방법 논문

마우스에서 경흉부 도부타민 스트레스 심초음파를 사용하여 심장 기능의 미묘한 변화를 밝히기

2.5K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/62019

⸱

2021년 2월 13일

 ,  , 
1Department of Cardiology and Vascular Medicine, West German Heart and Vascular Center, University Duisburg-Essen, Medical Faculty

교신 저자: Ulrike B. Hendgen-Cotta <ulrike.hendgen-cotta@uk-essen.de>

이 논문에서

요약

좌심실 기능 장애는 여러 심장 질환의 최종 공통 경로를 구성합니다. 여기에서는 심장 질환 마우스 모델의 좌심실 기능과 심장 표현형을 종합적으로 평가하기 위해 경흉부 도부타민 스트레스 심초음파 접근법에 대한 자세한 프로토콜을 제공합니다.

초록

좌심실(LV) 기능 장애는 다양한 심장 질환의 최종 경로를 열어줍니다. 인간의 비침습적 고주파 경흉부 도부타민 스트레스 심초음파를 통해 심장 기능의 미묘한 변화를 밝히기 위한 환원주의적 조사 접근 방식이 가능해졌습니다. 여기에서는 생리학 및 병리학에서 좌심실 구조 및 기능에 대한 확장된 분석을 용이하게 하기 위해 마우스에서 이 기술을 사용하기 위한 프로토콜을 제공하여 스트레스를 받지 않은 심장에 숨겨진 심장 질환 모델의 변화를 관찰할 수 있도록 합니다. 이 조사는 하나의 동일한 동물에서 수행할 수 있으며 기저 및 약리학적으로 스트레스 유발 측정을 모두 수행할 수 있습니다. 적절한 마취, 영상 기반 LV 분석, 관찰자 내 및 관찰자 간 변동성 고려, 가까운 생리학적 조건에서 도부타민의 복강 내 주사 후 마우스에서 얻을 수 있는 양성 수축 반응 획득에 대한 자세한 기준을 간략하게 설명합니다. 소동물 모델에서 인간의 생리학과 질병의 특성을 다시 요약하기 위해, 우리는 평가의 중요한 함정, 예를 들어 쥐에서 뚜렷한 보우디치 효과(Bowditch effect)를 강조합니다. 번역 목표를 더욱 달성하기 위해 인간과 생쥐의 스트레스 유발 효과를 비교합니다. 중개 연구에 사용할 때는 생쥐와 인간의 생리학적 차이에 주의를 기울여야 합니다. 실험적 엄격함으로 인해 환자에서 평가된 일부 매개변수는 마우스 모델의 공간 및 시간 해상도의 제한으로 인해 주의해서만 사용할 수 있습니다.

서론

인간에게 나타나는 많은 심장 질환의 특징은 좌심실(LV)의 수축기 및/또는 이완기 기능 장애입니다. 심부전 증상이 있는 환자의 이완기 기능 평가뿐만 아니라 수축기 심부전의 구조적 이상 감지, 진단 및 관리를 위해 심장초음파가 기본 평가 방식으로 사용됩니다.

증상이 비특이적이고 임상적 심부전 증후군 환자의 1/3 이상이 실제 심부전을 앓고 있지 않을 수 있기 때문에 환자의 임상적 양상에 대한 객관적인 심초음파학적 상관관계를 찾는 것이 중요하다1. 더욱이, 휴지 상태나 정지 상태에서의 신비로운 일부 증상은 활동이나 스트레스 상태에서 발생할 수 있다. 관상동맥 질환이 있는 환자의 경우, 이미 관상동맥 관류의 경미한 변화만으로도 국소 벽 운동 이상이 발생할 수 있습니다. 그러나 이러한 미묘한 변화는 스트레스를 받지 않은 심장에 심장 질환의 변화가 숨겨져 있을 수 있기 때문에 기존의 심장초음파검사로는 평가할 수 없습니다. 심장 생리병리학에 대한 더 깊은 이해를 얻기 위해 스트레스 심장초음파검사는 운동 또는 약리학적 유발 스트레스 조건에서 심근 구조 및 기능에 대한 동적 평가를 제공하여 증상을 심장 소견과 일치시킬 수 있도록 합니다2. 또한, 작은 동물에서, 이 방법은 비침습적이고 신뢰할 수 있는 생체 내 도구(in-vivo tool)를 나타낸다 3,4,5. 인간과 마찬가지로 심근의 스트레스 반응은 생쥐와 쥐의 약리학적 제제를 통해 유도될 수 있습니다. 도부타민은 자주 사용되는 약물이며 도부타민 스트레스 심장 초음파 검사는 인간에서 널리 수행되지만 6,7 심장 스트레스 반응을 평가하기 위해 소동물 모델에서만 가끔 사용됩니다 8,9,10,11. 도부타민은 주로 β1 작용 효과를 가진 합성 카테콜아민으로 심장의 양성 수축성 및 크로노트로피를 초래합니다. 사람에서 마우스로의 정확한 번역을 달성하기 위해서는 심초음파의 기술 및 개념적 프레임워크, 예를 들어 마우스의 작은 크기와 빠른 심박수와 관련된 기술적 한계를 고려해야 합니다. 도부타민 스트레스 심초음파에서 인간 목표 심박수는 [(220-age) x 0.85]이며, 건강한 지원자에서 평균 심박수가 약 150 ± 10% 증가한다12,13. 쥐의 경우 이러한 공식이 없습니다. 박출률(EF)은 인간의 스트레스 심초음파에 의해 5-20% 증가하는 것으로 설명됩니다12,14. 생쥐의 EF는 심박수에 따라 58 ± 11%(< 450bpm)에서 71± 11%(≥ 450bpm) 사이에서 보고되며 심박수가 높을수록 거의 20% 변화합니다4. 심박출량을 증가시키는 생쥐의 주요 메커니즘은 심박수의 증가입니다. 이 메커니즘에 부분적으로 책임이 있는 것은 Bowditch 효과 또는 계단 현상, 빈도 의존적 칼슘 매개 양성 수축성 심장 반응으로, 인간보다 생쥐에서 더 두드러집니다15,16. 또한, (스트레스) 심장초음파는 관찰자 내 및 관찰자 간 변동성의 기초가 됩니다. 따라서 고도로 표준화된 절차가 필수적입니다17,18.

여기에서는 건강 및 질병 모델에서 마우스의 심장 기능의 미묘한 변화를 풀기 위해 표준화된 이미지를 획득하기 위한 도부타민 스트레스 심초음파의 자세한 절차를 제시합니다. 주요 구성 요소에는 적절한 마취, 적절한 심박수 모니터링 및 생쥐의 스트레스 유발 이미징에서 발생할 수 있는 함정이 포함됩니다. 주요 매개변수는 LVEF에 대한 고려를 포함한 수축기 및 이완기 기능의 평가입니다. 마우스는 후부하로 인한 심장 기능 장애에 내성이 있기 때문에17, 이 프로토콜은 심장 판막 질환 모델에도 사용할 수 있는 귀중한 정보를 추가할 수 있습니다.

