모기 Aedes aegypti에서 고해상도 용융 분석을 사용하여 CRISPR/ Cas9 돌연변이 발생 에 따른 인델 검출

뎅기열¹, ^Zika2 및 chikungunya3 바이러스와 같은 병원체의 벡터로, 말라리아 기생충⁴, 모기는 인간에게 중요한 공중 위생 위협을 나타냅니다. 이러한 모든 질병에 대 한, 모기 벡터의 제어에 전송 개입의 상당한 초점이 있다. 예를 들어 병원균, 모기 적합성, 생존, 번식 및 살충제에 대한 내성에 대한 관건성에서 중요한 유전자에 대한 연구는 새로운 모기 통제 전략을 개발하기위한 핵심입니다. 이러한 목적을 위해, 모기에 있는 게놈 편집은 특히 HEs, ZFN, TALENs와 같은 기술의 발달과 함께, 특히, Cas9를 가진 CRISPR와 같은 기술의 발달과 함께 일반적인 사례가 되고 있습니다. 유전자 편집균의 설립은 전형적으로 오프 표적 및 설립자 (병목 현상) 효력을 극소화하기 위하여 몇몇 세대에 대한 원하는 돌연변이를 운반하는 개별을 백교차하는 관련시킵니다, 동형질 또는 이테로지구우스 선을 생성하는 이종화구우스 개별을 교차하는 뒤에. 지배적 인 마커의 부재에서, 분자 지음은 많은 경우에, 이종화 척 돌연변이에 대한 명확한 현상 특성을 검출 할 수 없기 때문에이 과정에서 필요합니다.

시퀀싱은 지노티픽 특성화를 위한 금본위제이지만, 수백 명 또는 수천 명의 개인에게 이 것을 수행하는 것은 상당한 비용, 인건비 및 결과를 얻는 데 필요한 시간을 초래하며, 이는 모기와 같은 수명이 짧은 유기체에게 특히 중요합니다. 일반적으로 사용되는 대안은 측량체 뉴클레아제 분석⁵ (SNA), T7E1 ^분석6 및 고해상도 용융 분석 (HRMA^{, 검토 7})입니다. SNA와 T7E1은 모두 일치하지 않는 베이스만 갈라주는 엔도니슬리스를 사용합니다. 이종수 돌연변이 게놈의 돌연변이 부위가 증폭되면 돌연변이 및 야생 형 알레의 DNA 단편이 불일치된 이중 좌초 DNA(dsDNA)를 만들기 위해 어닐링됩니다. SNA는 불일치 별 엔도누리스와 간단한 아가로즈 젤 전기포고로 소화를 통해 불일치의 존재를 감지합니다. 대안적으로, HRMA는 dsDNA 결합 형광염료에 의해 검출된 dsDNA의 열역학적 특성을 사용하며, 염료의 분리 온도는 돌연변이의 존재 및 유형에 따라 변화한다. HRMA는 단일 뉴클레오티드 다형성(SNPs)⁸, 얼룩말 ^fish9, 미생물 응용 프로그램¹⁰ 및 식물 ^{유전 연구의 돌연변이} 유전화 등의 검출을 위해 사용되어 왔다.

이 논문은 CRISPR/Cas9 기술로 생성된 돌연변이 모기에 대한 분자 지노티핑의 간단한 방법인 HRMA를 설명합니다. 대체 기술에 대한 HRMA의 장점은 1) 유연성을 포함, 그것은 다양한 유전자에 유용 입증 된 바와 같이, 인델 크기의 넓은 범위뿐만 아니라 다른 인델 크기와 이질, 동형 구스, 및 트랜스 이테로지구스 분화 사이의 구별12,13,14, 2) 비용, 그것은 일반적으로 사용되는 PCR 에 기초하여, 3) 비용, 저장 그것은 단지 몇 시간 만에 수행 할 수 있습니다. 또한, 프로토콜은 작은 신체 부위(leg)를 DNA의 원천으로 사용하여 모기가 genotyping 공정에서 살아남을 수 있게 하여 돌연변이 선의 확립 및 유지를 허용합니다.

