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방법 논문

성체 설치류에서 해마의 등쪽 극에서 급성 뇌 절편 준비

3.6K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/61699

⸱

2020년 9월 10일

1Simons Initiative for the Developing Brain, Centre for Discovery Brain Sciences, The University of Edinburgh

이 논문에서

요약

이 프로토콜의 목적은 전기생리학적 검사를 위해 등쪽 해마 절편을 생성하는 방법을 설명하는 것입니다. 이 절차는 절편 준비 전에 건강한 주요 뉴런을 보존할 수 있도록 관상 절개 각도에 가까운 절편 준비 전에 냉각된 ACSF와 함께 관류를 사용합니다.

초록

급성 설치류 뇌 절편의 전체 세포 패치 클램프 기록은 현대 신경 생리학 연구의 주류이며 세포 및 시냅스 특성을 정확하게 측정할 수 있습니다. 그럼에도 불구하고, 슬라이스 전기생리학 외에도 서로 다른 실험 모드 간의 상관 분석을 수행해야 할 필요성이 계속 증가하고 있습니다(예: 면역조직화학, 분자생물학, 생체 내 이미징 또는 전기생리학적 기록). 뇌 기능에 대한 점점 더 복잡한 질문에 답하기 위해. 그러나 이러한 다양한 실험적 접근 방식에서 의미 있는 결론을 내리는 것은 비교적 잘 설명된 뇌 구조 내에서도 세포 기능의 높은 수준의 하위 지역 변이가 존재하기 때문에 간단하지 않습니다. 이것은 해마의 CA1보다 더 잘 예시된 곳은 없는데, 이는 세포 및 분자 특성에 기초하여 잘 정의된 배측-복부 특성을 가지고 있습니다. 그럼에도 불구하고, 많은 발표된 연구는 해마의 등쪽 범위에서 단백질 발현 패턴 또는 행동적으로 상관된 생체 내 활동을 조사합니다. 그리고 ventro-medial region의 세포 전기생리학을 사용하여 결과를 기계적으로 설명합니다. 이것은 많은 급성 슬라이스 전기 생리학 실험이 어린 동물에서 수행되는 반면 다른 실험 모드는 더 성숙한 동물에서 수행된다는 사실에 의해 더욱 혼란스러워집니다. 이러한 문제를 해결하기 위해 이 방법은 성숙한(>60일 된 설치류)의 인공 뇌척수액을 심 관통 관류한 후 CA1 피라미드 세포에서 기록하기 위해 등쪽 해마의 중격을 포함한 변형된 관상 절편을 준비합니다. 이 과정은 등쪽 해마의 건강한 급성 절편을 생성하여 다른 측정치와 일치하는 절편 기반 세포 전기생리학적 조사를 가능하게 합니다.

서론

해마(hippocampus)는 포유류의 뇌에서 가장 잘 연구된 구조라고 할 수 있는데, 이는 상대적으로 큰 크기와 두드러진 층류 구조로 인해 가능합니다. 해마는 여러 가지 행동 과정, 즉 공간 탐색, 전후 관계상 기억 및 에피소드 형성과 관련이 있습니다. 이것은 부분적으로는 생체 내 분석을 위해 설치류에서 해마의 등쪽 부분에 대한 접근이 상대적으로 쉽기 때문입니다. 실제로, 주요 출력 셀은 일반적으로 파이얼 표면에서 2mm 미만입니다.

설치류에서 해마는 상대적으로 큰 구조로, 등쪽 중격에서 복부 신피질까지 뻗어있는 텔 렌 팔론의 침습으로 형성됩니다. 그것은 2 개의 주요 영역으로 구성됩니다 : 치상 회랑 (dentate gyrus)과 cornu ammonis (CA); 후자는 연결성, 세포 해부학 및 유전적 특성1에 따라 치상회(dentate gyrus hilus, 이전에는 CA4로 알려짐)로 확장되는 3개의 잘 설명된 하위 영역(CA1-3)으로 나뉩니다. 이 구조는 시냅스 특성 2,3,4, 해부학5, 유전적 다양성 6,7,8 및 행동 기능 9,10에 큰 차이가 있지만 해마의 배측부 범위를 따라 유지됩니다. CA 영역 중 CA1 하위 필드는 주로 글루타메이터성 CA1 피라미드 세포(CA1 PC)로 구성되며, 이에 대해 3개의 하위 유형이 정의되었으며,11과 뉴런의 ~10%를 구성하지만 30개 이상의 하위 유형이 정의된 매우 다양한 억제성 중간뉴런으로 구성됩니다 12,13,14. 지역별 차이 외에도 정상적인 노화는 시냅스 전달 15,16,17, 해부학적 구조18, 유전적 프로필19에 극적인 영향을 미치는 것으로 나타났습니다. 통제된 방식으로 세포 및 시냅스 특성의 복잡성을 평가하는 현재의 황금 표준 방법은 급성 뇌 절편에서 전체 세포 패치 클램프 기록을 사용하는 것입니다20.