프로토콜

모든 방법과 절차는 모든 관련 규정('실험 및 기타 과학적 목적으로 사용되는 척추 동물 보호를 위한 유럽 협약'(지침 2010/63/EU))에 따라 수행되었으며 동물 관리는 기관 지침에 따라 수행되었습니다. 인간 피험자의 데이터는 인간 복지를 위한 모든 제도적, 국가적, 국제적 지침에 따라 분석되었으며 지역 윤리 위원회(20-9218-BO)의 승인을 받았습니다. 모든 실험은 12주 령의 수컷 C57BL/6JRj를 대상으로 수행되었습니다.

1. 재료 및 장비 준비

참고: 그림 1 은 소동물 초음파 작업장의 예를 보여줍니다.

  1. 밝기를 조절할 수 있는 조명이 있는 조용하고 통제된 환경에서 작동하는지 확인하십시오.
  2. 초음파 젤을 예열합니다(예: 젤 워머를 사용). 젤을 37 °C로 예열합니다. 시간이 걸릴 수 있습니다.
  3. 플랫폼을 포함한 모든 기구를 소독용 물티슈로 청소하십시오.
  4. 전원을 켜고 플랫폼을 37°C로 예열합니다.
  5. 초음파 기계를 켭니다. 동물 ID 및 프로토콜 ID 및 기타 관련 정보를 입력합니다. 체중이 약 30g인 마우스의 경우 중심 전송이 30MHz인 고주파 초음파 변환기를 사용합니다.
  6. 활성 가스 배기 시스템으로 작업해야 합니다.
    알림: 내쉬는 흐름에서 이소플루란을 흡착하기 위해 활성탄 필터를 사용하는 경우 무게를 확인하고 표시된 최대 무게 증가에 도달하면 필터를 교체하십시오.
  7. 필요한 경우 기화기에 적절한 양의 이소플루란을 채웁니다.
    주의 : 휘발성 마취제를 흡입하지 마십시오.
  8. 즉시 사용 가능한 주사 용액을 희석하거나 제조업체의 지침에 따라 도부타민 염산염 분말을 0.9% 식염수에 용해하여 2.5μg/μL의 도부타민 작업 용액을 준비합니다. 용액은 실온에서 보관할 때 최소 24시간 동안 안정적입니다.

​데이터 수집을 위한 이미징 시스템, 진단 장비 및 분석 워크스테이션을 갖춘 실험실 설정.
그림 1: 소동물 심장 초음파 작업장. 인체공학적 환경은 검사 시간이 짧아야 하기 때문에 소동물 스트레스 심초음파검사에 필수적입니다. 작업장은 초음파 기계, 산소 공급 및 활성 가스 배출 기능이 있는 소동물 마취 시스템, ECG가 내장된 가열식 심장 초음파 플랫폼, 통합 철도 시스템의 일부인 미세 조작기를 통한 이동 기능 및 생리학적 모니터링 장치로 구성됩니다. 젤 워머에서 데우는 초음파 젤과 열 램프는 유용한 보조 도구입니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

2. 마취의 화상 진찰 그리고 감응작용을 위한 쥐의 준비

  1. 산소가 풍부한 가스 혼합물에서 유도 챔버를 3%-4% v/v 이소플루란으로 채웁니다(1L/min 100% O2).
  2. 마우스의 무게를 잰다. 마우스의 꼬리를 부드럽게 잡고 인덕션 챔버로 옮깁니다. 동물의 움직임을 면밀히 관찰하여 몇 초 이내에 동물이 진정되었는지 확인하십시오.
  3. 필요한 경우 마취 시스템에 연결된 콧방울로 가스 흐름을 변경합니다(안정적인 진정을 유지하기 위해 1L/min 100% O2 와 1.0-1.5 vol% 이소플루란). 인덕션 챔버에서 마우스를 제거하고 예열된 플랫폼에 조심스럽게 놓습니다. 플랫폼에 내장된 ECG 센서에 발이 있는지 확인합니다.
  4. 공막의 건조를 방지하려면 양쪽 눈에 연고 젤을 바르십시오.
    알림: 응력 측정에는 시간이 걸립니다.
  5. ECG 센서에 아주 적은 양의 전극 크림을 바르십시오. 접착 테이프로 동물의 네 팔다리를 부드럽게 고정합니다. 접착 테이프의 작은 부분을 사용하여 노즈 콘에서 동물의 머리 위치를 고정합니다. ECG는 이미지 획득 중 심박수를 기록하는 데 사용됩니다. 안정적이고 선명한 ECG 신호를 위해 생리학적 이미징 시스템을 조정합니다.
    알림: 전극 크림을 너무 많이 사용하면 ECG 신호 품질이 나빠질 수 있습니다.
  6. 시술 중 동물을 스트레스로부터 보호하려면 심박수 범위를 400-450bpm으로 유지하여 적절한 진정 깊이를 확인하십시오. 심박수는 ECG에 의해 얻어집니다. 범위 내에서 50bpm의 변동이 허용됩니다.
    참고: 동물의 움직임은 진정 수준이 너무 좁다는 것을 나타낼 수 있습니다. 마취가 마우스의 심장 우울증으로 이어져서는 안 됩니다. 진정제는 위에서 언급한 목표 심박수를 얻기 위해 조정될 수 있습니다.
  7. 윤활제를 사용하여 직장 체온계를 부드럽게 삽입하여 체온을 지속적으로 모니터링합니다. 온도를 생리학적 범위(마우스 변형 및 실험 설정에 따라 일반적으로 36.5°C에서 37.5°C 사이)로 유지하십시오. 환경적으로 통제되지 않는 동물 심장 초음파 실험실에서는 적외선 조명의 사용을 고려할 수 있습니다.
  8. 화학 제모 크림을 사용하여 가슴에서 체모를 제거합니다. 깨끗하고 젖은 종이 타월을 사용하여 가슴을 깨끗이 닦습니다. 남아 있는 모든 크림 성분을 제거해야 합니다(그림 2A).
    알림: 전기 클리퍼는 제모 전에도 사용할 수 있습니다. 이제 동물은 이미징을 할 준비가 되었습니다. 이미징 시간을 짧게 유지하는 것이 중요하므로 이미징 전 전체 준비는 3분 미만이 소요되어야 합니다.

초음파 탐침을 이용한 설치류 마취; 실험적 의료 절차 시연.
그림 2: 동물 및 변환기 위치.(A) 마우스는 4개의 팔다리가 모두 은색 ECG 전극에 고정된 상태로 가열된 플랫폼에 부착됩니다. 체온 측정을 위해 직장 체온계가 삽입됩니다. 주둥이는 마취 시스템의 콧방울에 부드럽게 삽입됩니다. (B) 흉골 주위 장축 보기(PSLAX)를 위한 프로브 방향; 3.2단계를 참조하십시오. (C) 흉골 주위 단축 보기(PSSAX)를 위한 프로브 방향; 3.3단계를 참조하십시오. (D) 정점 4 챔버 뷰 (4CH)에 대한 프로브 방향; 3.4단계를 참조하십시오. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

3. 기본 심혈관 영상

참고: 두 개의 기본 변환기 위치(주위 흉골 및 정점 초음파 창)(그림 2)와 최소 세 가지 초음파 양식(B(올바름) 모드, M(otion) 모드 및 도플러 모드(컬러 도플러 및 펄스파(PW) 도플러))를 사용하여 이미지를 획득할 수 있습니다(그림 3, 그림 4, 그림 5). 이미징의 기초는 이전에 발표된 논문16,18을 참조하십시오. 나중에 획득한 응력 이미지와 비교하기 위해 선명한 이미지를 얻는 것이 중요합니다.