1. 단일 뉴클레오티드 다형성(SNP), HRMA 프라이머 설계 및 프라이머 검증을 위한 스캐닝

1. 야생 형 실험실 식민지 모기에서 SNP 식별
   1. 적절한 폴리펩티드 번역을 방해하기 위해 대상 엑온을 선택합니다.
      참고: 대상은 단백질 기능에 필요한 시작 코돈 또는 주요 잔류물 에 가깝습니다. 엑슨이 짧을수록(예: ≤200베이스) 대상이되고 분석하기가 더 어려워진다. 이 인사말 프라이머 중 하나가 인트론을 교차하거나 인트론에있을 강제로, 엑손의 경계에 가까운 편집을 피하십시오. SNP 비율이 해당 지역에서 훨씬 더 큰 경향이 있기 때문에 이것은 바람직하지 않습니다.
   2. 프라이머 디자인
      1. NCBI 블라스트로 이동 - 프라이머 블라스트 웹 사이트¹⁵, 복사 및 페이지 상단의 상자에 붙여 넣기 | PCR 제품 크기를 선택 (그것은 엑슨의 대부분을 포함 확인) | 유기체를 선택합니다.
      2. 고급 매개 변수| 클릭 옵트(PCR 제품 Tm용)를 선택하고 60(최적의 온도 60°C)을 추가| 프라이머를 가져옵니다. 다른 매개 변수를 기본값으로 유지합니다.
   3. 야생형 실험실 식민지로부터 게놈 DNA(gDNA)를 얻습니다. 모기 10마리를 따로 놓고 _CO2로 마취하고, 페트리 접시에 얼음 위에 놓아 비활성 상태를 유지합니다. 조직으로부터 DNA를 방출하기 위해 시약의 0.5 μL을 포함하는 10개의 튜브와 희석 버퍼의 20 μL을 설정 하여, 둘 다 재료표에 제안된 DNA 방출 키트에 제공됩니다.
   4. 집게를 사용하여 단일 모기에서 한 쪽 다리를 제거하고 DNA 방출 시약의 희석 된 용액의 해당 튜브에 배치 (단계 1.1.3에서), 완전히 용액에 다리를 침수. 나머지 모기와 함께이 단계를 반복, 다음 단계로 진행하기 전에 70 %에탄올로 집게를 닦아.
   5. 2-5 분 동안 실온에서 다리 함유 용액을 배양한 다음 98 °C에서 2 분 동안 배양하고 PCR 반응을 설정하는 동안 냉각 할 수 있습니다.
      참고: 방출된 gDNA를 포함하는 플레이트는 -20°C에 저장될 수 있으며, 이 시점에서 프로토콜을 일시 중지할 수 있다.
   6. 2x PCR 마스터 믹스10 μL을 포함하는 10개의 튜브, 0.5 μM 최종 농도로 프라이머, 분자 등급 의 물을 20 μL의 최종 부피로 준비하고 희석된 시료의 1 μL을 각 튜브로 이송한다. 이러한 사이클링 매개변수에 이어 PCR을 수행하십시오: 5s용 98°C의 40사이클, 60°C 30초, KB당 72°C 20s; 1 분 동안 72 °C의 최종 연장.
   7. 잔류 PCR 프라이머를 저하시키는 효소로 PCR 제품을 정화하고 과도한 dNTP 또는 모든 컬럼 정리 키트를 탈포합니다. 시료 를 시퀀싱하여 진행합니다.
   8. 이중 피크/모호한 베이스가 존재하기 위해 각 전자페로그램을 분석하고 적절한 퇴행성 기본 코드를 사용하여 각 시퀀스에서 베이스 호출을 수동으로 조정합니다.
      참고: 기본 호출 소프트웨어가 "true" 기본 호출로 더 눈에 띄는 피크를 선택하는 것이 일반적이기 때문에 이 단계는 여러 시퀀스 정렬 전에 수행해야 하며, 이는 SN의 부재에 대한 잘못된 인상을 줍니다.
   9. 정렬 소프트웨어인 SeqMan Pro를 사용하여 여러 시퀀스 정렬을 수행하며, 재료 표 또는 ClustalW16 또는 T-Coffee17과 같은 기타 오픈 소스 정렬 소프트웨어^{에 나열}됩니다.