해마 기능에 대한 이해는 주로 등쪽 조작에 기반을 두고 있는데, 이는 행동 작업, 전극 또는 이미징 창의 이식 또는 바이러스 플라스미드 발현을 위해 외과적 또는 해부학적으로 쉽게 접근할 수 있기 때문입니다. 또한 많은 연구에서 이러한 절차는 발달 중 뇌 구조의 변동을 방지하기 위해 청소년 후기 또는 성인 설치류와 함께 수행됩니다. 그럼에도 불구하고 세포 및 세포 내 전기 생리학을 조사하기 위한 많은 접근 방식은 대부분 횡평면에 있는 해마의 복부 내측 부분에서 초기에서 중기 어린 설치류에서 수행됩니다 21,22,23,24,25. 전체 배-복부 범위가 평가된 경우, 횡방향 범위4,26를 유지하기 위해 조직-절단기를 사용하거나, 어린 쥐27 또는 생쥐28에서 실험을 수행하였다. 또한, 뇌를 해부하기 전에 조직을 냉각시키면 쥐의 경우 해마 구조가 보존되는 것으로 알려져 있으며(29), 쥐의 경우 신피질 뉴런(neocortical neuron)을 보존하는 것으로 알려져 있다30,31. 그럼에도 불구하고, 성숙한 쥐에서 변형된 관상 절편에 의해 생성된 해마의 등쪽 횡축에서 뇌 절편의 생산에 관한 세부 사항은 부족합니다.

이 프로토콜은 늙은 쥐의 등쪽 해마의 변형된 코로나 절편에 있는 단일 또는 쌍의 뉴런에서 전체 세포 패치-클램프 기록을 얻은 다음 사후 형태학적 식별을 수행할 수 있는 접근 방식을 설명합니다. 냉각된 인공 뇌척수액(ACSF)의 경심 관류 후 건강한 뇌 절편을 얻어 CA1 PC 및 국소 중간뉴런의 전기생리학적 특성을 쉽게 측정할 수 있습니다.

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프로토콜

모든 동물은 내무부 및 기관 지침(HO# P135148E)에 따라 생성 및 유지 관리되었습니다. 모든 쥐는 12시간의 명암 주기로 유지되었으며 음식과 물에 대한 임시로 접근할 수 있었습니다.

