&E 염색 조직에 적용합니다.
    9. 마지막으로 표 1에 나열된 변수를 포함하는 모든 출력 변수를 내보냅니다. 미크론 제곱(μm2)의 면적은 각 조직 유형에 대해 정량화될 수 있으며 백분율은 표본 총 순 조직 영역(즉, 총 조직 마이너스 공공간)으로부터 유래된다.
    10. 사용자 지정 알고리즘을 만들 때, 정확한 측정을 보장하고 조직 유형을 구별하기 위해 수의 병리학자 보드 인증 수의 병리학자와 협의하여 조직 마크업을 검토하십시오.

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결과

꼬리 정맥 주사를 위해 표지가 없는 세포를 사용하는 경우, (1) 거세메타제가 관찰될 수 있는 경우 또는 (2) 현미경 전이가 존재하는 경우 내시경 분석 후 부검 시간까지 폐 식민지화를 확인하기 어려울 수 있다. 광범위한 전이성 폐 종양 부담으로 마우스는 호흡을 수고하게 됩니다. 어떤 종양 연구와 마찬가지로, 마우스는 주의 깊게 연구 기간 내내 감시되어야 합니다. 표지 된 세포의 사용은 성공적인 꼬리 정맥 주입을 확인하는 쉬운 방법입니다; 따라서 데모에서 luciferase 태그 MDA-MB-231 세포의 사용. 그러나 생체 내 이미징이 실험 설계 및 기타 요인에 따라 항상 가능하거나 필요한 것은 아닙니다. 도 1A는 정확한 주입의 확인으로 루시파라래이태그 MDA-MB-231 세포의 꼬리 정맥 주입 후 2 시간 미만 흉부 공간에서 생물 발광 신호를 나타낸다. 이 실험의 경우, 흉부 부위의 광자 수는 시간이 지남에 따라 증가하고 강력한 생물 발광 신호가 24 일째에 존재합니다(...

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토론

연구원이 전이를 위한 실험 모형으로 종양 세포의 정맥 주사를 계속 사용함에 따라, 결과전이성 종양 부담을 분석하는 표준 사례는 부족합니다. 경우에 따라 특정 세포주를 조작하거나 화학 화합물을 사용하는 경우 전이성 종양 부담의 현저한 차이를 거시적으로 관찰할 수 있다. 그러나, 다른 경우에, 전이성 파종 및 성장에 있는 미묘한 다름은 철저한 병리학 적인 분석 없이 간과되거나 잘못 해석될 수 있습니다. 이 연구는 전이성 폐 종양 부담 분석의 포괄적인 방법을 포함하 여 이전에 발표 된 꼬리 정맥 주입 프로토콜을 진행합니다. 중요한 것은, 이러한 디지털 병리학 분석 방법은 자발적전이뿐만 아니라 다른 실험전이 모델(즉, 심내 외성 등) 및 환자 유래 제노이식(PDX) 모델뿐만 아니라 자발적인 전이성 주입에 따른 폐 전이성 종양 부담의 정량화에도 적용될 수 있다. 수의병리학자에 의한 디지털 이미징 및 소프트웨어 알고리즘 개발의 사용은 전이성 폐 종양 부담을 분석하기 위해 이 접근법의 재현성, 정확성 및 철저함을 보장합니다

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공개 사항

저자는 공개 할 것이 없습니다.