      1. 정렬 소프트웨어 | 엽니다. 시퀀스 추가 | 클릭 원하는 시퀀스를 선택하고 | 추가 를 클릭합니다. 모든 시퀀스를 선택하면 완료를 클릭 합니다.
      2. 어셈블을 클릭하여 정렬을 수행합니다. 정렬을 열려면 Contig 1을 클릭하고 정렬을 분석하고 SN을 식별합니다(그림 1).
         참고: 1.1.3-1.1.6 단계의 대안으로, PCR은 대량 샘플에서 얻은 격리된 게놈 DNA로부터 수행될 수 있다(>10개인에게서 파생). 서열 앰플리톤은 전기페로그램에 이중 피크로 나타나는 SNP의 존재를 위해 직접 분석될 수 있지만, 희귀 한 SNP는 검출하기가 더 어려울 것이다.
   10. 설계 3-5 단일 가이드 RNA(sgRNA),위에서 식별된 SNP를 포함하는 영역을 피하여 ¹⁸에 기재된 프로토콜에 따라.
2. HRMA 프라이머 디자인
   1. ^mFold19를 사용하여 PCR 동안 이차 구조물의 가능한 형성을 위해 엑슨 서열을 테스트한다.
      1. UNAFold 웹 서버 | mFold | 클릭 드롭다운 메뉴에서 응용 프로그램 | 클릭 합니다. DNA 접이식 형태.
      2. 상자에 시퀀스 이름을 입력하고 엑슨을 붙여 넣습니다.
      3. 접이식 온도를 60°C로 변경; 이온 조건에서 [Mg⁺⁺]를 1.5 로 변경하고 단위는 mM으로 전환합니다. 접힌 DNA를 클릭합니다.
      4. 구조 1 아래출력에서 PDF를 클릭하여 원형 구조 플롯을 엽니다.
   2. 시공 설계를 위해 초보 블래스트15 - 시공블터¹⁵ 로 이동하십시오.
   3. 페이지 상단의 상자에 1.1 단계(가장 낮은 수의 SMP 또는 SMP가 없는 시퀀스)에서 시퀀싱하여 결정된 선택한 엑슨 시퀀스를 복사하여 붙여넣습니다.
   4. 기호 < > 사용하여 이차 구조의 가능한 형성이 가능한 SNP, 대상 사이트 및 영역을 포함하는 시퀀스를 표시하고 제외합니다.
   5. PCR 제품 크기를 80~150bp 사이로 선택하고 유기체를 선택한다.
      참고: 큰 조각 크기(~300bp)를 성공적으로 사용할 수 있습니다. 그러나, 더 긴 앰플리콘은 하나 또는 단지 몇 개의 기본 쌍에서 다른 서열 사이 감도 감소시킬 수 있습니다.
   6. 프라이머 받기를 클릭합니다. 테스트할 프라이머 2-3쌍을 선택합니다(이상적으로는 프라이머 사이트는 CRISPR 대상 사이트에서 ≥20-50bp 떨어져 있음).
3. 프라이머 유효성 검사
   1. 단일 개인의 gDNA를 사용하여 그라데이션 PCR을 수행합니다.
      1. 마스터 믹스를 준비하고 별도의 튜브에서 비템플릿 제어(NTC)에 대한 샘플 1개를 제거합니다. 나머지 마스터 믹스에 템플릿을 추가하고 알리따트를 96웰 플레이트에 넣습니다.
      2. 사이클링 매개변수를 따르십시오: 98°C 30s, 10s용 98°C의 34사이클, 55-65°C 30s, 72°C 15s; 10 분 동안 72 °C의 최종 연장.
      3. 매개 변수에 따라 열 용융 프로파일을 생성 : 1 분 동안 95 °C, 1 분 동안 60 °C를 어닐링, 0.2 ° C 단위로 75 °C와 95 °C 사이의 용융 곡선 검출, 각 온도에서 10 s의 홀드 타임을 갖는다.
         참고: 열 용융 프로파일이 하나만 있는 온도만 사용해야 합니다.
4. 12년에 설명된 바와 같이 배아 주사를 가진 돌연변이 선을 생성하기 위하여 진행합니다.

