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방법 논문

재생 능력의 비교 분석을 위해 Zebrafish와 Medaka를 사용한 성인 시신경의 찔린 상처 부상 모델

2.1K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/63166

⸱

2022년 2월 10일

 , 
1Biomedical Research Institute, National Institute of Advanced Industrial Science and Technology, 2DBT-AIST International Laboratory for Advanced Biomedicine, National Institute of Advanced Industrial Science and Technology

이 논문에서

요약

성인 제브라피쉬의 기계적 뇌 손상 모델은 높은 재생 능력을 조절하는 분자 메커니즘을 조사하기 위해 설명됩니다. 이 방법은 형광 면역 염색을 사용하여 재생 반응을 평가하기 위해 여러 종의 작은 물고기의 시신경에 찔린 상처 손상을 만드는 것을 설명합니다.

초록

제브라피쉬는 중추신경계(CNS) 재생 능력이 우수하지만 메다카는 CNS 재생 능력이 낮습니다. 제브라피쉬와 메다카의 성체 시신경에서 뇌 손상 모델을 개발했으며 이러한 어종에 걸쳐 이 조직의 높은 재생 능력을 조절하는 분자 메커니즘을 밝히기 위해 비교 조직학적 및 분자 분석이 수행되었습니다. 여기에서는 바늘을 사용하여 성인 시신경에 대한 찔린 상처 손상 모델과 신경 줄기 세포(NSC)의 증식 및 분화를 위한 조직학적 분석을 제시합니다. 바늘을 시신경의 중앙 영역에 수동으로 삽입 한 다음 물고기를 심장 내로 관류하고 뇌를 해부했습니다. 이어서, 이들 조직을 냉동 절개하고, 적절한 NSC 증식 및 분화 마커에 대한 면역염색을 사용하여 평가하였다. 이 tectum 손상 모델은 제브라피쉬와 메다카 모두에서 강력하고 재현 가능한 결과를 제공하여 손상 후 NSC 반응을 비교할 수 있습니다. 이 방법은 제브라피쉬, 메다카, 아프리카 송사리를 포함한 작은 경골에 사용할 수 있으며 재생 능력을 비교하고 고유한 분자 메커니즘을 조사할 수 있습니다.

서론

제브라피쉬(Danio rerio)는 다른 포유류에 비해 중추신경계(CNS)를 재생하는 능력이 증가했다 1,2,3. 최근에, 이러한 증가된 재생 능력의 기초가 되는 분자 메커니즘을 더 잘 이해하기 위해, 차세대 시퀀싱 기술을 이용한 조직 재생의 비교 분석이 수행되었다 4,5,6. 제브라 피쉬와 테트라포드의 뇌 구조는 상당히 다릅니다 7,8,9. 이것은 유사한 뇌 구조와 생물학적 특징을 가진 작은 물고기를 사용하는 여러 뇌 손상 모델이 이러한 재생 능력 증가에 기여하는 기본 분자 메커니즘의 조사를 용이하게 하기 위해 개발되었음을 의미합니다.

또한, 메다카 (Oryzias latipes)는 제브라 피쉬에 비해 심장 및 신경 재생 능력이 낮은 인기있는 실험실 동물입니다 10,11,12,13. 제브라피쉬와 메다카는 성체 신경 줄기 세포(NSC)에 대해 유사한 뇌 구조와 틈새를 가지고 있습니다.14,15,16,17. 제브라피쉬와 메다카에서 시신경은 두 가지 유형의 NSC, 신경상피 유사 줄기 세포와 방사상 신경교 세포(RGC)를 포함합니다15,18. 성인 제브라피쉬의 시신경에 대한 찔린 상처 손상이 이전에 개발되었으며, 이 모델은 이 동물 19,20,21,22,23에서 뇌 재생을 조절하는 분자 메커니즘을 조사하는 데 사용되었습니다. 이 젊은 성인 제브라피쉬 찔린 상처 부상 모델은 RGC 19,24,25에서 재생 신경 발생을 유도했습니다. 시신경의 이 찔린 상처는 견고하고 재현 가능한 방법이다 13,19,20,21,22,23,24,25. 동일한 손상 모델을 성인 메다카에 적용했을 때, 메다카 시신경에서 RGC의 낮은 신경원성 능력은 손상 후 RGC 증식 및 분화의 비교 분석을 통해 밝혀졌습니다13.