  1. 예열된 초음파 젤을 거품이 나지 않게 가슴에 바릅니다.
    알림: 가열되지 않은 초음파 젤은 심박수에 영향을 미치는 급격한 체온 손실을 초래합니다.
  2. 흉골 주위 장축(PSLAX) 보기를 수행합니다.
    참고: PSLAX는 장축에서 LV를 시각화하기 위해 수행됩니다. 이를 통해, 예를 들어, 대동맥근 치수와 근위 대동맥 치수, LV 길이를 얻을 수 있습니다.
    1. 머리가 조사관과 반대쪽을 향하게 하고 테이블을 왼쪽으로 약 10-20°, 앞쪽으로 5-10° 기울여 심장을 가능한 한 앞쪽으로 가져옵니다. 동물의 오른쪽 어깨를 가리키는 마커(노치)가 있는 심장의 긴 축과 일직선으로 변환기를 parasternally 배치합니다(그림 2B).
    2. 마이크로 매니퓰레이터를 사용하여 최적의 보기를 조정합니다. 이미지 제어판 컨트롤을 사용하여 이미지를 최적화합니다. 심실 수준에서 하나 이상의 2D B 모드 사진과 하나의 M 모드 사진을 획득합니다.
    3. 특정 질문에 필요한 경우 추가 이미지를 획득합니다. 최소 100개의 프레임과 최소 3(-6)개의 전체 심장 주기를 획득합니다.
  3. PSSAX(parasternal short axis) 보기를 수행합니다.
    참고: PSSAX는 짧은 축에서 LV를 시각화하기 위해 수행됩니다. 이러한 관점에서, 예를 들어, 좌심실 수축기 말단 용적량(LVESV), 좌심실 이완기 말단 용적량(LVEDV), 뇌졸중 용적(SV) 및 심박출량(CO)을 계산할 수 있습니다.
    1. 각도를 변경하지 않고 변환기를 시계 방향으로 90° 회전합니다(이제 마커가 동물의 왼쪽 어깨를 가리킴)(그림 2C). 기저부, 중뇌실(유두근 수준) 및 정점 보기에서 하나 이상의 B-모드 이미지를 획득합니다.
    2. 가장 기저부(basal)와 가장 정점(most-apical) 보기를 정의하려면 장축을 따라 LV 챔버의 전체 심장 주기가 여전히 보이는 가장 먼 지점까지 스크롤합니다. 유두 근육 수준의 중간 위치에서 중심실 수준에서 이미지를 촬영합니다.
    3. 중심실 보기에서 하나 이상의 M-모드 이미지를 획득합니다.
      알림: 일부 초음파 기계는 다양한 view; 이미지를 획득하기 전에 적절한 사전 설정을 확인하는 것이 좋습니다.
  4. 정점 4챔버(4CH) 보기를 수행합니다.
    참고: 4CH는 주로 PW 도플러를 사용하여 승모판막을 평가하는 데 사용할 수 있기 때문에 중요합니다.
    1. 동물이 머리를 아래로 향하게 한 상태에서 수정된 트렌델렌부르크 위치에 있는 플랫폼을 기울입니다. 변환기를 마우스의 머리 쪽으로 각도를 맞추고 마커는 동물의 왼쪽을 향하게 합니다(그림 2D).
    2. 하나 이상의 B-모드 이미지와 승모판 및 삼첨판 판막의 컬러 도플러 및 PW 도플러 이미지를 획득합니다. 실험 질문에 따라 4CH 뷰에서 조직 도플러를 적용합니다.
      참고: 정점 4CH 위치에 도달하는 가장 쉬운 방법은 PSAX 보기에서 테이블을 기울이고 변환기를 각도를 조정하는 것입니다. 흉부에 너무 많은 압력을 가하면 이완기 기능 측정과 같은 측정을 방해할 수 있으므로 주의해야 합니다.

4. 도부타민 스트레스 이미징

알림: 목표 심박수에 도달하면 목표 심박수가 안정적인 한 표준화된 보기를 획득해야 합니다. 이를 위해서는 일반적으로 PSLAX와 PSSAX 간에 두 개 이상의 스위치가 필요합니다. PSLAX와 PSSAX 간의 전환은 90° 회전만 필요하기 때문에 뷰를 쉽게 이미지화할 수 있습니다.

  1. 비교 가능성을 보장하기 위해 동일한 마취를 유지하는 동일한 동물에서 도부타민 스트레스 테스트를 수행합니다. 시작 심박수가 400-450bpm 범위에서 안정적으로 유지되는지 확인하십시오. ECG 판독값을 기록하고 획득한 이미지와 함께 저장합니다. ECG 신호가 깨끗한지 확인하십시오. 그렇지 않으면 명확한 ECG 신호가 표시될 때까지 네 팔다리를 모두 테이프로 다시 감으십시오.
  2. 다시 PSLAX 보기(B 모드 및 M 모드 이미지)를 수행합니다. 이미지를 "기준선" 이미지로 저장합니다. 초기 심박수도 저장하고 염두에 두십시오.
  3. 주사기를 미리 채우고 27G 바늘과 1mL 주사기를 사용하여 5μg/g의 체중 도부타민을 복강내로 주입합니다. 심박수를 면밀히 관찰하십시오. 목표 심박수에 도달할 때까지 심초음파 이미지를 기록하고 나중에 분석할 수 있도록 심박수 증가를 사용합니다. 도부타민 용량에 따라 약 1분 후 15-30% 증가한 후 지속 가능한 상당한 도부타민 유도 심박수 증가에 도달합니다.
    알림: 감염을 방지하기 위해 모든 동물에게 항상 일회용 멸균 주삿바늘을 사용하십시오. 도부타민 민감도 및 (이하)최대 부하는 마우스 균주에 따라 달라질 수 있으며 실험 설정에 따라 달라질 수 있으며 사전 실험에서 정의해야 합니다. 도부타민 투여량을 실험 설정에 맞게 조정하는 것이 좋습니다.
    주의: 날카롭고 잠재적인 감염 물질의 사용에 대한 기관 지침을 따르십시오. 바늘은 항상 승인된 의료 폐기물 용기에 폐기하십시오!
  4. 목표 심박수에 도달하고 약 30초 동안 안정적으로 유지되면 3단계에서 설명한 대로 PSLAX B 모드 및 M 모드 이미지를 획득합니다.
  5. 다시 변환기를 시계 방향으로 회전하여 3단계에서 설명한 대로 PSSAX 보기를 얻습니다. 여기에서 기저부, 중심실(유두근 수준) 및 정점 수준의 B 모드 이미지와 중심실(유두 근육 수준) 수준의 M 모드 이미지를 획득합니다. 목표 심박수가 안정적으로 유지되는지 확인합니다. 그렇지 않으면 PSLAX 위치로 다시 전환하고 이미징을 다시 시작하십시오.
    참고: 도부타민12 (이 기사에서 다루지 않음)를 지속적으로 주입하지 않으면 심박수가 떨어지므로 이미지는 2분 이내에 획득해야 합니다. PSLAX 및 PSSAX 이미지는 대부분의 관련 응력 유발 측정에 필수적입니다("대표 결과" 섹션 참조).
  6. 이제 정점 4CH 보기를 다시 수행합니다(3.4단계에서 설명한 대로). PW 도플러를 사용하여 관심 있는 흐름 패턴을 측정합니다(3.4.2단계에서 설명). 스트레스가 없는 조건에서 PW 도플러를 사용하여 두 개의 특징적인 파동을 측정하는데, 하나는 심실의 수동 충전(E(arly)파)를 나타내고 다른 하나는 심방 수축 후 활성 충전(A(trial)파)을 나타냅니다. 심박수가 증가함에 따라 이러한 파동은 융합되는 경향이 있으며 도부타민으로 인한 스트레스 하에서는 뚜렷하게 측정되지 않을 수 있습니다.