2. 모기 다리에서 게놈 DNA의 준비

1. G1 모기를 pupal 단계에서 섹스로 분리하여 유전자 를 배우기 전에 짝짓지 않도록하고 연령일치의 야생 식 제어 모기가 참조 및 백크로스에 사용할 수 있는지 확인하십시오. 섹스도 마찬가지입니다.
2. 필요한 물질(도 2A)을 수집하고 DNA 방출 시약의 0.5 μL및 20 μL의 희석 버퍼(gDNA 방출 키트로부터)를 가진 96개의 잘 PCR 플레이트를 준비하여 유전자형(도 2B)을 유전자형(도 2B)으로 하여 얼음에 둡니다. NTC에 대한 두 가지 반응을 예약합니다.
3. 96 플레이트의 각 우물이 트레이에 있는 각 모기 유리병에 대응되도록 모기 병(Drosophila 바이알)에 대한 트레이에 라벨을 붙입니다.
4. G1 모기를 _CO2로 마취하고 유리 페트리 접시에 넣고 진정시유지합니다(그림 2C, D). 마취하고 두 번째 페트리 접시에 8 야생 형 모기를 배치합니다.
5. 70% 에탄올로 핀셋 을 닦고 모기 뒷다리 중 하나를 제거합니다(그림 2E, F).
6. DNA 방출 시약 용액에 다리를 잠그고, 해당 유리병에 모기를 배치하고, 스폰지로 닫습니다(도 2G, H).
7. 70%의 에탄올로 핀셋을 다시 닦고 다음 모기에서 다리를 제거합니다. 96웰 플레이트가 완성될 때까지 2.5-2.7 단계를 반복합니다.
   참고: 70%의 에탄올로 핀셋을 닦는 것이 중요합니다. 이것은 DNA 교차 오염을 최소화합니다.
8. 광학 PCR 플레이트 씰(도 2I)으로 플레이트를 밀봉하고 실온(RT)에서 다리를 함유한 96웰 플레이트를 2-5분 동안 배양한 다음 98°C에서 2분 동안 배양한다. PCR 믹스를 준비하는 동안 접시를 RT로 식힙니다.
   참고: 전체 프로세스는 일반적으로 3-4h가 소요됩니다. 모기가 예상 기간(특히 ≥1일)보다 더 많은 시간 동안 바이알에 보관되어야 하는 경우, 확장된 잠복기 동안 모기의 생존을 보장하기 위해 각 모기에 작은 건포도(또는 설탕과 물의 공급원)를 배치합니다.

3. HRMA

1. PCR을 수행합니다.
   1. 각 반응당 다음 성분을 포함하는 마스터 믹스를 준비: 2x 버퍼의 10 μL (gDNA 방출 키트에서), 각 프라이머의 0.5 μM, EvaGreen 염료의 1 μL, 폴리머 라제의 0.4 μL (gDNA 방출 키트에서), 분자 등급물로 19 μL로 완료.
   2. 멀티채널 파이펫을 사용하여 마스터 믹스의 19 μL을 각 우물로 옮킨다. 섹션 2에서 제조된 모기 DNA를 포함하는 DNA 방출 용액의 1 μL을 플레이트로 전송한다(도 3A). 광학 PCR 플레이트 씰로 플레이트를 밀봉합니다.
   3. 사이클링 파라미터 다음PCR을 수행: 5분 동안 98°C, 10초 동안 98°C의 39사이클, 선택된 어닐링 온도(72°C)를 30초; 최종 연장 72 °C 2 분.
2. 매개 변수에 따라 열 용융 프로파일을 생성 : 1 분 동안 95 °C, 1 분 동안 60 °C를 어닐링, 0.2 ° C 단위로 75 °C와 95 °C 사이의 용융 곡선 검출, 각 온도에서 10 s의 홀드 타임을 갖는다. CFX96 실시간 시스템을 사용하여 HRMA 실행에 대한 소프트웨어 설정에 대한 자세한 설명은 보충 자료 및 보충 도S1-S5 를 참조하십시오.
3. 용융 프로파일을 검사합니다(그림 3B). 참조 클러스터에 야생 식 컨트롤을 할당합니다.
   참고: 소프트웨어( 재료 표 참조)는 자동으로 데이터를 정규화하고 다른 용융 곡선에 대한 색상으로 클러스터를 지정합니다.
4. 96웰 템플릿에 해당 색상으로 다른 클러스터를 표시합니다(그림 3C).
5. 관심 있는 곡선이 있는 개인을 선택하고 튜브에서 제거하고 백크로스(그림 3D)를 선택합니다. 짝짓기 암컷에게 혈액을 공급하고 _G2 알을 수집합니다.