1. 냉각된 ACSF의 경심 관류

  1. 모든 실험에 앞서 ~200mL의 수크로스-ACSF(표 1)를 -20°C(반냉동될 때까지, 슬라이싱을 위해)의 냉동고에 넣고 추가로 ~100-200mL의 여과된 수크로스-ACSF를 얼음(관류용)에 올려 탄수화물(95% O2/5% CO2)로 버블링합니다.
  2. 집 우리에서 성체 쥐를 모아 소음과 빛 수준에 적응할 수 있도록 시술실의 수용 케이지에 ~30분 동안 두십시오.
  3. 해부 도구(그림 1A), 관류 부위 및 주사 가능한 마취제(최종 농도 100mg/kg의 200mg/mL 펜토바르비탈 나트륨 약 1mL)를 준비합니다.
  4. 내부에 작은 티슈 페이퍼 또는 면봉을 넣어 적절한 마취실을 준비합니다. 1-2mL의 휘발성 이소플루란 마취제를 챔버의 흡수성 물질에 주입합니다.
  5. 쥐를 마취실에 넣어 진정시킵니다. 호흡 속도가 초당 ~1번의 얕은 호흡으로 떨어질 때까지 호흡을 모니터링합니다.
  6. 이 시점에서 슬라이스하는 동안 사용하기 위해 얼음에 탄수화물과 함께 반냉동 자당-ACSF를 거품을 일으키기 시작합니다.
  7. 쥐의 무게를 잰 다음 무게를 기록하십시오.
  8. 제조된 펜토바르비탈나트륨을 복강내강에 주입하여 쥐를 말기 마취합니다. 펜토바르비탈나트륨의 용량은 100mg/kg이어야 하며, 이전에 복용한 약물의 중량 및 재고 농도에서 계산됩니다. 쥐를 홀딩 챔버에 넣고 말기 마취가 시작될 때까지 0.5-5 분 동안 기다립니다.
  9. 반사 작용 중단 확인: 뭉툭한 프로브(즉, 둥근 집게)를 사용하여 각막 깜박임(동공을 만짐)과 뒷발 꼬집기(다리를 들어 올리고 뒷발을 꼬집음) 반사를 모두 테스트합니다. 반사 신경이 멈추면 피하 주사 바늘을 사용하여 쥐를 폴리스티렌 또는 코르크 수술 보드에 고정합니다.
  10. 흉강을 열고 캐뉼라를 심장의 좌심실 기저부에 놓습니다. 우심방에 구멍을 뚫고 즉시 얼음처럼 차가운(0-1°C) 자당-ACSF로 관류를 시작합니다(50mL/분의 연동 펌프 사용).
  11. 체액의 완전한 교환과 신체의 냉각이 발생하면(<5분) 캐뉼라와 핀을 제거한 다음 단두대를 사용하여 참수합니다.
  12. 뼈 가위와 Rongeur 뼈 도구를 사용하여 두개골을 신중하고 빠르게 제거합니다(그림 1A, 1B).
    1. 뼈 가위를 사용하여 구멍, 매그넘을 통해 2x 양측 절단으로 시작하고 Rongeurs로 두개골을 람다 봉합사로 제거합니다. 뼈 가위로 정중선 봉합선을 따라 눈 바로 뒤까지 조심스럽게 자릅니다.
    2. 정중선에 수직으로 두개골을 통해 2x 양측 절단을 만듭니다. Rongeurs를 사용하여 정중선을 따라 두개골을 엽니다. 미세한 가위나 갈고리 바늘을 사용하여 피아 마테르를 제거할 때 각별히 주의하십시오.
  13. 뭉툭한 주걱을 사용하여 두개골에서 뇌를 퍼내고 좌우 압박으로 두개신경과 시신경을 절단합니다. 자르기 전에 뇌를 발암화된 반냉동(0– 1 °C) 자당-ACSF에 1-2분 동안 넣습니다.