5. 마지막 단계

  1. 약 5분 후 심박수가 다시 감소하기 시작하면 모든 보기가 캡처되었는지 확인합니다.
  2. 깨끗하고 젖은 종이 타월을 사용하여 가슴에서 초음파 젤을 부드럽게 제거합니다. 테이프 고정 장치를 조심스럽게 제거하십시오. 수염이 뽑히지 않도록 동물의 머리를 고정하는 테이프에 특히 주의하십시오.
  3. 마취를 끕니다. 활성 가스 배기 가스를 사용하는 경우 가스 배출을 계속해야 합니다. 기상 시간 동안 분리된 가열된 케이지에 종이 타월 위에 동물을 놓습니다. 동물을 자세히 관찰하십시오. 흉골 누운 자세를 유지할 수 있을 만큼 충분한 의식을 회복할 때까지 방치해서는 안 됩니다. 깨어나 완전히 회복되면 동물을 우리로 옮깁니다.
    참고: 이 기술의 최종적이지 않은 특성으로 인해 동물은 모든 관련 규정에 따라 실험 내에 머물 수 있습니다.

6. 오프라인 평가

  1. 이미지 데이터를 작업 스테이션의 오프라인 분석 소프트웨어로 전송하여 심장 기능에 대한 자세한 평가를 수행합니다. 스트레스를 받지 않은 심장 기능과 스트레스를 받은 심장 기능의 차이에 특히 주의하십시오. 심박수는 항상 기록되고 표시되어야 합니다.
    참고: 소프트웨어 분석은 소프트웨어마다 다르기 때문에 이 프로토콜에서 다루지 않습니다. 제조업체의 지침을 참조하십시오.

결과

PSLAX에서 획득한 생리학적 무스트레스 심초음파영상이 그림 3에 나와 있습니다. 이완기에서는 심실 벽이 균일하게 나타나고(그림 3A) 어느 정도 두꺼워집니다(그림 3B, C). 체중 5μg/g의 도부타민 i.p.를 주사하면 심박수(positive chronotropic effect)12 및 LVEF(positive inotropic effect)가 크게 증가합니다(그림 3, 그림 6). 긍정적 인 수축 효과는 그림 3D-F에서 시각화되어 확장기 (LVAWd)의 LV 전벽이 두꺼워지고 수축기 (LVAWs)와 이완기 및 수축기의 LV 후벽 (LVPWd; LVPW)를 참조하십시오(그림 3D,E). 이 효과는 "키스 벽" 현상(그림 3F)으로 이어질 수 있으며, LV 내경(LVID)이 전벽과 후방이 서로 닿는 것처럼 보일 정도로 짧아지는 현상(그림 3F)을 유발할 수 있습니다(그림 3E). LVEF는 PSLAX B 모드에서 평면적으로 측정할 수 있습니다(그림 3A,B,D,E).

PSSAX에서는 LVAW 및 LVPW 외에도 중격벽(LVSW)과 측벽(LVLW)이 시각화됩니다(그림 4). 스트레스를 받은 심장에서 심실은 중심을 향해 원주적으로 균일하게 수축합니다(그림 4D, E). "키스 벽" 현상은 PSSAX M 모드에서도 볼 수 있습니다(그림 4F).

승모판 유량 프로파일의 PW 도플러 기록은 E파와 A파가 뚜렷하게 분리된 초기 이완기 속도(E파)와 후기 이완기 심방 수축(A파)을 보여줍니다(그림 5A). 등체적 이완 시간(IVRT)은 이완기 기능을 평가하는 데 필요하며, 등체적 수축 시간(IVCT)은 수축기 기능을 나타냅니다. 건강한 스트레스를 받은 심장에서는 두 매개 변수가 모두 크게 감소합니다(그림 6C, D). 그림 5B 는 심박수 증가로 볼 수 있는 거의 융합된 E파와 A파를 보여줍니다. 수축기에서 LVID의 현저한 감소로 인해 승모판 흐름을 측정할 때 유출로 신호를 볼 수 있습니다(그림 5B).

특수 소프트웨어를 사용하여 스트레스를 받지 않은 심장과 스트레스를 받은 심장에서 좌심실 심근의 변형률 및 변형률에 대한 스페클 추적 평가가 가능하여(그림 7, 그림 8) 내재적 심근 수축 특성의 조기 또는 무증상 가능성을 측정할 수 있습니다. 수축 주기의 정확하게 인식된 부분으로 계산을 수행하는 것이 중요합니다. 스트레인(strain rate)은 원래 모양과 크기4로 정규화된 물체의 변형을 반영하며, 이는 원래 길이6로 정규화된 심근 섬유의 길이와 같고, 변형률은 심근 변형률을 나타냅니다. 변형률은 방사형, 원주 및 세로 축에서 측정할 수 있습니다. 한 가지 예는 PSSAX의 방사형 변형률 측정으로, 이는 심장 주기 동안 심근 벽 두께의 증가를 설명하고 좌심실19의 중심을 향한 변형을 나타냅니다. 심장 수축기 동기화는 6개의 좌관절 분절의 수축기 기능을 측정한 것입니다(그림 9E)20,21. 인간의 경우, 임상적으로 사용되는 GLS(global longitudinal strain)는 수축기 기능 평가를 위해 승인된 전체 마커입니다.

생쥐의 스트레스 심초음파검사에서 GLS(PSLAX로 측정)가 음수 값이 감소하고 전체 원주 변형률(GCS)(PSSAX로 측정)이 음수 값으로 감소하는 것을 관찰했습니다(그림 9A, B). 도부타민 투여는 전 세계적으로 최대 균주까지의 시간을 단축했으며(그림 9C), 이는 6개 세그먼트 모두에서 최대 균주까지의 시간이 단축된 것으로 나타납니다(그림 9D). 또한 모든 세그먼트에서 방사형 변형률이 균일하게 증가했습니다(그림 9F).

도부타민 투여의 결과는 종마다 다르며, 이는 중개 접근법에 중요합니다. 일단 (이하)최대 부하에 도달하면, 마우스는 평균 심박수가 +33% 증가한 반면 인간은 평균 심박수가 +144% 증가했습니다(그림 10A). (이하)최대 부하에서 마우스는 평균 도부타민 유도 EF 증가율이 +61%인 반면, 인간은 평균 EF 증가율이 +14%였습니다(그림 10B).