시신경의 칼에 찔린 상처 손상 모델도 mummichog 모델26에서 개발되었지만, tectum 손상의 세부 사항은 종뇌 손상27과 비교할 때 잘 문서화되지 않았습니다. 제브라피쉬와 메다카를 사용한 시신경의 찔린 상처 손상은 차등 재생 능력을 가진 종 간의 차등 세포 반응과 유전자 발현을 조사할 수 있게 해줍니다. 이 프로토콜은 주사 바늘을 사용하여 시신경에 찔린 상처 손상을 수행하는 방법을 설명합니다. 이 방법은 제브라피쉬와 메다카와 같은 작은 물고기에 적용할 수 있습니다. 형광 면역조직화학 및 냉동 절편을 사용한 조직학적 분석과 세포 증식 및 분화 분석을 위한 시료 전처리 공정이 여기에 설명되어 있습니다.

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프로토콜

모든 실험 프로토콜은 국립 산업 기술 종합 연구소(National Institute of Advanced Industrial Science and Technology)의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(Institutional Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았습니다. 제브라피쉬와 메다카는 표준 절차28에 따라 유지되었다.

1. 성인 시신경의 찔린 상처 부상

  1. 마취를 위해 0.4%(w/v) 트리카인 원액을 준비합니다. 100mL 원액의 경우 400mg 트리카인 메탄설포네이트( 재료 표 참조)를 증류수 90mL에 녹이고 1M Tris HCl 완충액(pH 9.0)을 사용하여 pH를 7.0으로 조정합니다. pH가 조정되면 물을 최대 100mL까지 추가한 다음 적절한 분취량을 만들어 -20°C에서 보관합니다.
  2. 성체 제브라피쉬 또는 메다카를 마취하려면 0.4% 트리카인 원액을 어류 시설수로 희석하여 0.02%(w/v) 트리카인 용액을 준비합니다.
  3. 0.02 % tricaine 용액으로 물고기를 마취하십시오. 움직이지 않거나 접촉에 반응하지 않으면 마취됩니다 (1-2 분).
  4. 마취된 생선을 스티로폼 트레이( 재료 표 참조)에 놓고 스티로폼에 수직으로 삽입된 두 개의 30G 바늘 사이에 물고기를 똑바로 고정합니다.
  5. 물고기 머리가 움직이지 않도록 물고기 몸을 잡고 두개골을 통해 30G 바늘을 시신경 반구 중 하나의 내측 영역에 수직으로 삽입합니다(그림 1A, B). 삽입 깊이는 ~0.75mm로 30G 베벨 길이의 절반과 거의 같습니다. 이 삽입 깊이는 제브라피쉬와 메다카의 몸 크기가 비슷하기 때문에 뇌 손상을 유발합니다.
    참고: Medaka는 두개골에 비늘이 있습니다. 30G 바늘을 사용하여 비늘을 긁고 제거하여 찔린 상처를 효율적이고 정확하게 유도합니다(그림 1C).
  6. 부상당한 물고기를 신선한 생선 시설 물이 있는 어항으로 옮기고 마취에서 완전히 회복되면 수조를 물고기 사육 시스템으로 옮깁니다.
    알림: 물고기는 회복되어 몇 분 안에 자유롭게 움직이기 시작합니다.
  7. 손상 후 혈통 분석을 위해 5mM 브로모데옥시유리딘(BrdU)을 함유한 신선한 어류 시설수를 준비한 다음(재료 표 참조) 이 5mM BrdU 용액으로 어류를 미리 결정된 시간동안 배양합니다(실험 설계에 의해 결정됨). 그런 다음 2단계에 따라 이 물고기를 해부하고 BrdU 통합 및 세포 계통 정체성을 적절하게 평가합니다.
    참고: 이 단계는 세포 계통 분석을 위한 선택적 단계입니다. BrdU 신호를 검출하려면 4.3단계와 같이 항원 검색을 수행하십시오.

