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방법 논문

염증성 유방암 세포의 꼬리 정맥 주입을 통한 뇌 전이 모델링

3.5K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/62249

⸱

2021년 2월 4일

 ,  ,  , 
1Department of Breast Medical Oncology, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 2Morgan Welch Inflammatory Breast Cancer Clinic and Research Program, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Radiation Oncology, The University of Texas MD Anderson Cancer Center

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

우리는 내인성 HER2 증폭 염증성 유방암 세포주의 꼬리 정맥 주사를 통해 생성된 유방암 뇌 전이의 이종이식 마우스 모델을 설명합니다.

초록

뇌로의 전이성 확산은 많은 유형의 암에서 흔하고 파괴적인 징후입니다. 미국에서만 매년 약 200,000명의 환자가 뇌 전이 진단을 받습니다. 원발성 유방암 및 전신 악성 종양 환자의 생존 결과를 개선하는 데 상당한 진전이 있었습니다. 그러나 임상적 뇌 전이 환자의 암울한 예후는 이 치명적인 질병에 대한 새로운 치료제와 전략을 개발해야 할 시급한 필요성을 강조합니다. 적절한 실험 모델의 부족은 뇌 전이, 생물학 및 치료에 대한 우리의 이해를 향상시키는 데 방해가 되는 주요 장애물 중 하나였습니다. 여기에서 우리는 희귀하고 공격적인 형태의 유방암인 염증성 유방암(IBC)에서 유래한 내인성 HER2 증폭 세포주의 꼬리 정맥 주입을 통해 생성된 뇌 전이의 이종이식 마우스 모델을 설명합니다. 반딧불이 루시페라아제와 녹색 형광 단백질로 세포를 표지하여 뇌 전이를 모니터링하고 생물발광 영상, 형광 입체현미경 검사 및 조직학적 평가를 통해 전이성 부담을 정량화했습니다. 마우스는 강력하고 일관되게 뇌 전이를 일으켜 전이 과정에서 주요 매개체를 조사하고 새로운 치료 전략에 대한 전임상 테스트를 개발할 수 있습니다.

서론

뇌 전이는 전신 악성 종양의 흔하고 치명적인 합병증입니다. 대부분의 뇌 전이는 폐, 유방 또는 피부의 원발성 종양에서 발생하며, 이는 총체적으로 사례의 67-80 %를 차지합니다 1,2. 뇌 전이 발생률은 100,000건에서 240,000건까지 다양하며, 전이성 암으로 사망한 환자의 경우 부검이 드물기 때문에 이 수치는 과소평가될 수 있다3. 뇌 전이가 있는 환자는 뇌 전이가 없는 환자에 비해 예후가 더 나쁘고 전체 생존율이 낮다4. 뇌 전이에 대한 현재의 치료 옵션은 대체로 완화적이며 대부분의 환자에서 생존 결과를 개선하지 못한다5. 따라서 뇌 전이는 여전히 도전 과제로 남아 있으며 보다 효과적인 치료법을 개발하기 위해 뇌 전이 진행 메커니즘을 더 잘 이해해야 할 필요성이 여전히 시급합니다.

실험 모델의 사용은 뇌로의 유방암 전이성 진행의 특정 메커니즘에 대한 중요한 통찰력을 제공하고 다양한 치료 접근법의 효능을 평가할 수 있게 했습니다 6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16 . 그러나 뇌 전이 발달의 복잡성을 정확하고 완전하게 요약할 수 있는 모델은 거의 없습니다. 여러 실험 생체 내 모델이 동소, 꼬리 정맥, 심장 내, 경동맥 내 및 뇌내 주사를 포함한 다양한 투여 경로에 의해 암세포를 마우스에 접종하여 생성되었습니다. 각 기술에는 다른 곳에서 검토한 바와 같이 장점과 단점이 있습니다3. 그러나 이러한 마우스 모델 중 어느 것도 뇌 전이의 임상 진행을 완전히 복제할 수 없습니다.