심장 초음파 이미지: PSLAX 보기, 스트레스가 없는 vs. 스트레스가 있는 경우, 425-545bpm의 심박수 분석.
그림 3: 스트레스를 받지 않은 동물과 스트레스를 받은 동물에서 흉골 주위 장축(PSLAX)에서 획득한 이미지의 대표적인 결과. (A) 이완기의 PSLAX(스트레스 없음). 좌심실 전벽(LVAWd), 좌심실 후벽(LVPWd), 좌심실 구멍 및 대동맥 판막(Ao)이 보입니다. (B) 수축기의 PSLAX(스트레스 없음). 좌심실 전벽(LVAW), 좌심실 후벽(LVPW), 좌심실 구멍 및 Ao가 보입니다. (C) 중심실 PSLAX의 M-모드 이미지(스트레스 없음). LVAWd가 표시됩니다. 이완기의 내심실 직경(LVIVDd), LVPWd, LVAW, LVIVDs, LVPW. 스트레스를 받지 않은 이미지의 심박수: 425bpm. (D) 이완기의 PSLAX(스트레스). LVAWd, LVPWd, LV 캐비티 및 Ao가 보입니다. (E) 수축기의 PSLAX(스트레스). LVAW, LVPW, LV 캐비티 및 Ao가 보입니다. (F) 중심실 PSLAX의 M-모드 이미지(스트레스). LVAWd, LVIVDd, LVPWd, LVAW, LVIVD, LVPW가 보입니다. 스트레스를 받은 이미지의 심박수: 545bpm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

400bpm 및 550bpm에서 좌심실 스트레스 반응 차이를 보여주는 심초음파 다이어그램.
그림 4: 스트레스를 받지 않은 동물과 스트레스를 받은 동물에서 흉골 주위 축(PSSAX)에서 획득한 이미지의 대표적인 결과. (A) 이완기의 PSSAX(스트레스 없음). 좌심실 전벽(LVAWd), 좌심실 후벽(LVPWd), 좌심실 내경(LVIDd, 화살표), 좌심실 중격벽(LVSWd) 및 좌심실 후벽(LVLWd)이 보입니다. (B) 수축기 내 PSSAX(스트레스 없음). 좌심실 전벽(LVAW), 좌심실 후벽(LVPW), 좌심실 내경(LVID, 화살표), 좌심실 중격벽(LVSW) 및 좌심실 측벽(LVLW)이 보입니다. (C) 중심실 PSSAX의 M-모드 이미지(스트레스 없음). LVAWd, LVIVDd(화살표), LVPWd, LVAW, LVIVD(화살표), LVPW가 보입니다. 스트레스를 받지 않은 이미지의 심박수: 400bpm. (D) 이완기의 PSSAX (스트레스). LVAWd, LVPWd, LVIDd(화살표), LVSWd 및 LVLWd. (E) 수축기(강세)의 PSSAX가 보입니다. LVAW, LVPW, LVID(화살표), LVSW 및 LVLW가 보입니다. (F) 중심실 PSLAX의 M-모드 이미지(스트레스). LVAWd, LVIVDs, LVPWd, LVAWs, LVIVDs, LVPWs가 보입니다. 스트레스를 받은 이미지의 심박수: 550bpm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

심장 초음파 도플러 분석, 400bpm 대 560bpm, 스트레스 대 비스트레스 비교.
그림 5: 스트레스를 받지 않은 동물과 스트레스를 받은 동물에서 정점 4챔버 뷰(4CH)에서 획득한 이미지의 대표적인 결과: MV 흐름. (A) 승모판 유입의 펄스파파 도플러(스트레스 없음). E/A 비율은 E(arly) 이완기 심실 충전과 A(trial) 이완기 수축에서 파생될 수 있습니다. 등체적 이완 시간(IVRT)은 이완기 기능의 지표 역할을 하는 반면, 등체적 수축 시간(IVCT)은 수축기를 나타냅니다. IVRT 및 IVCT를 적절하게 시각화하려면 이미지를 획득할 때 초음파 기계의 벽 필터를 낮추십시오. 스트레스를 받지 않은 이미지의 심박수: 400bpm. (B) 승모판 유입의 펄스파파 도플러(응력 가함). 심박수가 증가함에 따라 E파와 A파는 높이가 비슷하고 더 나아가 융합되는 경향이 있습니다. 도부타민에 의한 스트레스 심초음파를 획득할 때, 스트레스에 의한 좌심실 크기의 감소로 인해 유출 신호(*)가 보일 수 있습니다. 스트레스를 받은 이미지의 심박수: 560bpm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

심박수, 박출률, IVRT, IVCT 대 스트레스; 그래프; 심혈관 반응 분석
그림 6: 도부타민 유발 스트레스 심초음파에서 심장 기능 매개변수의 변화. (A) 분당 박동수(bpm) 단위의 심박수 증가. (B) 좌심실 박출률의 증가. (C) 등체적 이완 시간(IVRT)의 단축. (D) 등체적 수축 시간(IVCT)의 단축. 모두: n = 3, 평균 ± SD, * = p < 0.05, 학생의 t-검정. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

PSLAX 변형률 분석 차트; 심장 초음파, 스트레스가 없는 심박수 데이터 비교와 스트레스가 있는 심박수 데이터 비교.
그림 7: 스트레스를 받지 않은 동물과 스트레스를 받은 동물에서 PSLAX(parasternal long axis view)로 획득한 이미지의 변형률 분석. (A,B) 변형률 분석 소프트웨어를 사용하여 GLS(Global Longitudinal Strain)를 포함한 심장 기능 매개변수를 계산할 수 있습니다. 건강한 동물의 경우 벽 신호가 균일합니다(빨간색/파란색 패턴). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

PSSAX 변형률 분석; 초음파 스트레스 비교; HR 400 대 545bpm; 심장 기능 그래프.
그림 8: 스트레스를 받지 않은 동물과 스트레스를 받은 동물에서 PSSAX(parasternal short axis view)로 획득한 이미지의 변형률 분석. (A,B) 변형률 분석 소프트웨어를 사용하여 GCS(Global Circumferential Strain)를 포함한 심장 기능 매개변수를 계산할 수 있습니다. 건강한 동물의 경우 벽 신호가 균일합니다(빨간색/파란색 패턴). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

심장 스트레인 그래프 및 다이어그램은 GLS, GCS, 피크 스트레인까지의 시간 및 방사형 스트레인에 대한 스트레스 효과를 보여줍니다.
그림 9: 스트레스를 받지 않은 동물과 스트레스를 받은 동물의 변형률 매개변수의 변화. (A) 전체 종방향 변형률의 감소. (B) 전체 원주 변형의 증가. (C) 전 세계적으로 최대 변형까지의 시간 단축. (D) 6개 세그먼트 모두에서 최대 변형률까지의 시간을 단축했습니다. (E) Short Axis View에서 해부학적 세그먼트의 개략적 개요. (F) 도부타민 투여 후 방사상 변형률 증가. 값은 소프트웨어에 따라 다르고 마우스의 참조 값이 현재 존재하지 않기 때문에 각 실험 설정에 대해 값을 개별적으로 확인해야 합니다. 그래프는 그림 7 과 그림 8의 결과를 나타냅니다. AFW = 전방 자유 벽; LW = 측벽; PW = 후벽; IFW = 열등한 자유 벽; PS = 후방 중격; AS = 전방 중격. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