2. 등쪽 해마에서 뇌 절편의 준비

  1. 반냉동(0–1 °C) 자당-ACSF에서 관류된 뇌를 제거하고 여과지를 깐 유리 페트리 접시에 넣습니다. 뇌를 복부 표면에 놓습니다.
  2. 메스(22번 칼날)를 사용하여 뇌의 뒤쪽 부분을 수직에서 ~10°로 제거하여 뇌를 스테이지에 접착할 수 있는 평평한 표면을 만듭니다(그림 1C).
  3. 소량의 시아노아크릴레이트 접착제를 비브라톰의 단계에 바릅니다. 접착제를 펴서 뇌 절단면의 단면적보다 약 50% 더 큰 박막을 만듭니다.
  4. 유리 접시에서 뇌를 주걱 위로 들어 올리고, 면이 아래로 향하게 자른 다음 붓을 사용하여 조직을 안내합니다. 조직 조각으로 뇌를 닦아 과도한 ACSF를 제거하고 절단된 표면을 접착제 중앙으로 밀어 넣습니다. 파스퇴르 피펫을 사용하여 얼음처럼 차가운 자당-ACSF 1-2mL를 뇌에 첨가하여 뇌 블록에서 접착제를 제거합니다.
  5. 뇌를 슬라이싱 챔버에 넣고 반냉동 자당 ACSF를 주입합니다. 숟가락이나 주걱을 사용하여 여분의 얼음이 뇌 블록에 닿지 않도록 한 다음 발암시킵니다(그림 1D).
  6. 비브라톰의 날을 뇌의 등쪽 표면에서 ~1mm, 브레그마 앞쪽에서 수직으로 ~1mm 위치로 이동합니다. 칼날이 완전히 잠겼는지 확인하고 페인트 브러시를 사용하여 거품을 제거합니다.
  7. 뇌를 자르기 시작합니다. 등쪽 해마까지 자르려면 0.1-0.2mm/s의 속도를 사용하고 1-1.5mm의 수평 블레이드 움직임과 ~90Hz의 상호 진동 속도를 사용합니다. 등쪽 해마를 자를 때는 속도를 0.05-0.1mm/s로 줄이십시오.
  8. 뇌당 등쪽 해마 조각(명목상 3-4개의 전체 조각 또는 6-8개의 반쪽 절편)을 수집합니다. 복부-내측 해마의 세로 절편이 필요한 경우 계속 자릅니다. 등쪽 해마를 절단한 후에는 대략 제3심실 의 위치 이상으로 추가 조직을 절단할 필요가 없습니다. 비브라톰을 멈추고 구부러진 피하 주사 바늘로 조각을 분리하고 슬라이싱 챔버의 바닥에 모입니다.
    참고: 슬라이스의 두께는 실험 요구 사항에 따라 250-500μm일 수 있습니다. 등쪽 해마에서 기록하는 경우 일반적으로 400μm 두께의 슬라이스를 사용하여 적절한 현미경 검사 조건을 허용하면서 로컬 네트워크를 최대한 보존합니다.
  9. 해마 현미경으로 해마와 그 위에 있는 피질만 포함하도록 절단을 잘라냅니다. 예열된 35°C 챔버로 슬라이스를 앞쪽 표면이 위를 향하도록 옮깁니다.
  10. 수행할 실험에 따라 보관 챔버를 결정합니다. 수중 기록 챔버에서 슬라이스 표면에 가까운 고품질 전체 세포 패치 클램프 또는 세포 외 필드 기록을 얻으려면 수중 챔버에 보관하십시오. 또는 액체/기체 계면 챔버에 저장하여 진동 네트워크 활동 또는 계면 세포외장 기록을 기록할 수 있습니다.
  11. 침수 보관 조건의 경우 마지막 슬라이스가 보관 챔버에 들어간 시간부터 30분 동안 35ºC에서 슬라이스가 복구되도록 합니다. 이를 통해 대사 과정을 재활성화하고 절단된 신경돌기를 다시 밀봉할 수 있습니다. 30분 후 보관실을 실온으로 옮깁니다.