뇌 전이는 드물지만 공격적인 원발성 유방암 변종인 염증성 유방암(IBC) 환자에게 특히 흔합니다. IBC는 유방암 사례의 1 %에서 4 %를 차지하지만 미국에서 유방암 관련 사망의 10 %를 차지합니다17,18. IBC는 빠르게 전이되는 것으로 알려져 있습니다. 실제로, IBC 환자의 3 분의 1은 진단 당시 원격 전이가 있습니다19,20. 뇌 전이와 관련하여, IBC 환자는 비 IBC 환자보다 뇌 전이 발생률이 더 높습니다21. 최근에, 우리는 생쥐 이종이식편에서 IBC 특성을 요약하는 ER-/PR-/HER2+ IBC 환자의 악성 흉막삼출액에서 유래한 MDA-IBC3 세포주가 꼬리 정맥에 의해 주사될 때 생쥐에서 폐 전이보다는 뇌 전이가 발생하는 경향이 향상되어 이 세포주가 뇌 전이의 발달을 연구하는 데 좋은 모델이 됨을 입증했다16.

여기에서 우리는 MDA-IBC3 세포의 꼬리 정맥 주입을 통해 뇌 전이를 생성하고 입체 형광 현미경 및 루시페라아제 이미징을 통해 전이 부담을 평가하는 절차를 설명합니다. 이 방법은 유방암의 뇌 전이의 주요 매개체를 발견하고 치료 적 개입의 효능을 테스트하는 데 사용되었습니다 16,22,23. 이 기술의 단점은 뇌 전이 과정의 모든 단계를 요약하지 않는다는 것입니다. 그럼에도 불구하고 주요 이점으로는 견고성과 재현성, 혈관 내 관련 전이 생물학의 참여, 폐 통과 및 뇌로의 유출, 기술 측면에서 상대적 단순성 등이 있습니다.

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프로토콜

여기에 설명된 방법은 MD Anderson Cancer Center의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았으며 실험실 동물의 관리 및 사용에 대한 국립 보건원 지침을 준수합니다. 모든 단계가 포함된 회로도 워크플로는 그림 1과 같이 표시됩니다.

1. 세포 준비

참고: Woodward 박사의 실험실24에서 생성된 MDA-IBC3(ER-/PR-/HER2+) 세포주는 루시페라아제-녹색 형광 단백질(Luc-GFP) 플라스미드로 안정적으로 형질도입되었습니다.