생쥐와 인간의 심박수와 박출률 증가를 비교하는 막대 차트; 심혈관 연구.
그림 10: 도부타민 유발 스트레스 심초음파에서 마우스와 인간의 심장 기능 매개변수의 차이.(A) 심박수의 퍼센트 증가. (B) 좌심실 박출률의 퍼센트 증가. 이 값은 문헌13,22와 임상 일상 측정에서 파생됩니다. 모두: n = 3, ± SD를 의미합니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

토론

스트레스에 의한 심장 기능 평가는 운동 검사 또는 약리학적 스트레스 검사를 사용하는 임상 환경에서 인간에게 널리 사용됩니다 6,7. 생쥐의 운동 직후 심초음파검사는 진정제의 필요성으로 인해 매우 제한적이기 때문에 도부타민 유발 스트레스 심초음파검사는 스트레스 유발 심장 생리병리를 평가하는 가장 효과적인 방법이 될 수 있습니다. 심장 기능에 대한 신뢰할 수 있는 정보는 최종 접근법23에서 실시간 압력-부피 분석을 사용하여 얻을 수 있습니다. 심장초음파검사는 장기간의 검사에 대한 귀중한 통찰력을 더해주며, 따라서 3R 원칙(replace, reduce, refine)의 요구 사항을 추가로 충족합니다.

환자에서 스트레스 심장초음파의 가장 일반적인 사용은 벽 이상 및 심근 생존 능력을 찾고 심장 판막 질환을 평가하는 것이며, 그 중요성은 최근 지침24,25에 명시되어 있습니다. 그럼에도 불구하고, 이러한 적용은 심장 박동이 쇠퇴하는 생리병리학적 퍼즐의 한 조각일 뿐입니다. 따라서 우리는 전임상 연구에서 약리학적 스트레스 테스트를 사용하면 질병 모델 및 심장 표현형에서 심장 기능의 숨겨진 미묘한 변화를 발견하는 데 도움이 될 것이라고 믿습니다.

마취 및 심박수
쥐의 의식적인 심초음파검사의 몇 가지 예외를 제외하고26, 진정된 심초음파는 쥐에서 가장 널리 보급된 심초음파검사법이다 3,4. 최대 1.5 vol%의 이소플루란은 적절한 진정제에 충분하지만, 이소플루란은 인간과 달리 생쥐의 심박수를 감소시킵니다. 따라서 특히 스트레스 테스트를 수행할 때 진정제와 심박수 영향 사이의 적절한 균형을 찾는 것이 중요합니다. 그럼에도 불구하고, 이소플루란은 다른 마취제에 비해 심폐를 덜 유발한다27. 마우스의 생리적 심박수는 >450bpm4이며, 마취로 인해 심박수가 약간 감소한 것과 관련하여, 도부타민 주사 후 심박수의 유의한 증가를 얻기 위해 스트레스를 받지 않은 마우스의 적절한 목표 심박수로 목표 심박수 400-450bpm을 정의했습니다. 따라서 심박수의 신중한 모니터링은 적절한 마취의 1차 제어 메커니즘 역할을 하고 도부타민 주사 후 미리 정의된 심박수 증가에 도달했을 때 성공적인 도부타민 효과를 검증하는 역할을 하기 때문에 필수적입니다. 이 시점에서, 한 그룹의 마우스 내에서 동일한 심박수 통로를 사용하고 다른 그룹의 마우스와 비교하는 것이 중요합니다. 도부타민의 효과는 크로노트로픽보다 근방성에 더 가깝다는 점에 유의해야 합니다.

도부타민 투여
생쥐 심초음파에서 도부 타민은 체중 11,28,29,30 1-5 μg / g의 용량으로 iv 또는 ip를 투여합니다. 도부타민 혈장 농도와 심장 기능 매개변수가 선형 관계로 상관관계가 있기 때문에 투여가 중요합니다13. 여기서 우리는 5μg/g 체중의 i.p. 주입을 결정했는데, 이는 사용된 수컷 C57BL6/6JRj 마우스에서 (이하)최대 부하에 도달하는 심장 기능 매개변수의 유의미하고 견고하며 재현 가능하고 일시적인 증가를 보여주었기 때문입니다. 프로토콜은 인간 환자와 달리 실험용 마우스 그룹 내에서 개인 간 차이를 검색하지 않기 때문에 모든 동물에서 동일한 적용 용량을 요구하는 모든 검사된 마우스에서 동일한 (이하)최대 부하에 도달해야 합니다. 이 시점에서 우리는 심장 기능 매개변수의 유의미하고 강력하며 재현 가능하고 일시적인 증가에 도달할 때까지 용량-반응 테스트를 사전에 마우스 균주와 실험 환경에 따라 수행해야 한다는 점을 지적하고 싶습니다.

I.p. 주입은 마우스에서 I.v. 주입이 더 많은 노력을 필요로 하기 때문에 실현 가능한 관리 경로입니다. 또한, 마우스에서 도부타민의 유사한 복막 흡수율을 가정할 때, i.p. 주입 접근법은 특히 이전에 구멍이 뚫린 혈관에 여러 개의 꼬리 정맥 주입이 필요한 종단 실험에서 연속 검사를 수행할 때 IV 꼬리 정맥 주입의 기술적 장벽과 부정확성을 피할 수 있습니다. 그럼에도 불구하고, 인간 절차와 유사하게, i.v. 적용 접근법 또한 적용될 수 있다 9,27,31. 약력학 및 약동학이 다르기 때문에 사전에 추가 용량 반응 검사가 필요할 수 있습니다. 도부타민은 주로 선택적인 β1-아드레날린성 약물로서, 전임상 연구에서 혈압에 대한 직접적인 영향을 최소화하는 심장 수축성 및 시간방적 효과로 인해 종종 선택된다9. 도부타민의 대안으로 이소프로테레놀의 투여가 가능합니다. 이소프로테레놀은 β1 및 β2 아드레날린 수용체 모두에 영향을 미치는 비선택적 β 아드레날린 작용제로, 도부타민과 달리 혈관 확장으로 인해 적용 후 평균 동맥압을 낮추는 원인이 됩니다. 그것은 심장 비대와 섬유증을 유발하고 다소 급성 및 다소 만성 투여에서 심부전 모델로 스트레스 유발 심장 손상을 모방하는 데 사용되므로 9,32 종단 동물 실험에서 반복 스트레스 심장 초음파가 계획 될 때 도부타민보다 다소 열등합니다. 그럼에도 불구하고, 두 물질의 비교는 건강한 마우스에서 수축성 및 광택성 효과에서 유의한 차이를 보여주지 않았다33. 전반적으로, 도부타민은 임상 환경에서 스트레스 테스트에 더 일반적으로 사용되는 반면, 이소프로테레놀은 실험 환경에서 볼 수 있습니다27,33.

심장 기능 평가
스트레스로 인한 변화는 B 모드에서 시각적으로 평가할 수 있으며 M 모드에서 시공간 솔루션의 이점을 얻을 수 있어 스트레스 이미징에서 다소 우수합니다. 치료되지 않은 건강한 마우스 또는 화학요법 유도 심장독성 모델과 같은 벽 이상이 없는 마우스에서19, PSLAX 또는 PSSAX에서 획득한 중심실 수준의 M-모드 이미지를 사용하여 좌심실 수축기 기능을 적절하게 측정할 수 있습니다34. 그러나, 예를 들어 심근경색35 이후와 같은 국소 벽(운동) 이상이 존재하는 경우, B-모드 이미지에서의 평면적 측정이 심근 수축 예비력을 평가하기 위해 바람직할 수 있다.