3. 등쪽 해마 뉴런 기록

  1. 모세관 유리로 기록 패치 피펫을 제작합니다. 이 프로토콜은 필라멘트가 있는 외경 1.5mm, 내경 0.86mm의 붕규산 유리를 사용하며, 세포 내 용액으로 채울 때 3-5MΩ의 팁 저항을 생성합니다(표 1). 세포 내 용액을 얼음 위에서 차갑게 하여 에너지 성분의 저하를 방지하고 사용하기 전에 여과하십시오(주사기 필터, 기공 크기: 0.2μm).
  2. ACSF를 기록하고 수조 (35-40ºC)에서 예열합니다. 발암 및 예열된 ACSF를 연동 펌프의 도움을 받는 관류 튜브를 통해 기록 챔버로 전달합니다. 슬라이스를 챔버로 옮기기 몇 분 전에 관류를 시작하십시오.
  3. 관류를 중지하고 뇌 절편을 전방 표면이 위를 향하도록 하여 기록 챔버로 옮깁니다. "하프" 모양을 형성하기 위해 실크 단일 섬유가 부착된 백금 링으로 슬라이스를 제자리에 고정합니다. CA1의 피라미드층 이 첫 번째 기록 피펫의 축에 수직으로 달리도록 슬라이스를 배치합니다.
  4. 6-8 mL∙min-1의 최적 속도로 ACSF(표 1)를 기록하는 발암 및 예열된(35-40ºC)의 흐름을 다시 시작합니다.
    참고: 높은 유속(6-8 mL∙min-1)은 슬라이스32에서 네트워크 활성을 유지하는 데 최적입니다. 더 낮은 유속(즉, 2-3 mL∙min-1)을 사용하여 이미징 실험 또는 생물학적으로 관련된 네트워크 활성이 필요하지 않은 경우 슬라이스 안정성을 유지할 수 있습니다.
  5. 40x 대물렌즈 배율(CCD 카메라로 시각화)을 갖춘 IR-DIC(infrared differential inference contrast) 광학계를 사용하여 슬라이스 품질을 평가합니다. 매끄럽고 가볍게 딤플이 있는 표면 아래 20-30μm 깊이의 str. 피라미드 에서 많은 수의 타원형 모양, 적당히 대비되는 CA1 PC를 볼 수 있는 경우 좋은 슬라이스 품질을 가정합니다(그림 2A). 품질이 좋지 않은 슬라이스에는 고르지 않은 슬라이스 표면과 함께 대비가 심하거나 수축하거나 부풀어 오른 세포가 많이 포함되어 있습니다.
  6. 패치 피펫을 세포 내 용액(예: 24mM의 세포 내 [Cl-] 기반)으로 채워 발표된 다른 데이터와 비교할 수 있습니다.
  7. 앞서 설명한 대로 전체 세포 패치 클램프 기록을 수행합니다22. 돌파구의 막 전위(VM)가 -50mV보다 탈분극되고 직렬 저항이 >30MΩ인 경우 분석에서 세포를 제외합니다. 또는 직렬 저항이 녹음 과정에서 >20%씩 변합니다. 이러한 기록 조건에서 직렬 저항은 일반적으로 8 – 25MΩ 범위이며 최대 1시간 동안 안정적입니다.
  8. 등쪽 해마에서 CA1 고유 흥분성을 검사하려면 전류 클램프 구성에서 다음 프로토콜을 사용하여 전체 세포 기록으로 고유한 생리학적 특성을 테스트합니다.
    1. 바이어스 전류가 가해지지 않은 휴지 멤브레인 전위에서 작은(-10pA, 500ms) 전류 단계를 30회 반복합니다.
    2. 바이어스 전류가 적용된 -70mV에서 트레이스 제품군을 3회 반복하여 500ms 기간(-100 - +400pA, 25pA 단계)의 탈분극 전류 단계에 하이퍼를 적용합니다.
    3. 0.1에서 20Hz까지의 가변 주파수로 100pA 피크 대 피크 진폭의 정현파를 적용합니다. 3회 반복합니다.
    4. 5x 2 nA, 2 ms 자극을 적용하여 20, 40, 60, 80, 100 Hz에서 활동 전위를 구동합니다. 주파수당 10 스윕.
    5. -70mV 전압 클램프에서 녹음을 위해 5분간의 자발적 흥분성 시냅스후 전류(EPSC)를 적용합니다.
  9. 성공적인 기록 후 조직학적 분석을 위해 세포를 재밀봉하려면 패치 피펫을 천천히 후퇴시켜 아웃사이드 패치를 생성합니다. -5 mV 테스트 펄스로 측정한 바와 같이 실험 수준에서 >1 GΩ까지 직렬 저항의 증가가 관찰되면 유지 전위를 -40 mV로 높이고 파이펫을 완전히 집어넣습니다.
  10. 실험 설계에 필요한 통계적 검정력을 충족하기 위해 동일한 슬라이스에서 추가 기록을 수행합니다.
  11. 기록 챔버에서 기록된 뉴런이 포함된 뇌 절편을 제거하고 24웰 플레이트에 넣고 ACSF를 4% 파라포름알데히드(0.1M 인산염 완충액)로 대체하고 밤새 그대로 둡니다.
  12. 다음 날, PFA를 0.1M 인산염 완충액으로 교체하고 조직학적 처리까지 보관합니다. 앞서 설명한 바와 같이 형광 접합 스트렙타비딘(streptavidin)으로 세포를 시각화합니다22.

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결과

위에서 설명한 프로토콜은 성숙한 쥐의 등쪽 해마의 중격 극에서 생존 가능한 절편을 준비할 수 있도록 합니다. 이 프로토콜의 핵심 요소는 절편 준비 전에 냉각된 자당-ACSF를 관류하여 절편 표면 근위부에 건강한 CA1 PC를 만드는 것입니다. 생산된 절편의 품질은 IR-DIC 광학 하에서 육안으로 평가되며, 큰 난형 모양의 세포체를 가진 것으로 확인된 건강한 세포는 조밀한 층에서 오리엔스 지층까지 피라미드층의 전체 범위에 걸쳐 위치합니다(그림 2A, 검은색 화살표). 건강하지 않은 절편은 표면에 죽은 세포가 있고 드물게 절편의 깊은 곳에는 죽은 세포가 있는 것으로 확인되며(그림 2A, 빨간색 화살표), 이는 응축되고 대비가 뚜렷한 소마타 또는 응축된 핵을 가진 큰 "풍선" 소마타를 갖는 것을 기반으로 식별됩니다.