  1. 10% 소 태아 혈청(FBS), 1μg/mL 하이드로코르티손, 5μg/mL 인슐린 및 1% 항생제-항유사분열제가 보충된 Ham's F-12 배지에서 형질도입된 세포를 배양합니다.
  2. MDA-IBC3-Luc-GFP 세포를 T-75 플라스크에서 37°C 및 5%CO2 에서 합류할 때까지 플레이트한다. 세포가 통과할 수 있을 만큼 충분히 합류하기 전에 3일마다 배지를 교체하십시오.
  3. 배지를 제거하고 각 플라스크를 1x Dulbecco's(즉, 칼슘 및 마그네슘이 없는) 인산염 완충 식염수(DPBS) 10mL로 세척하고 0.25% 트립신-에틸렌디아민테트라아세트산(EDTA) 2mL를 추가하여 세포를 수확합니다. 세포가 분리될 때까지 37°C에서 3-5분 동안 배양합니다.
  4. 플라스크에 5mL의 완전한 배지를 추가하여 세포를 수집하고 전체 내용물을 15mL 원심분리기 튜브(필요한 총 세포 수에 따라 50mL 원심분리기 튜브에 최적화됨)로 옮깁니다. 펠렛 셀을 위해 290 x g 에서 5분 동안 원심분리합니다.
    참고: 완전한 배지는 10% 소 태아 혈청(FBS), 1μg/mL 하이드로코르티손, 5μg/mL 인슐린 및 1% 항생제-유사분열제가 보충된 Ham의 F-12 배지입니다.
  5. 상청액을 버리십시오. 그런 다음 1x DPBS 10mL로 세포를 세척합니다. 290 x g 에서 5분 동안 원심분리하여 세포를 펠릿화하고 상층액을 조심스럽게 버립니다. 신선한 1x DPBS 1mL로 세포를 재현탁하고 위아래로 피펫팅하여 잘 섞습니다.
  6. 단일 세포 현탁액을 만들려면 40μm 멸균 세포 스트레이너를 통해 세포를 여과합니다.
  7. 자동 세포 계수기를 사용하여 세포 밀도를 계산합니다.
    알림: 계수 오류를 줄이려면 다른 세포 희석액을 만들어 별도로 계산하고 평균값을 계산하여 세포 농도(세포 수/mL)를 결정합니다.
    1. 2 μL의 세포 현탁액 + 8 μL의 1x DPBS를 수집하여 1:5 희석 샘플을 만듭니다.
    2. 1 μL의 세포 현탁액 + 9 μL의 1x DPBS를 수집하여 1:10 희석 샘플을 만듭니다.
    3. 0.4% 트리판 블루 염색 10μL를 추가합니다. 샘플 혼합물을 위아래로 몇 번 피펫팅하여 잘 섞습니다.
    4. 10 μL의 시료를 계수 챔버 슬라이드의 반달 모양의 시료 로딩 영역에 부드럽게 피펫팅합니다. 내부에 기포가 없는지 확인하십시오. 계수하기 전에 세포가 챔버에 정착할 수 있도록 30초 동안 기다리십시오.
  8. 세포를 1x DPBS로 100μL당 5 x 105 또는 1 x 106 세포의 밀도로 희석합니다. 꼬리 정맥 주입을 위해 세포 현탁액을 1.7mL 미세 원심분리 튜브로 옮깁니다. 생존력을 유지하기 위해 주사 할 때까지 세포를 얼음 위에 놓습니다.

2. 꼬리 정맥 주사

  1. 4-6주 된 암컷 무흉선 SCID/베이지색 마우스를 사용합니다.
  2. 30G 주사기를 준비하여 100μL의 세포 현탁액을 채취합니다. 모든 기포를 제거하십시오.
  3. 꼬리 정맥 주사를 용이하게 하고 주사 과정에서 부상이 움직이지 않도록 설치류 억제기(직경 약 1인치)에 마우스를 놓습니다.
  4. 알코올 화장솜(70% 에탄올로 만든)을 사용하여 쥐의 꼬리를 3-4회 부드럽게 닦고 5-10초 동안 유지하여 꼬리 정맥이 더 선명하게 보이도록 합니다.
  5. 주사기를 마우스 꼬리에 15-30° 각도로 삽입합니다. 세포 현탁액을 꼬리 정맥으로 천천히 밀어 넣습니다.
  6. 주사기를 부드럽게 제거하고 면봉을 사용하여 꼬리를 몇 초 동안 잡고 출혈을 멈춥니다.
  7. 마우스를 케이지로 돌려보내고 주사 후 2-4시간 후에 확인하여 부작용이 발생하지 않는지 확인합니다.

