방법 논문

형광 이미징을 위한 식물 조직의 광학 클리어링

7.6K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/63428

⸱

2022년 1월 5일

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Transformative Bio-Molecules (ITbM), Nagoya University, 2Institute for Advanced Research (IAR), Nagoya University, 3Division of Biological Science, Graduate School of Science, Nagoya University, 4Department of Biological Sciences, Graduate School of Science, The University of Tokyo

이 논문에서

요약

여기에서는 형광 단백질의 안정성을 유지하면서 식물 조직을 투명하게 만드는 방법에 대해 설명한다. 이 기술은 물리적 단면화없이 제거 된 식물 조직의 깊은 이미징을 용이하게합니다.

초록

해부없이 현미경으로 다층 및 불투명 한 식물 표본의 내부 구조를 직접 관찰하는 것은 어렵습니다. 또한, 엽록소에 의한 자가형광은 식물에서 형광 단백질의 관찰을 방해한다. 오랫동안 식물을 투명하게 만들기 위해 다양한 청산 시약이 사용되어 왔습니다. 그러나, 종래의 클리어링 시약은 형광 신호를 감소시킨다; 따라서, 형광 단백질로 세포 및 세포내 구조를 관찰하는 것은 불가능하였다. 형광 단백질 안정성을 유지하면서 엽록소를 제거하여 식물 조직을 맑게 할 수 있는 시약이 개발되었다. 클리어링 시약, ClearSee (CS) 또는 ClearSeeAlpha (CSA)를 사용하여 식물 조직의 광학 클리어링을 위해 상세한 프로토콜이 여기에 제공됩니다. 제거 된 식물 조직의 준비에는 고정, 세척 및 청산의 세 단계가 포함됩니다. 고정은 형광 단백질의 세포 구조 및 세포 내 안정성을 유지하는 데 중요한 단계입니다. 클리어링을 위한 인큐베이션 시간은 조직 유형 및 종에 따라 달라진다. 애기장대에서 CS로 개간하는 데 필요한 시간은 잎과 뿌리의 경우 4 일, 묘목의 경우 7 일, 피스틸의 경우 1 개월이었습니다. CS는 또한 Physcomitrium patens 의 gametophytic 잎을 투명하게 만들기 위해 4 일의 비교적 짧은 시간이 필요했습니다. 대조적으로, 담배와 토레니아의 피스틸은 CS 처리 동안 산화로 인해 갈색 색소를 생성했습니다. CSA는 산화를 방지하여 갈색 색소를 감소시키고 담배와 토레니아 피스틸을 투명하게 만들 수 있었지만 비교적 오랜 시간 (1 ~ 2 개월)이 걸렸습니다. CS 및 CSA는 또한 DNA 및 세포벽에 대한 칼코플루오르 화이트, SR2200 및 다이렉트 레드 23에 대한 DAPI (4',6-디아미디노-2-페닐인돌) 및 Hoechst 33342와 같은 화학 염료를 사용한 염색과 상용성이었다. 이 방법은 온전한 형태학, 발달 과정, 식물 - 미생물 상호 작용 및 선충류 감염을 드러내기 위해 전체 식물 이미징에 유용 할 수 있습니다.

서론

세포 구조의 시각화와 살아있는 유기체에서 단백질의 국소화는 생체 내에서 그들의 기능을 명확히하는 데 중요합니다. 그러나 생체가 투명하지 않기 때문에 해부없이 살아있는 유기체의 내부 구조를 관찰하는 것은 어렵습니다. 특히, 다른 모양의 세포로 다층화 된 식물 조직의 경우, 그 구조와 광흡수 안료의 존재로 인한 지수 불일치가 문제가됩니다. 예를 들어, 식물 잎은 광합성을 위해 몸에 들어오는 빛을 효율적으로 활용할 수있는 복잡한 구조를 가지고 있지만1 구조는 굴절률 불일치를 일으켜 관찰하기 어렵게 만듭니다. 그러나 잎에는 엽록소와 같은 많은 광흡수 안료가 있는데, 이는 강한 적색 형광을 방출하고 갈색 안료는 산화에 의해 생성된다2,3. 이 안료는 또한 식물에서 전체 마운트 형광 현미경 관찰을 방해합니다. 따라서, 식물의 내부 구조를 관찰하기 위해, 알코올에 의한 탈색 및 고정과 클로랄 하이드레이트를 이용한 클리어링은 굴절률 불일치 및 자가형광을 제거하기 위해 오랫동안 사용되어 왔다4,5. 이러한 종래의 방법들은 수년 동안 채택되어 왔지만, 형광 단백질의 형광을 동시에 제거하는 단점을 가지고 있다6,7. 이것은 형광 단백질이 현재의 형광 영상화에서 없어서는 안될 필수 요소가되기 때문에 문제가됩니다.