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토론

여기에서는 해마의 CA1의 등쪽 범위에서 고품질 뇌 절편을 생성하여 이 영역 내의 여러 생존 가능한 뉴런에서 녹음할 수 있도록 하는 프로토콜이 설명되어 있습니다. 근 코로나 절편에서 전체 세포 기록과 뉴런 시각화의 조합 접근 방식은 세포 생존 가능성과 정체성을 확인하는 데 매우 중요합니다.

이 프로토콜은 2가지 주요 이유로 실행 가능한 슬라이스를 안정적으로 생성합니다. 첫째, 실제 관상동맥에서 벗어나 절단각을 수정하면 체성 수지상 축의 보존이 더 커지고 뉴런의 생물학적으로 유의미한 기능이 가능합니다. 해마의 가장 등쪽 범위에 있는 CA1 PC의 체성 수지상 축의 방향이 실제 관상 단면1과 평면에 있지 않다는 점을 감안할 때, 이 변형은 더 큰 조직 보존을 가능하게 합니다. 대안적으로, 해마를 완전히 제거하고 조직 헬기를 사용하여 뇌 절편을 준비할 수 있으며, 이는 앞서 급성 절...

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공개 사항

저자는 그들이 경쟁하는 재정적 이해관계가 없다고 선언합니다.

감사의 글

저자는 원고 및 프로토콜 최적화에 도움이 되는 의견을 제시해 주신 David JA Wyllie 교수, Emma Perkins 박사, Laura Simoes de Oliveira, Peter C Kind 교수에게 감사의 뜻을 전하며, 출판 비용을 지원해 주신 The Simons Initiative for the Developing Brain에 감사의 뜻을 전합니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
수집 소프트웨어Molecular DevicespClamp 10
성체 쥐다양한n/a성체 쥐의 모든 균주(60일 이상)
증폭기분자 장치Axopatch 700B
분석 소프트웨어프리웨어Stimfithttps://github.com/neurodroid/stimfit
뼈 가위FST16152-12리타우어 스타일
Capillary GlassHarvard Apparatus30-0060필라멘트 외경 1.5mm, 내경 0.86mm의 붕규산 유리 피펫.
CarbogenBOCVarious95% O2/5% CO2
CCD cameraScientificaSciCamProhttps://www.scientifica.uk.com/products/
화학/시약Sigma Aldrich Various Sigma Aldrich에서 조달한 모든 실험실 시약.
시아노아크릴레이트(예: RS Pro 3)RS 구성 요소918-6872젤 기반 시아노아크릴레이트 제형 디
지타이저분자 장치Digidata 1550B
해부 핀/바늘다양한다양한용도 16게이지 바늘(위)
전기생리학 시스템ScientificaSliceScopehttps://www.scientifica.uk.com/products/ scientifica-slicescope
미세 홍채 가위FST14568-12텅스텐 - 카바이드 팁
유리 페트리 접시피셔 사이언티픽12911408
피하 주사 바늘BD 건강 관리다양한16, 18 및 22 게이지
이소 플루오란 100 % W / W (i.e.IsoFlo)Zoetis50019100
Mayo 형 가위FST14110-17무딘 팁
MicromanipulatorsScientificaMicrostar https://www.scientifica.uk.com/products/scientifica-microstar-micromanipulator
PaintbrushArt storen/a지역 미술 상점에서 구입한 고급 강모 붓.
파스퇴르 피Fisher Scientific11546963유리 파스퇴르 피펫이지만 뭉툭한 끝이 피펫을 옮기는 데 사용되도록 절단합니다.
연동 펌프Watson Marlow12466260단일 채널 연동 펌프
피펫 풀러Sutter InstrumentsP-97피펫 생산의 다른 모델과 방법도 똑같이 잘 작동합니다.
플라스틱 주사기 (1, 2, 5 mL)BD 헬스케어다양한
롱거 뼈 도구FST16021-14
슬라이스 홀딩 챔버홈메이드
슬라이스 웨이트/하프하버드 장치SHD-22L/15대안이 적합할 것입니다.
나트륨 펜토바르비탈 (즉, 펜토젝트)Animalcare Ltd10347/4014200 mg/mL; 펜토바르비탈의 다른 제형이 적합할 것입니다
SpatulaBochem3213에서 구할 수
Fisher Scientific10482012Corning 브랜드 주사기 필터, 0.22 &마이크로; M 기공 직경.
VibtratomeLeica1491200S001VT1200S 모델, Vibrocheck
수조Fisher Scientific151670155리터 수조, 예: Grant Instruments™ JBA5 사이언티픽카-시사이캠-프로
펫 Fisher Scientific 주사기 필터 있습니다