3. 뇌 전이 부담 평가

  1. 희석된 D-루시페린 용액을 준비합니다.
    참고: 스톡 농도는 47.6mM(15.15mg/mL)이고 사용 농도는 1.515mg/mL입니다.
    1. D-루시페린 병에 5mL의 1x DPBS를 추가합니다.
    2. 2.5mL의 용액을 두 개의 50mL 원뿔형 튜브에 각각 넣습니다.
    3. D-luciferin 병에 5mL의 1x DPBS를 다시 추가하여 헹굽니다. 각 50mL 원뿔형 튜브에 2.5mL를 넣습니다.
    4. 5x DPBS의 또 다른 1mL를 병에 넣고 다시 헹굽니다. 헹굼 과정을 두 번 반복하십시오.
    5. 각 50mL 튜브에 1x DPBS를 추가하여 총 66mL(튜브당 약 33mL)를 만듭니다. 각 튜브에는 약 33mL의 용액이 있어야 합니다.
    6. 튜브를 잘 섞은 다음 멸균 여과 장치(150mL PES 필터 0.45μm)에 결합합니다.
    7. 용액을 여과한 다음 여과된 용액을 멸균된 호박색 1.7mL 마이크로튜브에 분취합니다.
  2. 루시페라아제 영상으로 뇌 전이를 감지합니다.
    1. 얼음을 유지하여 D-luciferin을 해동하고 마우스에 주입하기 전에 소용돌이칩니다.
    2. 알코올 화장솜으로 주사 부위를 깨끗이 닦고 각 케이지에 주사기 1개씩 0.5mL 인슐린 주사기를 사용하여 마우스당 D-루시페린 100μL를 복강 주사합니다.
    3. 10분 후, 소동물 유도 챔버에 연결된 동물용 기화기를 이용하여 마우스를 이소플루란(2% O 2-2.5% 이소플루란)으로 5분 동안 마취시킨다.
    4. 생체 내 이미징 시스템을 켭니다. 첫 번째 케이지의 마우스가 마취 상태에있는 동안 D- 루시페린을 다음 케이지의 마우스에 주입하십시오.
    5. 마우스를 생체 내 이미징 시스템 기계에 넣고 복부 및 등쪽 이미지를 얻습니다. 노출 시간을 2분으로 선택하고 필드 뷰에서 옵션 E(전신)를 선택합니다. 획득을 누릅니다. 그런 다음 이미지를 저장합니다(그림 2).
      알림: 이미지에 발광 채도가 표시되면 노출 시간을 줄이십시오.
  3. GFP 영상으로 뇌 전이를 감지합니다.
    1. 뇌 조직 준비.
      1. 세포 주사 후 약 8-10주 후 또는 뇌 전이 부담으로 인해 마우스가 빈사 상태일 때 IACUC에서 승인한 프로토콜에 따라 이소플루란 과다 복용 후 자궁경부 탈구를 흡입하여 마우스를 안락사시킵니다.
      2. 이소플루란으로 안락사시킨 후 자궁경부 탈구를 한 후 생쥐에게 70% 에탄올 용액을 뿌리고 가위로 머리 부분과 귀에서 털을 제거합니다. 다음으로, 목의 자궁 경부를 절개하십시오 (마우스를 참수하지 않도록주의하십시오). 두개골을 자르고 빼냅니다. 그런 다음 조심스럽게 뇌를 제거하십시오.
      3. 수집 된 뇌를 조직 카세트에 넣습니다.
      4. 카세트를 차가운 1x DPBS가 있는 용기로 옮깁니다.
        참고: 뇌 샘플은 1시간 이상 1x DPBS에 보관해서는 안 됩니다. 여러 개의 뇌 샘플을 동시에 수집해야 하는 경우 한 번에 몇 마리의 생쥐만 안락사시킵니다(라운드당 10마리).