감사의 글

대표적인 데이터는 국립암연구소(K22CA218549~S.T.S.S)를 통해 지원되었다. 본 원에 보고된 포괄적인 분석 방법 개발에 도움을 주는 것 외에도, 오하이오 주립대학 종합암 센터 비교 병리학 및 마우스 Phenotyping 공유 리소스(디렉터 – 크리스타 라 펄, DVM, 박사)에게 조직학 및 면역 조직화학 서비스 및 알고리즘 개발 및 분석을 위한 병리학 이미징 코어에 감사드립니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
알코올 준비 패드Fisher Scientific22-363-750주사 전 꼬리 청소
해부 가위Fisher Scientific08-951-5마우스 해부 및 폐 조직 팽창
DMEM with L-Glutamine, 4.5g/L 포도당 및 피루브산 나트륨Fisher ScientificMT10013CVMDA-MB-231 및 MVT1 세포주를 위한 세포 배양 배지 베이스
Dulbecco의 인산염 완충 염 용액 1xFisher ScientificMT21030CV위한 종양 세포 재현탁에 사용됨
OSU는 해부 중 마우스의 털을 최소화하는 데 사용됨; 주의 - 가연성
Evan's blue dyeMillipore SigmaE2129꼬리 정맥 주입 방법을 사용한 연습을 위해 멸균 PBS에서 1 %로 사용; 사용 주의 - 위험한 시약
태아 소 혈청Millipore SigmaF4135세포 배양 배지 첨가제; DMEM 겸자에 10%로 사용
Fisher Scientific10-270해부 및 폐 조직 팽창
FVB/NJ 마우스The Jackson Laboratory001800MVT1 세포
혈구계(Bright-Line)용 syngeneicMillipore Sigma세포 수를 얻기 위한 세포 배양에 사용하기 위한
인슐린 주사기(28G)Fisher Scientific14-829-1B(BD 329424)
MDA-MB-231 세포ATCC인간 유방암 세포주
MVT1 세포마우스 유방 종양 세포
바늘(26G)Fisher Scientific14-826-15마우스의 주사기를 팽창시키는 데 사용됩니다. 폐
중성 완충 포르말린 (10 %)피셔 사이언티픽245685조직 고정제로 사용되며 폐 조직을 팽창시킵니다. 주의하십시오 - 위험한 시약
NOD. Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) 마우스Jackson Laboratory005557OSUCCC에 의해 유지 관리 대상 검증 공유 리소스
페니실린 스트렙토마이신 100xThermoFisher15140163배양 배지
첨가제 멸균 거즈Fisher Scientific출혈이 발생할 경우 마우스의 꼬리에 압력을 가하기 위한
주사기(5mL)Fisher Scientific14-955-458쥐 폐 조직
꼬리 정맥 억제Braintree Scientific, Inc.TV-150 STD꼬리 정맥 주사를 위해 마우스를 억제하는 데 사용됩니다
Trypan blue (0.4 %)ThermoFisher15250061생존력을 평가하기 위해 세포 배양에 사용됩니다
Trypsin-EDTA 0.25 %ThermoFisher25200-114플레이트에서 종양 세포를 분리하기 위해 세포 배양에 사용됩니다
주입 에탄올(70% 용액)을 마우스 균주 Z359629는 세포 NC9379092기를 팽창시키는 데 사용 는 는 .