참고문헌

  1. Amaral, D. G., Witter, M. P. The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data. Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).
  2. Moser, M. B., Moser, E. I. Functional differentiation in the hippocampus. Hippocampus. 8 (6), 608-619 (1998).
  3. Babiec, W. E., Jami, S. A., Guglietta, R., Chen, P. B., O'Dell, T. J. Differential regulation of NMDA receptor-mediated transmission by SK channels underlies dorsal-ventral differences in dynamics of schaffer collateral synaptic function. Journal of Neuroscience. 37 (7), 1950-1964 (2017).
  4. Papatheodoropoulos, C. Striking differences in synaptic facilitation along the dorsoventral axis of the hippocampus. Neuroscience. 301, 454-470 (2015).
  5. O'Reilly, K. C., et al. Identification of dorsal-ventral hippocampal differentiation in neonatal rats. Brain Structure and Function. 220 (5), 2873-2893 (2015).
  6. Cembrowski, M. S., et al. Spatial gene-expression gradients underlie prominent heterogeneity of CA1 pyramidal neurons. Neuron. 89 (2), 351-368 (2016).
  7. Cembrowski, M. S., Wang, L., Sugino, K., Shields, B. C., Spruston, N. Hipposeq: a comprehensive RNA-seq database of gene expression in hippocampal principal neurons. elife. 5, 14997(2016).
  8. Leonardo, E., Richardson-Jones, J., Sibille, E., Kottman, A., Hen, R. Molecular heterogeneity along the dorsal–ventral axis of the murine hippocampal CA1 field: a microarray analysis of gene expression. Neuroscience. 137 (1), 177-186 (2006).
  9. Kheirbek, M. A., et al. Differential control of learning and anxiety along the dorsoventral axis of the dentate gyrus. Neuron. 77 (5), 955-968 (2013).
  10. Kjelstrup, K. B., et al. Finite scale of spatial representation in the hippocampus. Science. 321 (5885), 140-143 (2008).
  11. Klausberger, T., Somogyi, P. Neuronal diversity and temporal dynamics: the unity of hippocampal circuit operations. Science. 321 (5885), 53-57 (2008).
  12. Booker, S. A., Vida, I. Morphological diversity and connectivity of hippocampal interneurons. Cell and Tissue Research. 373 (3), 619-641 (2018).
  13. Freund, T. F., Buzsaki, G. Interneurons of the hippocampus. Hippocampus. 6 (4), 347(1996).
  14. Pelkey, K. A., et al. Hippocampal GABAergic inhibitory interneurons. Physiological Reviews. 97 (4), 1619(2017).
  15. Barnes, C. A., Rao, G., Foster, T. C., McNaughton, B. L. Region-specific age effects on AMPA sensitivity: Electrophysiological evidence for loss of synaptic contacts in hippocampal field CA1. Hippocampus. 2 (4), 457-468 (1992).
  16. Potier, B., Jouvenceau, A., Epelbaum, J., Dutar, P. Age-related alterations of GABAergic input to CA1 pyramidal neurons and its control by nicotinic acetylcholine receptors in rat hippocampus. Neuroscience. 142 (1), 187-201 (2006).
  17. Ekonomou, A., Pagonopoulou, O., Angelatou, F. Age-dependent changes in adenosine A1 receptor and uptake site binding in the mouse brain: An autoradiographic study. Journal of Neuroscience Research. 60 (2), 257-265 (2000).
  18. Pyapali, G. K., Turner, D. A. Increased dendritic extent in hippocampal CA1 neurons from aged F344 rats. Neurobiology of Aging. 17 (4), 601-611 (1996).
  19. Blalock, E. M., et al. Gene microarrays in hippocampal aging: statistical profiling identifies novel processes correlated with cognitive impairment. Journal of Neuroscience. 23 (9), 3807-3819 (2003).
  20. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annual Review of Physiology. 46 (1), 455-472 (1984).
  21. Bischofberger, J., Engel, D., Li, L., Geiger, J. R., Jonas, P. Patch-clamp recording from mossy fiber terminals in hippocampal slices. Nature Protocols. 1 (4), 2075(2006).