    2. 입체 현미경 이미징.
      1. 뇌 전체를 100cm 티슈 접시 뚜껑에 옮깁니다.
      2. 그림 3A(빨간색 사각형)와 같이 전체 뇌를 시각화할 수 있도록 렌즈 0.5x로 위치 3에서 실체현미경과 UV 광선을 켭니다.
      3. 라이브 뷰(Live view)를 누릅니다(그림 3A, 녹색 사각형).
      4. 뇌가 복부 위치에 있는 동안 시야에 초점을 맞춥니다.
      5. 소프트웨어에서 GFP(세포가 GFP 표지된 경우) 또는 TXRED (세포가 RFP 표지된 경우)(그림 3A, 노란색 사각형)를 선택하고 현미경에서 적절한 필터를 선택한 다음 사진을 찍습니다.
        알림: SOLA 광원 설정을 약 30%로 유지하십시오. GFP가 너무 밝으면 적절한 신호가 관찰될 때까지 줄이십시오.
      6. s를 이동하지 않고ample, 밝은 조명을 켜고 BF를 선택합니다(그림 3A, 노란색 사각형). 사진을 찍습니다.
      7. 뇌를 등쪽 위치에 놓고 이전 단계를 반복하십시오.
        참고: 크기에 따라 동일한 GFP 양성 뇌 전이 병변이 복부 및 등쪽 위치 모두에 나타날 수 있습니다. 이 경우 동일한 병변의 중복 정량화를 피하십시오. TIFF 확장자(그림 파일의 모든 정보 유지)로 이미지를 저장합니다.
      8. TIFF 확장자(그림 파일의 모든 정보 유지)로 이미지를 저장합니다.
      9. 모든 샘플에 대해 단계를 반복합니다.
      10. TIFF 이미지를 JPEG로 변환하여 관련 소프트웨어가 설치되지 않은 컴퓨터에서 파일을 열 수 있도록 합니다(파일 | 가져오기/내보내기 | 파일 변환).
      11. 형광 이미지를 명시야 이미지와 병합하려면 두 이미지를 모두 열고 파일 | 채널을 병합합니다. 적절한 구성 요소(GFP의 경우 녹색, BF의 경우 명시야)를 선택하고 확인을 누릅니다. 병합된 이미지를 저장합니다.
      12. 뇌종양 영역을 정량화하려면 형광 이미지를 사용하십시오. 측정값 선택 | 수동 측정 | 지역. 자동 선택(그림 3B, 녹색 사각형)을 선택하고 화살표를 GFP 양수 영역으로 이동한 다음 클릭하여 자동으로 선택 항목을 만듭니다. 다시 클릭하여 선택을 확인하면 모든 측정값이 표시됩니다(그림 3B, 빨간색 사각형). 하나 이상의 GFP 양성 영역이 있는 경우 절차를 반복합니다.
    3. 뇌 이미지를 얻은 후 10% 중성 완충 포르말린을 사용하여 일상적인 조직 고정 프로토콜을 진행합니다.
      1. 뇌가 고정되면 표준 조직학적 절편술을 진행한 후 헤마톡실린 및 에오신 염색을 진행하여 뇌 전이의 존재를 확인하고 면역조직화학적 염색을 통해 선택된 마커를 검출합니다.
        참고: 면역세포화학은 알려진 마커의 면역조직화학적 염색을 위한 표준화된 프로토콜이 있는 UT MD Anderson Cancer Center의 병리학 핵심 실험실에서 수행되었습니다.