과도한 연구에도 불구하고, EF가 보존된 이완기 심부전은 여전히 심부전의 해결되지 않은 실체이다36. 기저 메커니즘에 대한 더 깊은 이해를 위해서는 이완기 심부전의 소동물 모델 분석이 필수적이다37. 이완기 평가의 경우, 승모판 유입 패턴, IVRT 및 IVCT와 같은 표지자는 잘 확립된 표지자입니다 4,38. 스트레스 테스트에서 이러한 마커는 변경될 수 있습니다. 생쥐의 스트레스 테스트에서 표준 값이 누락되었기 때문에 변경 사항을 처리하지 않은 대조군과 밀접하게 비교해야 합니다. 우리의 발견은 가치관을 지향하는 역할을 할 수 있다. 스트레스 검사를 통해 심근 기능의 미묘한 조기 변화를 감지할 수 있는 민감도를 이미 높였지만, 심근 긴장이 조기 무증상 변화를 미리 감지할 수 있으므로 반점 추적 영상을 사용하여 민감도를 더욱 높일 수 있습니다39. 대표적인 결과에서 볼 수 있듯이, 균주 유래 마커는 스트레스 테스트에 의해 변경될 수 있으며, 이는 분절 분석이 중요해지는 심근 경색과 같은 심장 질환 모델을 비교할 때 중요합니다. 마우스4의 심장초음파를 표준화하기 위한 노력에도 불구하고 현재 기준값이 없기 때문에 이러한 효과는 모든 개별 실험 환경에 대해 재평가되어야 합니다. 높은 심박수와 유의하게 유도된 심장 기능 매개변수의 분석은 수축 주기의 정확하게 인식된 부분으로 수행된 계산에 의존하기 때문에 스트레스 테스트 변형률 분석에 주의가 필요합니다.

내부 및 관찰자 간 신뢰성
작업자에 의존하는 초음파 검사로서, 심장초음파검사는 특히 동일한 동물에서 수행될 때 가능한 관찰자 내 및 관찰자 간 변동성3의 기초가 됩니다. 심초음파 측정의 재현성을 평가하기 위한 저명한 지침이 확립되어 있습니다40. 새로운 소프트웨어 기법으로 자동화된 평가 알고리즘이 개발되었다41. 여기에서는 가능할 때마다 블라인드 이미지 획득과 블라인드 소프트웨어 기반 오프라인 이미지 해석을 권장합니다. 특히 스트레스성 심장초음파에서 재현성을 보장하려면 비슷한 심박수 증가가 있는 이미지를 분석해야 합니다.

생쥐와 인간 사이: Translational application
전임상 초음파 적용의 모든 장점과 발전에도 불구하고 중개 한계에 대한 문제가 남아 있습니다.

우리가 보여준 바와 같이, 도부타민의 효과는 생쥐와 인간에 따라 다르다. 중개 전임상 연구자는 인간 환자에서 기존과 동일한 심장 기능 매개변수의 증가를 기대해서는 안 되며 그 반대의 경우도 마찬가지입니다. 그러나 비교를 수행해야 하는 경우 (이하)최대 하중 지점만 비교하는 것이 좋습니다. 보다 뚜렷한 보우디치 효과(Bowditch effect)15,16은 전임상 심장초음파 측정을 번역할 때 염두에 두어야 합니다.

더욱이, 초음파 창이 작기 때문에 한계가 있기 때문에, 도부타민 주입 후 심박수 및 수축성의 변화, 예를 들어 폐순환42의 스트레스 평가에 대한 평가는 더 이상 고민하지 않고 마우스에서 수행할 수 없습니다. 생쥐의 균주 평가를 평가하기 위해서는 추가 연구가 필요합니다. 그럼에도 불구하고 도부타민 유도 스트레스 심장초음파검사는 전임상 연구 분야에서 숨겨진 미묘한 변화를 밝히기 위한 실현 가능하고 재현 가능하며 가치 있는 도구입니다.

본 프로토콜의 적용은 심장의 수축기 및 이완기 기능 장애에 대한 생물학적으로 관련성이 높은 통찰력을 가능하게 하며, 다양한 마우스 균주의 심장 표현형 분석 외에도 LVEF 및 판막 심장 질환이 보존된 만성 과부하 압력, 심근 경색, 이완기 기능 장애 및 심부전의 별개의 모델로 확장될 수 있습니다.

공개 사항

저자는 공개할 내용이 없습니다.

감사의 글

저자는 다음과 같은 자금 출처를 인정합니다 : 독일 연구 재단 (UMEA Junior Clinician Scientist, Stephan Settelmeier; RA 969/12-1, 티에누시 라사프; HE 6317/2-1, Ulrike Hendgen-Cotta), Else-Kroener-Fresenius-Stiftung (2014_A216, Tienush Rassaf).

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
활성탄 필터UNO BV180000140http://www.unobv.com/Rest%20Gas%20Filters.html
Aquasonic 100 초음파 투과 젤Parker Laboratories001-02https://www.parkerlabs.com/aquasonic-100.asp
화학 제모 로션일반 공급-
코튼 스왑일반 공급-
ddH2O일반 공급-
도부타민Carinopharm71685.00.00https://www.carinopharm.de/stammsortiment/#103
실험실 동물 마취 용 유량계UNO BVSF3http://www.unobv.com/Flowmeters.html
가스 배기 장치UNO BV-http://www.unobv.com/Gas%20Exhaust%20Unit.html
난방 램프필립스
인덕션 박스UNO BV-http://www.unobv.com/Induction%20box.html
의료용 샤프 컨테이너BD305626https://legacy.bd.com/europe/safety/de/products/sharps/
MX400 초음파 변환기(20-46Mhz)VisualSonicsMX400https://www.visualsonics.com/product/transducers/mx-series-transducers
Octenisept 소독제Schuelke173711https://www.schuelke.com/de-de/produkte/octenisept.php
바늘이 있는 Omnican F 주사기 1mlB. Braun9161502Shttps://www.bbraun.de/de/products/b60/omnican-f.html
종이 타월일반 공급-
Signacreme 전극 크림Parker Laboratories017-05https://www.parkerlabs.com/Signacreme.asp
표준 거즈 패드BeeSana Meditrade4852728https://www.meditrade.de/de/wundversorgung/verbandstoffe/beesana-mullkompresse/
Thermasonic 젤 워머Parker Laboratories82-03-20 CEhttps://www.parkerlabs.com/thermasonic_apta_sbp.asp
Transpore 테이프3M1527NP-0https://www.3mdeutschland.de/3M/de_DE/unternehmen-de/produkte/~/3M-Transpore-Fixierpflaster/
기화기 Sigma DeltaUNO BV-http://www.unobv.com/Vaporizers.html
Vevo 3100 고주파 전임상 초음파 이미징 시스템VisualSonicsVevo3100https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-3100 * 필요한 소프트웨어 패키지: 심혈관 패키지; B 모드, M 모드, 펄스 도플러 모드
통합 철도 시스템, 가열식 플랫폼 및 생리학적 모니터링 장치가 있는 Vevo 이미징 스테이션VisualSonics-https://www.visualsonics.com/product/accessories/imaging-stations
VevoLab 분석 소프트웨어VisualSonicsVers. 3.2.5https://www.visualsonics.com/product/software/vevo-lab *필요한 소프트웨어 패키지: Vevo Strain, LV 분석