  22. Booker, S. A., Song, J., Vida, I. Whole-cell patch-clamp recordings from morphologically-and neurochemically-identified hippocampal interneurons. Journal of Visualized Experiments. (91), e51706(2014).
  23. Geiger, J., et al. Patch-clamp recording in brain slices with improved slicer technology. Pflügers Archive. 443 (3), 491-501 (2002).
  24. Aitken, P., et al. Preparative methods for brain slices: a discussion. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 139-149 (1995).
  25. Siwani, S., et al. OLMα2 cells bidirectionally modulate learning. Neuron. 99 (2), 404-412 (2018).
  26. Dong, W. Q., Schurr, A., Reid, K. H., Shields, C. B., West, C. A. The rat hippocampal slice preparation as an in vitro model of ischemia. Stroke. 19 (4), 498-502 (1988).
  27. Dougherty, K. A. Differential developmental refinement of the intrinsic electrophysiological properties of CA1 pyramidal neurons from the rat dorsal and ventral hippocampus. Hippocampus. 30 (3), 233-249 (2020).
  28. Foggetti, A., Baccini, G., Arnold, P., Schiffelholz, T., Wulff, P. Spiny and Non-spiny Parvalbumin-Positive Hippocampal Interneurons Show Different Plastic Properties. Cell Reports. 27 (13), 3725-3732 (2019).
  29. Newman, G. C., Qi, H., Hospod, F. E., Grundmann, K. Preservation of hippocampal brain slices with in vivo or in vitro hypothermia. Brain Research. 575 (1), 159-163 (1992).
  30. Ting, J. T., Daigle, T. L., Chen, Q., Feng, G. Patch-Clamp Methods and Protocols. , Springer. 221-242 (2014).
  31. Ting, J. T., et al. Preparation of acute brain slices using an optimized N-methyl-D-glucamine protective recovery method. Journal of Visualized Experiments. (132), e53825(2018).
  32. Hajos, N., et al. Maintaining network activity in submerged hippocampal slices: importance of oxygen supply. European Journal of Neuroscience. 29 (2), 319-327 (2009).
  33. Papaleonidopoulos, V., Trompoukis, G., Koutsoumpa, A., Papatheodoropoulos, C. A gradient of frequency-dependent synaptic properties along the longitudinal hippocampal axis. BMC Neuroscience. 18 (1), 79(2017).
  34. Fuller, L., Dailey, M. E. Preparation of rodent hippocampal slice cultures. (10), Cold Spring Harbor Protocols. 4848(2007).
  35. Gee, C. E., Ohmert, I., Wiegert, J. S., Oertner, T. G. Preparation of slice cultures from rodent hippocampus. Cold Spring Harbor Protocols. 2017 (2), (2017).
  36. Andersen, P. Brain slices - a neurobiological tool of increasing usefulness. Trends in Neurosciences. 4, 53-56 (1981).
  37. Moyer, J. R., Brown, T. H. Patch-Clamp Analysis. , Springer. 135-193 (2002).
  38. Dougherty, K. A., et al. Differential expression of HCN subunits alters voltage-dependent gating of h-channels in CA1 pyramidal neurons from dorsal and ventral hippocampus. Journal of Neurophysiology. 109 (7), 1940-1953 (2013).
  39. Huang, S., Uusisaari, M. Y. Physiological temperature during brain slicing enhances the quality of acute slice preparations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 7, 48(2013).
  40. Booker, S. A., et al. Presynaptic GABAB receptors functionally uncouple somatostatin interneurons from the active hippocampal network. Elife. 9, 51156(2020).
  41. Gloveli, T., et al. Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus. Proceedings of the National Academy of Sciences. 102 (37), 13295-13300 (2005).
  42. Ordemann, G. J., Apgar, C. J., Brager, D. H. D-type potassium channels normalize action potential firing between dorsal and ventral CA1 neurons of the mouse hippocampus. Journal of Neurophysiology. 121 (3), 983-995 (2019).
  43. Arnold, E. C., McMurray, C., Gray, R., Johnston, D. Epilepsy-induced reduction in HCN channel expression contributes to an increased excitability in dorsal, but not ventral, hippocampal CA1 neurons. eNeuro. 6 (2), (2019).

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