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결과

표지된 세포가 전임상 마우스 모델에서 뇌 전이의 모니터링 및 시각화를 용이하게 한다는 근거와 함께, 우리는 MDA-IBC3 세포에 Luc 및 GFP로 태그를 지정하여 생물발광 이미징 및 형광 입체현미경을 사용하여 뇌 전이를 모니터링하고 전이 부담을 정량화했습니다. 표지된 MDA-IBC3 세포를 면역저하된 SCID/베이지색 마우스의 꼬리 정맥에 주입한 결과 뇌 전이가 발생하는 마우스의 비율이 높았습니다(즉, 66.7% 대 100%)16,23,25. 뇌 전이성 병변은 주사 후 빠르면 8주 이내에 루시페라아제 영상(그림 2) 또는 입체형광 현미경(그림 4)을 통해 발견할 수 있습니다. GFP 이미징을 통해 각 전이성 병변의 면적을 감...

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토론

프로토콜에는 몇 가지 중요한 단계가 포함됩니다. 세포는 생존력을 유지하기 위해 1시간 이상 얼음 위에 보관하지 않아야 합니다. 알코올 면봉은 주사하기 전에 생쥐의 꼬리를 닦는 데 사용해야하며 꼬리 피부가 손상되지 않도록 너무 세게 또는 너무 자주 닦지 않도록주의해야합니다. 쥐가 혈관색전증으로 죽는 것을 방지하기 위해 세포 현탁액에 기포가 없는지 확인하십시오. 꼬리의 혈관이 뚫리지 않도록 주입 각도를 45° 이하로 유지하고 바늘의 1/3 이상을 꼬리 정맥에 삽입하여 모든 세포를 성공적으로 주입합니다. 주입된 세포의 총 부피는 마우스의 무게에 따라 조절할 수 있지만 총 세포 수는 가능한 한 유사하게 유지해야 합니다. 이 프로토콜에서, SCID/베이지색 마우스는 모두 4 내지 6주령이었고, 체중은 15 내지 20 g이었다. 체중이 15g 미만인 마우스의 경우 주입량을 100μL 미만으로 조정할 수 있습니다. 그렇지 않으면 100μL가 주입됩니다. 두개골에서 제거한 후 신호 감소 및 조직 변성을 방지하기 위해 입체 현미경으로 이미징하기...

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공개 사항

저자는 이해 상충을 선언하지 않습니다.

감사의 글

원고의 과학적 편집을 위해 MD Anderson 방사선 종양학 부서의 Christine F. Wogan, MS, ELS와 헤마톡실린 및 에오신 염색에 도움을 준 MD Anderson 외과 조직학 코어 부서의 Carol M. Johnston에게 감사드립니다. 동물 연구에 대한 지원에 대해 MD Anderson의 수의학 및 외과 핵심에 감사드립니다. 이 작업은 Susan G. Komen Career Catalyst Research 보조금(BGD에 CCR16377813), American Cancer Society Research Scholar 보조금(RSG-19–126–01 to BGD) 및 텍사스 주 희귀 및 공격적인 유방암 연구 프로그램에 의해 지원되었습니다. 또한 국립 암 연구소 (National Cancer Institute), 국립 보건원 (National Institutes of Health)의 암 센터 지원 (Core) 보조금 P30 CA016672에서 텍사스 대학교 MD 앤더슨 암 센터까지 부분적으로 지원됩니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
세포 배양
1000 µ L 피펫 팁 필터링Genesee Scientific23430
10 mL 혈청학적 피펫Genesee Scientific12-112
항생제-항진균제 Thermo Fisher Scientific152400621%
원심분리기 튜브 15 mL 벌크Genesee Scientific28103 
Corning  500 mL Hams F-12 Medium [+] L-glutamineGIBICO Inc. USAMT10080CV
Countess II Automated Cell Counter (Invitrogen)Thermo Fisher ScientificAMQAX1000
1x DPBSThermo Fisher Scientific21-031-CV
Eppendorf centufuge 5810REppendorf 
소 태아 세럼 (FBS)GIBICO Inc. USA1600004410%
Fisherbrand   멸균 세포 스트레이너 (40 μ m)Thermo Fisher Scientific22-363-547
하이드로 코르티손시그마 - 알드리치H08881 &마이크로; g/mL
인슐린 Thermo Fisher Scientific125850145 &마이크로; g/mL
인비트로젠  Countess 세포 계수 챔버 슬라이드Thermo Fisher ScientificC10228 
MDA-IBC3 세포주MD Anderson Cancer CenterDr. Woodward의 실험실에서 생성됨24
Luciferase– 녹색 형광 단백질(Luc– GFP) 플라스미드시스템 BiosciencesBLIV713PA-1
마이크로튜브, 투명 멸균, 1.7mLGenesee Scientific24282S,
Olympus 10 µ L 리치 배리어 팁, 낮은 바인딩, 랙, 멸균Genesee Scientific23-401C 
TC 처리 플라스크(T75), 250mL, VentGenesee Scientific25-209
Trypan Blue Stain(0.4%), Countess Automated Cell CounterThermo Fisher ScientificT10282
Trypsin-EDTA(0.25%), 페놀 레드Thermo Fisher Scientific25200114
Tail vein injection
C.B-17/IcrHsd-Prkdc scid Lyst bg-J - SCID/베이지EnvigoSCID/베이지 마우스
BD 인슐린 주사기 BD 초미세 바늘 0.5mL 30Gx1/2" (12.7mm)BD328466
Plas Labs   Broome-Style Rodent RestrainersPlas Labs 551BSRR01-288-32A주문에서Thermo Fisher Scientific
Volu SolSupplier 다양성 파트너 에탄올 95% SDA (190 Proof)Thermo Fisher Scientific5042087270% 사용
Imaging
BD  낮은 복용량  U-100 인슐린 주사기BD329461
일회용 PES 필터 유닛 0.45 &마이크로; m D-루시페린
D-루시페린바이오신스L8220-1g원료 농도 = 47.6mM(15.15mg/mL)을 살균하기 위한 Fisherbrand FB12566501 필터 시스템; 농도 = 1.515mg/mL
1.7mL 마이크로튜브 앰버Genesee Scientific24-282AM
IsofluranePatterson VeterinaryNDC-14043-704-06마취기용 액체 마취제
아이비스 200 PerkinElmer기계는 루시페라제 이미징을 위한 것으로, 동시에 최대 5마리의 마우스 이미징, 마취기
플라스틱 용기와 뚜껑이 있는 기계 포함 Fisherbrand02-544-127
조직 카세트Thermo Scientific1000957
Webcol 알코올 준비 Covidien6818
Stereomicroscope Imaging
Stereomicroscope AZ100 니콘모델 AZ-STGE소프트웨어 NIS-ELEMENT
포르말린 10%피셔 케미컬SF100-4
TC 처리 접시 100x20mmGenesee Scientific25202
, 사용