4. Sanger 시퀀싱에 의한 서열 검증

1. 선택된 모기(섹션 3.1에 제조된 플레이트에서)로 우물에서 PCR 제품을 정화하고, 효소를 사용하여 잔류 PCR 프라이머를 저하시키고, 과도한 dNTP를 탈포합니다. 또는 컬럼 정리 키트를 사용하고 시료 시퀀싱을 진행합니다.
   참고: PCR 제품 크기가 작을 때 직접 시퀀싱이 더 어려울 수 있습니다(≤200 bp). 이러한 경우, 설계 프라이머는 표적 부위(≥250bp)를 포함하는 더 큰 단편을 증폭시키고 96웰 플레이트(2.2단계)에서 DNA를 이용하여 PCR에 의해 증폭된다.
2. 추적 뷰어 소프트웨어를 사용하여 인델을 분석하고 식별합니다(그림 4). 대안적으로, 폴리 피크 파저 소프트웨어²⁰ 은 이종화구균 개인에서 돌연변이를 검출하는 데 도움이 될 수 있다.
   1. 폴리 피크 파저 웹 사이트로 이동 하여 찾아보기 메뉴의 돌연변이 개인에서 시퀀스를 선택하고 상자에 참조 시퀀스를 복사하여 붙여 넣습니다.
      참고: 대체 본선과 참조 사이의 정렬이 화면 오른쪽에 자동으로 나타납니다.

유전자 AaeZIP11 (putative iron transporter21)와 myo-fem (비행 근육13과 관련된 여성 편향된 묘신 유전자)에 돌연변이를 함유한 모기는 CRISPR/Cas9 기술을 사용하여 수득하였고, HRMA를 이용한 유전자형, 서열 검증(도 5)을 얻었다. 도 5A 및 도 5C 는 야생식 컨트롤과 함께 각각 AaeZIP11 및 myo-fem 돌연변이 샘플의 HRM 곡선으로부터 정규화된 형광 강도를 보여 준다. 도 4B 및 도 4D 는 야생형 참조로부터 각 곡선을 빼낸 후 소프트웨어가 할당한 상이한 클러스터의 용융 프로파일 사이의 차이 곡선( AaeZIP11 및 myo-fem 돌연변이 샘플에서 각각)의 배율을 보여준다. 이테로지구스와 동종가우 돌연변이 AaeZIP11 개인은 서로 다른 클러스터에 배치되었고 야생 형 컨트롤과 쉽게 구별됩니다 (그림 5B). 이테로지구스 돌연변이 묘-펨 개인은 또한 컨트롤과 구별된다(도 5D). 야생형 컨트롤 내의 두 클러스터가 두 경우 모두 존재했는데, 이는 대상 영역(그림 5)에 SMP가 존재하기 때문에 여러 제어 샘플을 사용하여 제어를 돌연변이체로 분류할 필요가 있음을 강조합니다.