2. 뇌 해부

  1. 0.02% 트리카인 용액, 해부용 스티로폼 트레이, 인산염 완충 식염수(1x PBS)가 포함된 10mL 주사기와 연장 튜브 및 심내 관류용 30G 바늘( 재료 표 참조)을 준비합니다.
  2. 선택한 시점에서 부상당한 물고기를 마취하십시오.
  3. 스티로폼 트레이에 종이 타월을 놓고 종이 타월 위에 마취 된 생선을 놓습니다.
  4. 항문 지느러미의 양쪽에 두 개의 30G 바늘을 수직으로 삽입하여 물고기 몸을 제자리에 고정합니다(그림 2A).
  5. 항문에서 심장까지 복부 절개를 하고(그림 2B) 이 장기의 양쪽에 30G 바늘 두 개를 더 삽입하여 심장이 보이도록 합니다(그림 2C).
    참고: 심장은 제브라피쉬와 메다카 모두에서 피하의 은빛 상피층으로 덮여 있습니다(그림 2C).
  6. 집게의 끝으로 은색 상피층을 부드럽게 제거합니다(그림 2D).
  7. 30G 바늘을 심실에 삽입하고 경사를 위로 유지하고 집게를 사용하여 심방을 절개합니다(그림 2E). 주사기를 조심스럽게 눌러 1x PBS를 누르고 심방이 혈액을 씻어 냈는지 확인합니다.
    알림: 바늘이 심실을 관통하는 것을 방지하려면 바늘을 반 경사 깊이까지 조심스럽게 삽입한 다음 삽입 깊이를 조정하십시오. 관류가 잘되면 아가미가 하얗게 변합니다(그림 2F,G).
  8. 혈액이 배출되고 아가미가 하얗게 변한 후 관류를 중지하십시오.
  9. 물고기 몸을 제자리에 고정하는 바늘을 제거하고 물고기 복부 쪽을 아래로 고정합니다(그림 2H). 척수를 자르고 시신경과 종뇌에서 두개골을 제거합니다(그림 2I). 그런 다음 시신경을 절단하고 뇌를 조심스럽게 해부합니다.
    알림: 해부하는 동안 시신경은 지각에 연결되어 있으므로 주의하십시오. 시신경을 당기면 시신경이 뇌에서 분리될 수 있습니다. 혈액 제거가 완료되지 않으면 뇌가 연한 분홍색으로 보입니다( 그림 2J의 오른쪽 뇌).
  10. 뇌를 1x PBS에 4% 파라포름알데히드 1mL와 함께 1.5mL 튜브로 옮기고 4°C에서 밤새 고정합니다.

3. 냉동 절편의 준비

  1. 고정된 뇌를 1x PBS에서 각각 5분 동안 세 번 세척합니다.
  2. 뇌를 냉동 보호하려면 1x PBS에 30%(w/v) 자당 1mL가 포함된 1.5mL 튜브로 옮기고 4°C에서 밤새 배양합니다. OCT 30mL와 30% 자당 15mL를 조합하여 임베딩 화합물(OCT 화합물과 30% 자당의 2:1 혼합물, 재료 표 참조)을 준비합니다. 4 °C에서 보관하십시오.
    알림: 혼합 화합물에서 기포를 제거하려면 50mL 튜브를 10,000 x g 에서 실온에서 2분 동안 원심분리하거나 튜브를 밤새 똑바로 세워 두십시오.
  3. 해부된 뇌가 임베딩 화합물과 함께 크라이오몰드에 포매된 직후 크라이오몰드를 냉각시키기 위해 알루미늄 블록을 -80°C에서 하룻밤 동안 인큐베이션한다.
    알림: 액체 질소를 사용하여 알루미늄 블록을 냉각할 수도 있습니다. 이 경우 알루미늄 블록은 매립하기 직전에 알루미늄 블록을 덮을 수 있을 만큼 충분한 액체 질소로 채워진 스티로폼 상자에 넣어야 합니다. 액체 질소 승화를 확인한 후, 미리 냉각 된 알루미늄 블록에 cryomold를 놓습니다. 알루미늄 블록에 한 번에 몇 개의 극저온 금형을 놓을 수 있는지 확인하는 것이 좋습니다. 모든 샘플을 빠르게 냉각할 수 있는 충분한 공간을 확보하기 위해 액체 질소 또는 추가 사전 냉각 블록을 사용하는 것이 좋습니다.
  4. 예냉된 알루미늄 블록을 스티로폼 상자에 넣습니다. 알루미늄 블록이 따뜻해지는 것을 방지하기 위해 뚜껑이 있는 스티로폼 상자를 사용하십시오.
  5. 관상 절편의 경우 뇌를 극저온 몰드에 삽입하고 현미경으로 집게를 사용하여 방향을 조정합니다(그림 3A).
  6. 스티로폼 상자의 예냉된 알루미늄 블록에 극저온 몰드를 놓고 OCT 화합물이 얼도록 합니다(그림 3B). OCT 화합물이 얼기 시작하면 흰색이됩니다.
  7. 표본 디스크에 작은 원형의 OCT 화합물을 바르고 극저온 블록을 장착하여 극저온 블록을 표본 디스크에 부착합니다.
  8. 검체 디스크를 저온 유지 장치에 넣고 OCT 화합물을 완전히 동결합니다.
  9. 저온 유지 장치의 표본 헤드에 표본 디스크를 놓습니다.
  10. 크라이오 블록의 방향을 설정하고 OCT를 트리밍하여 추가 영역을 제거합니다.
    알림: 종뇌를 절단하는 동안 절단면의 방향을 조정하십시오. 블레이드에는 저온 유지 장치가 장착되어 있습니다. 시편 헤드의 각도를 변경하여 절단면의 방향을 조정할 수 있습니다.
  11. 저온 유지 장치를 사용하여 전체 시신경을 통해 14μm 두께의 직렬 섹션을 절단합니다. 슬라이드를 -25°C에서 보관하십시오.
    알림: 장기 보관은 -80 °C여야 합니다.