참고문헌

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  2. Nayak, L., Lee, E. Q., Wen, P. Y. Epidemiology of brain metastases. Current Oncology Report. 14 (1), 48-54 (2012).
  3. Lowery, F. J., Yu, D. Brain metastasis: Unique challenges and open opportunities. Biochimica et Biophysica Acta Review Cancer. 1867 (1), 49-57 (2017).
  4. Brufsky, A. M., et al. Central nervous system metastases in patients with HER2-positive metastatic breast cancer: incidence, treatment, and survival in patients from registHER. Clinical Cancer Research. 17 (14), 4834-4843 (2011).
  5. Valiente, M., et al. The evolving landscape of brain metastasis. Trends in Cancer. 4 (3), 176-196 (2018).
  6. Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459 (7249), 1005-1009 (2009).
  7. Woditschka, S., et al. DNA double-strand break repair genes and oxidative damage in brain metastasis of breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (7), (2014).
  8. Palmieri, D., et al. Vorinostat inhibits brain metastatic colonization in a model of triple-negative breast cancer and induces DNA double-strand breaks. Clinical Cancer Research. 15 (19), 6148-6157 (2009).
  9. Kim, S. J., et al. Astrocytes upregulate survival genes in tumor cells and induce protection from chemotherapy. Neoplasia. 13 (3), 286-298 (2011).
  10. Zhang, S., et al. SRC family kinases as novel therapeutic targets to treat breast cancer brain metastases. Cancer Research. 73 (18), 5764-5774 (2013).
  11. Valiente, M., et al. Serpins promote cancer cell survival and vascular co-option in brain metastasis. Cell. 156 (5), 1002-1016 (2014).
  12. Gril, B., et al. Effect of lapatinib on the outgrowth of metastatic breast cancer cells to the brain. Journal of the National Cancer Institute. 100 (15), 1092-1103 (2008).
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