도 4A 는 AaeZIP11 돌연변이체의 서열 분석을 나타낸다. AaeZIP11 이종수 돌연변이체의 전전자페로그램은 인델이 발생한 뉴클레오티드 위치를 나타낸다. 이는 다형성 위치가 두 뉴클레오티드를 수반적으로 나타내기 때문에 단일 에서 이중 피크로의 변화로 표현됩니다(그림 4A). DNA 가닥 중 하나가 각각 삭제되거나 삽입된 베이스 쌍의 수에 의해 다른 것보다 짧거나 더 길기 때문에 실행(그림 4B)의 끝에 단일 피크를 계산하여 삭제또는 삽입된 기본 쌍의 수가 각각 계산되었다. 후속 세대에 대한 HRMA 분석을 돕기 위해 이종고원 식별을 위한 참조로 돌연변이에서 서열 검증된 gDNA를 사용하는 것이 좋습니다. 유사한 곡선이 다른 클러스터에 자동으로 할당될 때 곡선에 대한 수동 할당이 필요할 수 있습니다. 이는 온도 이동 곡선과 차이 곡선을 비교하여 수행할 수 있습니다. 클러스터에 샘플을 올바르게 할당하려면 소프트웨어를 수동으로 조정해야 할 수 있습니다. AaeZIP11 의 HRMA 결과와 Aeflightin 이라는 돌연변이는 이종화, 동형질 및 이테로지고트를 성공적으로 분류하기 위해 개별 샘플 분석이 필요하다는 것을 보여줍니다. 처음에 소프트웨어의 자동 클러스터 할당은 그룹 간에 적절한 구별을 할 수 없었습니다(그림 6A, 그림 6C, 그림 6E 및 그림 6G). 각 샘플은 개별적으로 분석된 다음 이종고트, 동형제 및 트랜스 이종고테스(이전에 시퀀싱에 의해 확인된) 및 트랜스 이종고테스(도 6B, 도 6D, 도 6F 및 도 6H)의 참조 샘플에 대한 유사성에 기초하여 올바른 그룹에 개별적으로 할당되었다.

그림 1: SNP 식별. 야생 식에서 AaeZIP11 조각의 여러 시퀀스 정렬의 회로도 표현. 빨간색은 SNP이며 녹색은 SN이 없는 조각입니다. 이 SNP 없는 지역은 sgRNA 및 프라이머 설계를 위해 제안됩니다. 약어: SNP = 단일 뉴클레오티드 다형성; sgRNA = 단일 가이드 RNA; LVP = 리버풀 변형. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

그림 2: HRMA를 위한 모기 다리에서 게놈 DNA를 얻기 위한 실험 절차. (A) 파이펫, 팁, PCR 플레이트, 광학 씰, 저수지, 희석 완충제 및 DNA 방출 용액을 포함하는 게놈 DNA를 얻기 위한 재료. (B) DNA 방출 시약 및 희석 완충제를 포함하는 PCR 플레이트 제제. (C) CO2를 가진 모기 마취. (D) 시료 간 오염을 방지하기 위해 70%의 에탄올로 핀셋을 닦는다. (E) 핀셋, 모기 바이알랙, 마취 모기가 있는 얼음 용기 위에 페트리 접시, 이전에 준비된 PCR 플레이트를 포함한 실험용 설정. (F) 모기 다리의 제거. (G) DNA 방출 시약 용액에 침수되는 모기 다리의 줌 보기. (H) 유리병에 놓인 단일 모기. (I) 모기 다리를 포함하는 PCR 플레이트를 밀봉. 약어: HRMA = 고해상도 용융 해석. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

그림 3: HRM 분석을 위한 실험 절차입니다. (A) 방출된 gDNA를 PCR 믹스를 포함하는 96웰 플레이트로 이송한다. (B) 차이 곡선의 육안으로 검사합니다. (C) 각 표본을 96웰 템플릿의 각 샘플과 각각의 차이 곡선 색상과 동일한 색상으로 표시합니다. (D) 동일한 클러스터에서 개인을 뒤로 교차합니다. 약어: HRM = 고해상도 용융; gDNA = 게놈 DNA. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