참고문헌

  1. Oh, J. Echocardiography in heart failure: Beyond diagnosis. European Journal of Echocardiography. 8 (1), 4-14 (2007).
  2. Lancellotti, P., et al. The clinical use of stress echocardiography in non-ischaemic heart disease: Recommendations from the european association of cardiovascular imaging and the american society of echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (2), 101-138 (2017).
  3. Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).
  4. Zacchigna, S., et al. Toward standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC Working Group on myocardial function. Cardiovascular Research. , 110(2020).
  5. Hendgen-Cotta, U. B., et al. A novel physiological role for cardiac myoglobin in lipid metabolism. Scientific Reports. 7, 43219(2017).
  6. Al-Lamee, R. K., et al. Dobutamine stress echocardiography ischemia as a predictor of the placebo-controlled efficacy of percutaneous coronary intervention in stable coronary artery disease: The stress echocardiography-stratified analysis of ORBITA. Circulation. 140 (24), 1971-1980 (2019).
  7. Cadeddu Dessalvi, C., Deidda, M., Farci, S., Longu, G., Mercuro, G. Early ischemia identification employing 2D speckle tracking selective layers analysis during dobutamine stress echocardiography. Echocardiography. 36 (12), 2202-2208 (2019).
  8. Li, Z., et al. Reduced myocardial reserve in young x-linked muscular dystrophy mice diagnosed by two-dimensional strain analysis combined with stress echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (8), 815-827 (2017).
  9. Puhl, S. L., Weeks, K. L., Ranieri, A., Avkiran, M. Assessing structural and functional responses of murine hearts to acute and sustained beta-adrenergic stimulation in vivo. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 79, 60-71 (2016).
  10. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. European Heart Journal Cardiovascular Imaging. 14 (8), 765-773 (2013).
  11. Wiesmann, F., et al. Dobutamine-stress magnetic resonance microimaging in mice : acute changes of cardiac geometry and function in normal and failing murine hearts. Circulation Research. 88 (6), 563-569 (2001).
  12. Pellikka, P. A., et al. Guidelines for performance, interpretation, and application of stress echocardiography in ischemic heart disease: From the American Society of Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 33 (1), 1-41 (2020).
  13. Ahonen, J., et al. Pharmacokinetic-pharmacodynamic relationship of dobutamine and heart rate, stroke volume and cardiac output in healthy volunteers. Clinical Drug Investigation. 28 (2), 121-127 (2008).
  14. Nath Das, R. Determinants of cardiac ejection fraction for the patients with dobutamine stress echocardiography. Epidemiology. 07 (03), (2017).
  15. Balcazar, D., et al. SERCA is critical to control the Bowditch effect in the heart. Scientific Reports. 8 (1), 12447(2018).
  16. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac catheterization in mice to measure the pressure volume relationship: Investigating the Bowditch Effect. Journal of Visualized Experiments. (100), e52618(2015).
  17. Casaclang-Verzosa, G., Enriquez-Sarano, M., Villaraga, H. R., Miller, J. D. Echocardiographic approaches and protocols for comprehensive phenotypic characterization of valvular heart disease in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54110(2017).
  18. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. Journal of Visualized Experiments. (39), e1738(2010).
  19. Rea, D., et al. Strain analysis in the assessment of a mouse model of cardiotoxicity due to chemotherapy: Sample for preclinical research. In Vivo. 30 (3), 279-290 (2016).
  20. Beyhoff, N., et al. Application of speckle-tracking echocardiography in an experimental model of isolated subendocardial damage. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (12), 1239-1250 (2017).
  21. Pappritz, K., et al. Speckle-tracking echocardiography combined with imaging mass spectrometry assesses region-dependent alterations. Scientific Reports. 10 (1), 3629(2020).
  22. Krahwinkel, W., et al. Dobutamine stress echocardiography. European Heart Journal. 18, suppl_D 9-15 (1997).
  23. Michel, L., et al. Real-time pressure-volume analysis of acute myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (137), e57621(2018).
  24. Baumgartner, H., et al. ESC/EACTS Guidelines for the management of valvular heart disease. European Heart Journal. 38 (36), 2739-2791 (2017).
  25. Knuuti, J., et al. 2019 ESC Guidelines for the diagnosis and management of chronic coronary syndromes. European Heart Journal. 41 (3), 407-477 (2020).
  26. Schoensiegel, F., et al. High throughput echocardiography in conscious mice: Training and primary screens. European Journal of Ultrasound. 32, Suppl 1 124-129 (2011).
  27. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1, 71-83 (2011).
  28. Scherrer-Crosbie, M., Thibault, H. B. Echocardiography in translational research: of mice and men. Journal of the American Society of Echocardiography. 21 (10), 1083-1092 (2008).
  29. Tanaka, N., et al. Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse. Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).
  30. Roth, D. M., et al. Cardiac-directed adenylyl cyclase expression improves heart function in murine cardiomyopathy. Circulation. 99 (24), 3099-3102 (1999).
  31. Castle, P. E., et al. Anatomical location, sex, and age influence murine arterial circumferential cyclic strain before and during dobutamine infusion. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 49 (1), 69-80 (2019).
  32. Ren, S., et al. Implantation of an isoproterenol mini-pump to induce heart failure in mice. Journal of Visualized Experiments. (152), e59646(2019).
  33. Carillion, A., Biais, M., Riou, B., Amour, J. Comparison of Dobutamine with Isoproterenol in echocardiographic evaluation of cardiac β-adrenergic response in rats: 4AP8-9. European Journal of Anaesthesiology. 29, (2012).
  34. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal Cardiovascular Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  35. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 812-838 (2018).
  36. Pieske, B., et al. How to diagnose heart failure with preserved ejection fraction: the HFA-PEFF diagnostic algorithm: a consensus recommendation from the Heart Failure Association (HFA) of the European Society of Cardiology (ESC). European Heart Journal. 40 (40), 3297-3317 (2019).
  37. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  38. Rammos, C., et al. Impact of dietary nitrate on age-related diastolic dysfunction. European Journal of Heart Failure. 18 (6), 599-610 (2016).
  39. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. Journal of the American Society of Echocardiography. 26 (3), 316-323 (2013).
  40. Bunting, K. V., et al. A practical guide to assess the reproducibility of echocardiographic measurements. Journal of the American Society of Echocardiography. 32 (12), 1505-1515 (2019).
  41. Grune, J., et al. Accurate assessment of LV function using the first automated 2D-border detection algorithm for small animals - evaluation and application to models of LV dysfunction. Cardiovascular Ultrasound. 17 (1), 7(2019).
  42. Lau, E. M. T., et al. Dobutamine stress echocardiography for the assessment of pressure-flow relationships of the pulmonary circulation. Chest. 146 (4), 959-966 (2014).

재인쇄 및 허가

태그

동영상 곧 제공
문의하기
사서에게 추천하기

개인정보

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.