4. 형광 면역염색

  1. 건조 유리는 실온(RT)에서 30분 동안 슬라이드 랙에서 슬라이드됩니다. RT에서 30분 동안 1x PBS로 슬라이드를 세척합니다. 항 -PCNA 또는 BrdU 항체로 면역 염색을 수행해야하는 경우 4.2 단계 또는 4.3 단계로 진행하십시오.
  2. 500mL 비이커에 10mM 구연산나트륨 500mL를 준비하고, 구연산염 완충액을 핫플레이트 마그네틱 교반기 상에서 85°C로 가온한 후, 슬라이드를 슬라이드 염색 랙에 넣고 85°C에서 30분 동안 구연산염 완충액에서 랙을 배양한다. 끓지 않으려면 온도를 약 85 °C로 유지하십시오. 항원 회수 후, 슬라이드를 1x PBS(PBSTr) 중 0.1% 트리톤으로 3회 세척하고, 각 세척은 RT에서 5분 정도 소요한다.
    참고: 이 단계는 증식 세포 핵 항원(PCNA) 검색을 위한 선택적 단계입니다.
  3. 증류수에 12N HCl을 희석하여 2N HCl 용액을 준비합니다. 액체 차단제( 재료 표 참조)를 사용하여 소수성 장벽으로 선을 그려 섹션 주위에 2N HCl 용액을 유지합니다.
    1. 슬라이드를 면역염색 트레이에 놓고 200-300μL의 2N HCl 용액을 도포합니다. 트레이를 37°C에서 30분 동안 배양합니다. 항원 회수 후 0.1% PBSTr로 3회 세척하고 각 세척은 RT에서 5분 정도 소요됩니다.
      참고: 이 단계는 BrdU 항원 검색을 위한 선택적 단계입니다.
  4. 종이 타월을 사용하여 남은 용액을 흡수하고 제거하십시오. 그런 다음 액체 차단제를 사용하여 소수성 장벽을 그려 필요에 따라 섹션 주위에 항체 용액을 유지합니다.
  5. 슬라이드를 트레이에 놓고 200-300 μL의 블로킹 용액, PBSTr의 3%(v/v) 말 혈청)를 모든 슬라이드에 바르고 RT에서 1시간 동안 슬라이드를 배양합니다.
  6. RT에서 5분 동안 PBSTr로 섹션을 세척하고 세 번 반복합니다.
  7. 블로킹 용액(각 슬라이드에 대한 항체 용액 200-300 μL)을 사용하여 1차 항체( 재료 표 참조)를 준비합니다. 종이 타월로 나머지 PBSTr을 제거하고 슬라이드를 면역염색 트레이에 놓습니다. 1차 항체 용액을 모든 슬라이드에 적용하고 4°C에서 밤새 트레이를 배양합니다.
  8. RT에서 5분 동안 PBSTr로 섹션을 세척하고 세 번 반복합니다.
  9. 블로킹 완충액(1:500)을 사용하여 형광 2차 항체 용액( 재료 표 참조)을 준비합니다. 종이 타월로 나머지 PBSTr을 제거하고 슬라이드를 면역염색 트레이에 놓습니다. 모든 슬라이드에 2차 항체 용액을 바르고 알루미늄 호일로 트레이를 가리십시오. RT에서 1-2 시간 동안 배양하십시오.
  10. PBSTr로 섹션을 빛에 노출시키지 않고 RT에서 5분 동안 세 번 세척합니다.
  11. 핵 염색을 위해 Hoechst 용액(1x PBS에서 500:1 희석, 재료 표 참조)을 준비합니다. 종이 타월로 나머지 PBSTr을 제거하고 슬라이드를 면역염색 트레이에 놓습니다. 모든 슬라이드에 Hoechst 용액을 바르고 트레이를 알루미늄 호일로 덮습니다. RT에서 30 분 동안 배양하십시오.
  12. 빛을 노출시키지 않고 RT에서 10분 동안 1x PBS로 섹션을 세척합니다.
  13. 종이 타월을 사용하여 나머지 1x PBS를 흡수 및 제거하고 형광 면역염색을 위해 수용성 장착 매체( 재료 표 참조)를 사용하여 슬라이드에 섹션을 장착합니다. 24 x 45mm 커버슬립을 섹션에 천천히 놓습니다. 슬라이드를 빛에 노출시키지 않고 4°C에서 보관하십시오.
  14. 형광 현미경 또는 컨포칼 현미경으로 단면을 관찰하고 이미지화합니다.