그림 4: AaeZIP11 돌연변이의 시퀀스 분석. (A) AaeZIP11Δ56 돌연변이체의 뉴클레오티드 정렬. 노란색으로 강조 표시된 대시는 삭제된 베이스입니다. 상자에서 전자페로그램은 단일 피크에서 이중 피크로 전환되어 삭제가 발생한 위치(화살표)를 묘사합니다. (B) 시퀀싱 실행의 끝의 일렉트로페로그램과 이중 피크에서 단일 피크로의 전환. 단일 피크 수는 삭제된 베이스 수(회색 사각형)를 나타냅니다. 프라이머 시퀀스는 보충 표 S1에 제공됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

그림 5: 모기 다리에서 추출된 DNA의 HRMA. DNA는 AaeZIP11 (A 및 B)와 myo-fem (C 및 D) 녹아웃 Ae. aegypti 모기에서 단 발다리에서 추출되고 HRMA에 의해 분석되었습니다. A 및 C 는 1.0 에서 0의 상대값으로 샘플의 정규화된 형광 신호를 나타냅니다. B 와 D 는 야생형 기준(리버풀 스트레인)에서 각 곡선을 빼서 곡선 차이의 배율을 나타냅니다. 약어: HRMA = 고해상도 용융 해석; LVP = 리버풀 변형; RFU = 상대형 광채 단위. 프라이머 시퀀스는 보충 표 S1에 제공됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

그림 6: 수동 그룹 할당의 예. (A-D) Aeflightin 돌연변이에 대한 HRMA. (A 및 C) 용융 곡선(정규화된 선형 스케일 곡선 및 차이 곡선)은 정밀 용융 해석 소프트웨어에 의해 자동으로 그룹화됩니다. (B) 수동으로 변경된 차동 곡선의 정규화. (D) 차동 곡선의 정규화를 변경한 후, 각 시료는 해당 양극 컨트롤(Δ4 및 Δ5 이종고및 Δ4Δ5 트랜스 이테로지고트에 의해 확인된 이전에 시퀀스된 샘플)에 대한 차액 곡선의 피크 온도에 의해 개별적으로 할당되어 3개의 그룹을 명확하게 식별할 수 있게 하였다. 빨간색과 갈색 화살표가 추가되어 다른 온도에서 피크를 강조합니다. (E-H) AaeZIP11 돌연변이에 대한 HRMA. (E 및 G) 용융 곡선은 소프트웨어에 의해 자동으로 할당됩니다. (F 및 H) 두 번째 이종구스의 돌연변이체는 정규화및 차이 곡선의 유사성에 의해 올바른 그룹에 적절히 할당되었다(곡선에서 색상으로 구분). 이테로지고테스 아스그, 호모지고테스 아스그, 트랜스 이테로지고스 아스: 정밀 용융 분석 소프트웨어에 의해 용융 곡선할당. 약어: HRMA = 고해상도 용융 해석; LVP = 리버풀 변형; RFU = 상대형 광채 단위. 프라이머 시퀀스는 보충 표 S1에 제공됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

보충 자료: CFX96 실시간 시스템에서 HRMA를 설정하기 위한 자세한 프로토콜(예: 바이오 라드).

추가 그림 S1: 바이오 라드 CFX 관리자에 사이클링 프로토콜을 설정하기 위한 단계별 지침입니다. 보충 재질 2.1-2.3을 참조하십시오. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 그림 S2: 바이오 라드 CFX 관리자의 플레이트 설정에 대한 단계별 지침입니다. 보충 재질 3.1-3.4를 참조하십시오. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

추가 그림 S3: 바이오 라드 CFX 관리자의 플레이트 설정에 대한 단계별 지침입니다. 보충 재질 3.5-3.6을 참조하십시오. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 그림 S4: 바이오 라드 CFX 관리자의 실행 설정에 대한 단계별 지침입니다. 보충 재질 4.1을 참조하십시오. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 도면 S5: 바이오 라드 CFX 관리자에 대한 HRMA 분석을 위한 단계별 지침입니다. 보충 재료 5.1-5.3을 참조하십시오. 약어: HRMA = 고해상도 용융 해석. 이 파일을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

보충 표 S1: 프라이머 목록. 이 테이블을 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.