참고문헌

  1. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews: Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  2. Steeg, P. S. Targeting metastasis. Nature Reviews: Cancer. 16 (4), 201-218 (2016).
  3. Gupta, G. P., Massague, J. Cancer metastasis: building a framework. Cell. 127 (4), 679-695 (2006).
  4. Steeg, P. S. Tumor metastasis: mechanistic insights and clinical challenges. Nature Medicine. 12 (8), 895-904 (2006).
  5. Chaffer, C. L., Weinberg, R. A. A perspective on cancer cell metastasis. Science. 331 (6024), 1559-1564 (2011).
  6. Eckhardt, B. L., Francis, P. A., Parker, B. S., Anderson, R. L. Strategies for the discovery and development of therapies for metastatic breast cancer. Nature Reviews Drug Discovery. 11 (6), 479-497 (2012).
  7. Gomez-Cuadrado, L., Tracey, N., Ma, R., Qian, B., Brunton, V. G. Mouse models of metastasis: progress and prospects. Disease Models & Mechanisms. 10 (9), 1061-1074 (2017).
  8. Fantozzi, A., Christofori, G. Mouse models of breast cancer metastasis. Breast Cancer Research. 8 (4), 212(2006).
  9. Schoenenberger, C. A., et al. Targeted c-myc gene expression in mammary glands of transgenic mice induces mammary tumours with constitutive milk protein gene transcription. EMBO Journal. 7 (1), 169-175 (1988).
  10. Nusse, R., Varmus, H. E. Many tumors induced by the mouse mammary tumor virus contain a provirus integrated in the same region of the host genome. Cell. 31 (1), 99-109 (1982).
  11. Muller, W. J., Sinn, E., Pattengale, P. K., Wallace, R., Leder, P. Single-step induction of mammary adenocarcinoma in transgenic mice bearing the activated c-neu oncogene. Cell. 54 (1), 105-115 (1988).
  12. Lin, E. Y., et al. Progression to malignancy in the polyoma middle T oncoprotein mouse breast cancer model provides a reliable model for human diseases. American Journal of Pathology. 163 (5), 2113-2126 (2003).
  13. Green, J. E., et al. The C3(1)/SV40 T-antigen transgenic mouse model of mammary cancer: ductal epithelial cell targeting with multistage progression to carcinoma. Oncogene. 19 (1), 1020-1027 (2000).
  14. Iorns, E., et al. A new mouse model for the study of human breast cancer metastasis. PloS One. 7 (10), 47995(2012).
  15. Kim, I. S., Baek, S. H. Mouse models for breast cancer metastasis. Biochemical and Biophysical Research Communications. 394 (3), 443-447 (2010).
  16. Mariotto, A. B., Etzioni, R., Hurlbert, M., Penberthy, L., Mayer, M. Estimation of the Number of Women Living with Metastatic Breast Cancer in the United States. Cancer Epidemiology, Biomarkers and Prevention. 26 (6), 809-815 (2017).
  17. Xiao, W., et al. Risk factors and survival outcomes in patients with breast cancer and lung metastasis: a population-based study. Cancer Medicine. 7 (3), 922-930 (2018).
  18. Smid, M., et al. Subtypes of breast cancer show preferential site of relapse. Cancer Research. 68 (9), 3108-3114 (2008).
  19. Kennecke, H., et al. Metastatic behavior of breast cancer subtypes. Journal of Clinical Oncology. 28 (20), 3271-3277 (2010).
  20. Soni, A., et al. Breast cancer subtypes predispose the site of distant metastases. American Journal of Clinical Pathology. 143 (4), 471-478 (2015).
  21. Leone, B. A., et al. Prognostic impact of metastatic pattern in stage IV breast cancer at initial diagnosis. Breast Cancer Research and Treatment. 161 (3), 537-548 (2017).
  22. Pei, X. F., et al. Explant-cell culture of primary mammary tumors from MMTV-c-Myc transgenic mice. In Vitro Cellular and Developmental Biology: Animal. 40 (1-2), 14-21 (2004).
  23. Mathsyaraja, H., et al. CSF1-ETS2-induced microRNA in myeloid cells promote metastatic tumor growth. Oncogene. 34 (28), 3651-3661 (2015).
  24. Yang, S., Zhang, J. J., Huang, X. Y. Mouse models for tumor metastasis. Methods in Molecular Biology. 928, 221-228 (2012).
  25. La Perle, K. M. D. Comparative Pathologists: Ultimate Control Freaks Seeking Validation. Veterinary Pathology. 56 (1), 19-23 (2019).
  26. Blomberg, O. S., Spagnuolo, L., de Visser, K. E. Immune regulation of metastasis: mechanistic insights and therapeutic opportunities. Disease Models & Mechanisms. 11 (10), (2018).
  27. Gonzalez, H., Hagerling, C., Werb, Z. Roles of the immune system in cancer: from tumor initiation to metastatic progression. Genes and Development. 32 (19-20), 1267-1284 (2018).
  28. Borowsky, A. D., et al. Syngeneic mouse mammary carcinoma cell lines: two closely related cell lines with divergent metastatic behavior. Clinical and Experimental Metastasis. 22 (1), 47-59 (2005).
  29. Yang, Y., et al. Immunocompetent mouse allograft models for development of therapies to target breast cancer metastasis. Oncotarget. 8 (19), 30621-30643 (2017).
  30. Resch, M., Neels, T., Tichy, A., Palme, R., Rulicke, T. Impact assessment of tail-vein injection in mice using a modified anaesthesia induction chamber versus a common restrainer without anaesthesia. Laboratory Animals. 53 (2), 190-201 (2019).
  31. Rashid, O. M., et al. Is tail vein injection a relevant breast cancer lung metastasis model. Journal of Thoracic Disease. 5 (4), 385-392 (2013).
  32. Goodale, D., Phay, C., Postenka, C. O., Keeney, M., Allan, A. L. Characterization of tumor cell dissemination patterns in preclinical models of cancer metastasis using flow cytometry and laser scanning cytometry. Cytometry Part A. 75 (4), 344-355 (2009).
  33. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer. Journal of Visualized Experiments. (118), (2016).
  34. Wright, L. E., et al. Murine models of breast cancer bone metastasis. BoneKEy Reports. 5, 804(2016).
  35. Simmons, J. K., et al. Animal Models of Bone Metastasis. Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).
  36. Liu, Z., et al. Improving orthotopic mouse models of patient-derived breast cancer brain metastases by a modified intracarotid injection method. Scientific Reports. 9 (1), 622(2019).
  37. Kodack, D. P., Askoxylakis, V., Ferraro, G. B., Fukumura, D., Jain, R. K. Emerging strategies for treating brain metastases from breast cancer. Cancer Cell. 27 (2), 163-175 (2015).
  38. Brown, D. L. Practical Stereology Applications for the Pathologist. Veterinary Pathology. 54 (3), 358-368 (2017).
  39. Aeffner, F., et al. Digital Microscopy, Image Analysis, and Virtual Slide Repository. Institute for Laboratory Animal Research Journal. 59 (1), 66-79 (2018).

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정오


Formal Correction: Erratum: Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells
Posted by JoVE Editors on 12/02/2020. Citeable Link.

An erratum was issued for: Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells. The author list was updated.

The author list was updated from:

Katie A. Thies1, Sue E. Knoblaugh2, and Steven T. Sizemore1
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center
2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

to:

Katie A. Thies1, Sarah Steck1, Sue E. Knoblaugh2, and Steven T. Sizemore1
1Department of Radiation Oncology, Arthur G. James Comprehensive Cancer Center and Richard L. Solove Research Institute, The Ohio State University Medical Center
2Department of Veterinary Biosciences, Comparative Pathology and Digital Imaging Shared Resource, The Ohio State University

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