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결과

우반구에 바늘 삽입을 사용하여 시신경의 찔린 상처 손상(그림 1, 그림 4A 및 그림 5A)은 방사상 신경교 세포(RGC) 증식 및 신생아 뉴런 생성을 포함한 다양한 세포 반응을 유도합니다. 유사하게, 제브라피쉬와 메다카의 노화 개체군은 재생 반응에서 노화 효과를 상쇄하는 데 사용되었습니다. 그런 다음 동결 절편에 형광 면역 염색을 수행하고 제브라 피쉬와 메다카의 지각 손상 후 RGC 증식 및 분화를 분석했습니다 (그림 4-5) 13.

증식 세포 마커에 대한 항체, 증식 세포 항원 (PCNA) 및 RGC 마커, 뇌 지질 결합 단백질 (BLBP)을 사용하였으며, 이들은 제브라피쉬 및 메다카에서 입수...

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토론

여기에서는 뇌 손상 후 RGC 증식 및 분화의 평가를 용이하게 하기 위해 바늘을 사용하여 시신경에 찔린 상처 손상을 유도하는 데 사용할 수 있는 일련의 방법이 설명되어 있습니다. 바늘 매개 찔린 상처는 표준 도구 세트를 사용하여 많은 실험 샘플에 적용할 수 있는 간단하고 효율적으로 구현된 방법입니다. 제브라피쉬 뇌의 여러 영역에 대한 찔린 상처 손상 모델이 개발되었습니다 3,19,29. 시신경은 뇌에서 가장 큰 부분 중 하나이며 조작하기 쉽습니다. 또한, 시신경의 대부분의 RGC는 종뇌와 비교할 때 생리학적 조건에서 정지 상태이므로 손상에 따라 RGC 증식 및 분화를 더 쉽게 관찰할 수 있습니다 3,19.

찔린...

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공개 사항

저자는 공개 할 것이 없습니다.