따라서 ClearSee (CS) 및 ClearSeeAlpha (CSA)는 식물 조직을위한 광학 클리어링 시약으로 개발되었습니다. 두 시약 모두 형광 단백질의 안정성을 유지하면서 엽록소 자가형광을 감소시킨다7,8. CSA는 조직 산화로 인해 갈색 안료가 생성될 때 특히 유용하다. 이러한 클리어링 시약을 사용하여, 물리적 절편화 없이 식물체 내부의 세포 구조 및 단백질 국재화를 관찰할 수 있다.

프로토콜

1. 청산 용액의 준비

  1. CS 용액을 준비하려면 마그네틱 교반기에 증류수에 10% (w/v) 자일리톨, 15% (w/v) 데옥시콜레이트 나트륨 및 25% (w/v) 우레아를 용해시킨다.
    참고 : 나트륨 데옥시콜레이트 분말은 공기 중에 쉽게 떠 다니기 때문에 초안 챔버에서 무게를 측정해야합니다. CS는 실온에서 1 년 이상 어둠 속에서 보관할 수 있습니다.
  2. CSA 용액을 제조하기 위해, 상기 수득된 CS 용액에 아황산나트륨(50 mM 최종 농도)을 첨가한다.
    참고: 환원제가 쉽게 비활성화되므로 사용 직전에 CS 용액에 아황산나트륨을 첨가하십시오.

2. 고정제액의 제조

  1. 멸균수 40mL를 원뿔형 튜브에 넣고 파라포름알데히드 2g을 첨가한다. 200 μL의 2 N NaOH를 첨가하여 용액의 pH를 증가시킨다. 튜브를 파라필름으로 닫고 밀봉한 후, 모든 것이 용해될 때까지 가끔 역전하여 60°C에서 배양한다.
  2. 용액을 실온으로 냉각시킨 후, 5 mL의 10x 인산완충식염수(PBS)를 첨가하여 pH를 7.4로 조정하였다. 멸균수를 첨가하여 부피를 50mL까지 구성하십시오.
    참고 : 갓 준비된 고정 용액이 선호됩니다. 용액은 또한 수개월 동안 -30°C에서 저장될 수 있다.

3. 샘플의 고정

  1. 식물 샘플을 마이크로튜브에 고정 용액에 담그고(그림 1A), 고정 용액의 부피가 샘플 부피의 다섯 배 이상인지 확인합니다.
  2. 마이크로 튜브를 파라 필름으로 밀봉하고 바늘을 사용하여 구멍을 뚫습니다. 진공 감압 중 시료 유출의 위험 때문에 튜브를 열어 두지 마십시오.
  3. 마이크로튜브를 데시케이터에 넣고 샘플에서 거품이 서서히 나타나도록 진공도(~690mmHg)를 천천히 조절합니다(그림 1B-C). 건조기를 배출 한 후 진공 펌프를 끕니다. 마이크로튜브를 실온에서 30분 동안 방해받지 않고 방치한다.
  4. 시료를 방해하지 않도록 데시케이터를 조심스럽게 환기시킵니다. 진공 펌프를 다시 켜고 데시케이터를 배출 한 후 전원을 끕니다. 마이크로튜브를 실온에서 30분 동안 방해받지 않고 방치한다.
    참고: 데시케이터를 배출하는 동안 샘플의 손상을 방지하기 위해 주의를 기울여야 합니다. 샘플에 고정 용액의 침투는 두 가지 진공 처리에 의해 강화됩니다. 추가 진공 처리는 고정 용액을 더 두꺼운 샘플에 침투시키는 데 도움이됩니다.
  5. 마이크로튜브의 고정 용액을 부딪히지 않고 데시케이터를 조심스럽게 엽니다. 마이크로 피펫을 사용하여 고정 용액을 제거하고 1x PBS를 추가하십시오. 1분 동안 보관한 후 기존 PBS를 새 1x PBS로 교체합니다(그림 1D).