감사의 글

이 작업은 JSPS KAKENHI 보조금 번호 18K14824 및 21K15195와 일본 AIST의 내부 보조금으로 지원되었습니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
10mL 주사기TERUMOSS-10ESZ
1M Tris-HCl (pH 9.0)NIPPON GENE314-90381
30G 바늘DentronicsHS-2739A
4 % 파라 포름 알데히드 인산염 완충 용액Wako163-20145
알루미늄 블록115 x 80 x 37mm (W x D x H)는 6 개의 cryomolds를 동결하기에 충분한 크기입니다.
Anti-BLBPMilliporeABN141:500
Anti-BrdUAbcamab18931:500
Anti-HuCInvitrogenA212711:100
Anti-PCNASanta Cruz Biotechnologysc-561:200
BrmodeoxyuridineWako023-15563
컨포칼 현미경 C1 플러스Nikon
크라이오몰드Sakura Finetek Japan456510 x 10 x 5 mm (W x D x H)
CryostatLeicaCM1960
Danio rerio WT 스트레인 RW
확장 튜브TERUMOSF-ET3520
Fluoromount (TM) 수성 장착 매체, 형광 염료 염색 조직SIGMA-ALDRICHF4680-25ML
겸자DUMONT11252-20
염소 안티 마우스 IgG (H + L) 고 교차 흡착 2 차 항체, Alexa Fluor Plus 488InvitrogenA32723
염소 안티 토끼 IgG (H + L) 고 교차 흡착 2 차 항체, Alexa Fluor 546InvitrogenA11035
Hoechst 33342 용액Dojindo23491-52-3
염산Wako080-01066
10슬라이드 배양실 다크 오렌지COSMO BIO CO., LTD.10DO
MAS 코트 슬라이딩 유리Matsunami 유리MAS-01
마이크로 커버 유리Matsunami 유리C024451
현미경 NikonSMZ745T
Normal horse serum blocking solutionVECTOR LABRATORIESS-2000-20
O.C.T CompoundSakura Finetek Japan83-1824
Oryzias latipes WT 균주 Cab
PAP Pen Super-Liquid BlockerDAIDO SANGYOPAP-S
인산염 완충 식염수(PBS) 정제, pH 7.4TaKaRaT9181
스티로폼 트레이100 x 100 x 10 mm (W x D x H) 스티로폼 시트는 트레이로 사용 가능
자당Wako196-0001530 % (w/v) 자당 PBS
트리카인 (MS-222)나카라이 테스크14805-24
트리소듐 시트레이트 이수화물와코191-01785
트리톤 X-100와코04605-250
과 함께 사용