4. 지우기

  1. PBS를 제거한 후, 클리어링 용액의 샘플 부피의 다섯 배를 첨가한다.
  2. 마이크로 튜브를 파라 필름으로 밀봉하고 바늘을 사용하여 구멍을 뚫습니다. 샘플을 건조기에 넣고 3.3 단계와 같이 배출 한 다음 진공 펌프를 끕니다. 마이크로튜브를 실온에서 60분 동안 방해받지 않고 방치한다.
  3. 데시케이터를 부드럽게 여십시오. 파라필름으로 마이크로튜브를 닫고 형광 단백질의 광표백을 피하기 위해 어둠 속에서 실온에서 보관하십시오. 1-2 일마다 마이크로 튜브를 반전시켜 클리어링 프로세스를 가속화하십시오.
  4. 클리어링 용액이 녹색으로 바뀌면 용액이 무색으로 유지될 때까지 새로운 클리어링 용액으로 교체하십시오(그림 1E-H).

figure-protocol-1
도 1: CS 처리를 위한 절차. (A) 4% PFA(파라포름알데히드) 용액에서의 애기장대 묘목. (B) 샘플을 건조기에 넣는다. (C) 묘목은 진공 하에서 고정된다. (d) 묘목을 진공 처리 후 PFA 용액에 담근다. (E) 결과 3 일 청산 용액 처리 묘목. 지우기 솔루션의 녹색을 확인합니다. (F) 클리어링 용액은 치료 후 3 일 후에 교체됩니다. (g) 결과 5 일 청산 용액 처리 묘목. (H) 클리어링 용액은 치료 5 일 후에 교체됩니다. 스케일 바: 1cm(A,C-H) 및 5cm(B). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

5. 화학 염료 염색

  1. 마이크로튜브에 핵 염색을 위한 Hoechst 33342(최종 농도 10 μg/mL) 또는 세포벽 염색을 위한 Calcofluor White(최종 농도 1mg/mL)를 추가하고 1시간 동안 기다립니다. 염료 용액을 제거한 후, 샘플을 1 h 동안 신선한 클리어링 용액으로 세척한다.
    참고: 하룻밤 동안 염색하고 세척하면 조직으로의 형광 염료 침투를 개선하고 배경 형광을 줄일 수 있습니다. 다양한 형광 염료는 베이직 Fuchsin9 (리그닌), 오라민 O9 (리그닌, 수베린 및 커틴), 나일 레드9 (수베린), 다이렉트 옐로우 969, 다이렉트 레드 239, 및 SR220010,11 (세포벽)과 같은 CS 용액과 상용성이다.

6. 관찰

  1. 실리콘 고무 시트를 면도날로 절단하여 스페이서용 프레임을 제조하였다(그림 2A).
    참고 : 샘플의 두께에 따라 실리콘 고무 시트의 두께를 조정하십시오. 클리어링 용액으로 처리 된 샘플은 부드럽기 때문에 커버 글라스로 직접 덮으면 손상됩니다.
  2. 실리콘 프레임을 커버 글래스(예: 25 x 60mm) 위에 놓습니다(그림 2B). 처리 된 샘플을 프레임 내에 놓고 ~ 100 μL의 클리어링 용액을 첨가하여 프레임 내의 기포를 제거하십시오. 클리어링 용액의 증발을 방지하기 위해 다른 커버 글래스(18 x 18mm 또는 24 x 24 mm)로 덮으십시오(그림 2C).
  3. 샘플을 형광 현미경으로 관찰하십시오. 관찰 후, 샘플을 마이크로튜브에서 채취한 클리어링 용액으로 되돌려 놓고 어둠 속에서 실온에서 보관한다.

figure-protocol-2
그림 2: 현미경 관찰을 위한 샘플 준비 . (A) 0.2mm 두께의 실리콘 시트를 프레임으로 자릅니다. (B) 실리콘 시트 프레임을 커버 글라스 위에 올려 놓는다. (C) 클리어링 용액으로 처리된 샘플(점선 테두리로 표시됨)을 프레임 내에 놓고 커버 글래스로 덮는다. 배율 막대: 5mm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