참고문헌

  1. Becker, T., Wullimann, M. F., Becker, C. G., Bernhardt, R. R., Schachner, M. Axonal regrowth after spinal cord transection in adult zebrafish. Journal of Comparative Neurology. 377 (4), 577-595 (1997).
  2. Raymond, P. A., Barthel, L. K., Bernardos, R. L., Perkowski, J. J. Molecular characterization of retinal stem cells and their niches in adult zebrafish. BMC Developmental Biology. 6, 36(2006).
  3. März, M., Schmidt, R., Rastegar, S., Strähle, U. Regenerative response following stab injury in the adult zebrafish telencephalon. Developmental Dynamics. 240 (9), 2221-2231 (2011).
  4. Kang, J., et al. Modulation of tissue repair by regeneration enhancer elements. Nature. 532 (7598), 201-206 (2016).
  5. Simões, F. C., et al. Macrophages directly contribute collagen to scar formation during zebrafish heart regeneration and mouse heart repair. Nature Communications. 11 (1), 600(2020).
  6. Hoang, T., et al. Gene regulatory networks controlling vertebrate retinal regeneration. Science. 370 (6519), (2020).
  7. Alunni, A., Bally-Cuif, L. A comparative view of regenerative neurogenesis in vertebrates. Development. 143 (5), 741-753 (2016).
  8. Diotel, N., Lübke, L., Strähle, U., Rastegar, S. Common and distinct features of adult neurogenesis and regeneration in the telencephalon of zebrafish and mammals. Frontiers in Neuroscience. 14, 568930(2020).
  9. Labusch, M., Mancini, L., Morizet, D., Bally-Cuif, L. Conserved and divergent features of adult neurogenesis in zebrafish. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 525(2020).
  10. Ito, K., et al. Differential reparative phenotypes between zebrafish and medaka after cardiac injury. Developmental Dynamics. 243 (9), 1106-1115 (2014).
  11. Lai, S. L., et al. Reciprocal analyses in zebrafish and medaka reveal that harnessing the immune response promotes cardiac regeneration. eLife. 6, 25605(2017).
  12. Lust, K., Wittbrodt, J. Activating the regenerative potential of Müller glia cells in a regeneration-deficient retina. eLife. 7, 32319(2018).
  13. Shimizu, Y., Kawasaki, T. Differential regenerative capacity of the optic tectum of adult medaka and zebrafish. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 686755(2021).
  14. Adolf, B., et al. Conserved and acquired features of adult neurogenesis in the zebrafish telencephalon. Developmental Biology. 295 (1), 278-293 (2006).
  15. Grandel, H., Kaslin, J., Ganz, J., Wenzel, I., Brand, M. Neural stem cells and neurogenesis in the adult zebrafish brain: origin, proliferation dynamics, migration and cell fate. Developmental Biology. 295 (1), 263-277 (2006).
  16. Alunni, A., et al. Evidence for neural stem cells in the medaka optic tectum proliferation zones. Developmental Neurobiology. 70 (10), 693-713 (2010).
  17. Kuroyanagi, Y., et al. Proliferation zones in adult medaka (Oryzias latipes) brain. Brain Research. 1323, 33-40 (2010).
  18. Ito, Y., Tanaka, H., Okamoto, H., Ohshima, T. Characterization of neural stem cells and their progeny in the adult zebrafish optic tectum. Developmental Biology. 342 (1), 26-38 (2010).
  19. Shimizu, Y., Ueda, Y., Ohshima, T. Wnt signaling regulates proliferation and differentiation of radial glia in regenerative processes after stab injury in the optic tectum of adult zebrafish. Glia. 66 (7), 1382-1394 (2018).
  20. Ueda, Y., Shimizu, Y., Shimizu, N., Ishitani, T., Ohshima, T. Involvement of sonic hedgehog and notch signaling in regenerative neurogenesis in adult zebrafish optic tectum after stab injury. Journal of Comparative Neurology. 526 (15), 2360-2372 (2018).
  21. Kiyooka, M., Shimizu, Y., Ohshima, T. Histone deacetylase inhibition promotes regenerative neurogenesis after stab wound injury in the adult zebrafish optic tectum. Biochemical and Biophysical Research Communications. 529 (2), 366-371 (2020).
  22. Shimizu, Y., Kawasaki, T. Histone acetyltransferase EP300 regulates the proliferation and differentiation of neural stem cells during adult neurogenesis and regenerative neurogenesis in the zebrafish optic tectum. Neuroscience Letters. 756, 135978(2021).
  23. Shimizu, Y., Kiyooka, M., Ohshima, T. Transcriptome analyses reveal IL6/Stat3 signaling involvement in radial glia proliferation after stab wound injury in the adult zebrafish optic tectum. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 668408(2021).
  24. Lindsey, B. W., et al. Midbrain tectal stem cells display diverse regenerative capacities in zebrafish. Scientific Reports. 9 (1), 4420(2019).
  25. Yu, S., He, J. Stochastic cell-cycle entry and cell-state-dependent fate outputs of injury-reactivated tectal radial glia in zebrafish. eLife. 8, 48660(2019).
  26. Bisese, E. C., et al. The acute transcriptome response of the midbrain/diencephalon to injury in the adult mummichog (Fundulus heteroclitus). Molecular Brain. 12 (1), 119(2019).
  27. Schmidt, R., Beil, T., Strähle, U., Rastegar, S. Stab wound injury of the zebrafish adult telencephalon: a method to investigate vertebrate brain neurogenesis and regeneration. Journal of Visualized Experiments. (4), e51753(2014).
  28. Westerfield, M. The zebrafish book. A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio) 5th ed. , University of Oregon Press. (2007).
  29. Kaslin, J., Kroehne, V., Ganz, J., Hans, S., Brand, M. Distinct roles of neuroepithelial-like and radial glia-like progenitor cells in cerebellar regeneration. Development. 144 (8), 1462-1471 (2017).
  30. Curado, S., et al. Conditional targeted cell ablation in zebrafish: a new tool for regeneration studies. Developmental Dynamics. 236 (4), 1025-1035 (2007).
  31. Shimizu, Y., Ito, Y., Tanaka, H., Ohshima, T. Radial glial cell-specific ablation in the adult zebrafish brain. Genesis. 53 (7), 431-439 (2015).
  32. Godoy, R., et al. Dopaminergic neurons regenerate following chemogenetic ablation in the olfactory bulb of adult zebrafish (Danio rerio). Scientific Reports. 10 (1), 12825(2020).
  33. Sawahata, M., Izumi, Y., Akaike, A., Kume, T. In vivo brain ischemia-reperfusion model induced by hypoxia-reoxygenation using zebrafish larvae. Brain Research Bulletin. 173, 45-52 (2021).

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