결과

CS는 다양한 종의 잎을 맑게 할 수 있습니다 (그림 3A-H). CS 용액이이 식물에서 잎 표면이 표피 왁스로 덮여 있기 때문에 쌀 잎에 침투하기가 어렵습니다. 그러나, 클로로포름에 10초 동안 침지하여 큐티큘러 왁스를 추출한 후, CS는 벼잎을 맑게 할 수 있었다(도 3H). 그러나 CS는 CS에 덜 투과성인 Chamaecyparis obtusa 잎에 침투 할 수 없었습니다 (그림 3I, J). 국화 잎에서, 폴리페놀 산화에 의해 유도된 갈색 색소침착이 CS 처리된 잎에서 관찰되었다(도 3K,L). 유사하게, 담배 및 토레니아 피스틸은 CS 처리 동안 갈색 색소침착을 보였다(도 3M,O). CSA의 아황산나트륨 성분은 환원 효과로 인해 폴리페놀 산화를 방지하므로 CSA는 갈색 색소 침착없이 담배와 토레니아 피스틸을 제거 할 수 있습니다 (그림 3N, P).

도 4B는 CS 처리가 애기장대 H2B-mClover 잎의 옅은 녹색을 감소시키고 (밝은 장) PBS 인큐베이션과 비교하여 H2B-m클로버의 형광 강도를 향상시켰다는 것을 보여준다 (도 4A). 개화 식물 외에도 CS는 이끼 식물에도 적용 가능합니다 (그림 4C). CS 처리 4일 후, H2B-mRFP의 형광은 감소된 엽록소 자가형광을 갖는 전체 가모토포어에 대해 명확하게 검출되었다. 그림 4D, E는 CSA를 사용하여 클리어 된 Nicotiana benthamiana의 H2B-mClover 권총의 3D 재구성 이미지를 보여줍니다. 샘플 깊이는 440 μm였다. 깊이 코딩 된 최대 강도 프로젝션 이미지에서 알 수 있듯이 CSA는 담배 피스틸과 같은 도전적인 조직의 심층 이미징을 허용합니다.

CS 및 CSA는 또한 형광 염료 염색과 상용성이었다. 도 5는 CS 를 동시에 사용하여 형광단백질(H2B-mClover)과 유기형광염료(Calcofluor White) 염색을 관찰할 수 있음을 보여준다. z-스택 이미지에서 3D 재구성 후 모든 섹션을 관찰할 수 있습니다.

figure-results-1
도 3: 클리어링 용액을 사용한 잎과 피스틸의 광학 클리어링. (A-L) 다양한 종의 고정 잎을 PBS(A,C,E,G,I,K) 또는 CS(B,D,F,H,J,L)에서 8일 동안 배양하고, CS(M,O) 또는 CSA(N,P)에서 2일 동안 배양하였다. (A, B, O, P) Torenia fournieri, (C,D) Nicotiana tabacum, (E,F) Cucumis sativus, (G,H) Oryza sativa, (I,J) Chamaecyparis obtusa, (K,L) 국화 morifolium, (M,N) Nicotiana benthamiana. 배율 막대: 1cm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-2
도 4: 클리어링 용액으로 처리된 조직의 형광 이미징. (A,B) UBQ10pro::H2B-mClover 잎의 애기장대 잎은 3일 동안 PBS(A) 또는 CS(B)로 처리하였다. (c) 피스코미트리움 파텐스의 H2B-mRFP 잎이 많은 가메토포레스를 4일 동안 CS로 처리하였다. 핵을 H2B-mRFP(녹색)로 표지하였다. CS 처리는 엽록소 자가형광(마젠타)을 감소시켰다. 정점 영역의 H2B-mRFP 신호는 H2B-mRFP의 병합된 이미지와 자가형광 또는 밝은 필드 모두에 대해 명확하게 관찰되었다. (D,E) 니코티아나 벤타미아나의 UBQ10pro::H2B-mClover 낙인은 CSA에서 1개월 동안 치료되었다. 최대 강도 프로젝션(D) 및 깊이 코딩된 최대 강도 프로젝션(E)은 5μm 간격으로 88개의 z-스택 이미지로부터 생성되었다. 스케일 바: 100 μm. 이미지는 광시야(A,B), 공초점(C) 및 이광자 여기(D,E) 현미경을 사용하여 촬영되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-3
도 5: 형광 염료 염색은 CS와 상용성이다. (a) 950nm 여기로 이광자 여기 현미경으로 관찰된 CS 처리 잎. 세포벽은 칼코플루오르 화이트(시안)로 염색된다. 핵은 UBQ10pro::H2B-mClover (노란색)로 표시되어 있습니다. yz(B) 및 xz(C) 이미지는 (A)에서 흰색 점선으로 표시된 위치의 단면입니다. 스케일 바: 100 μm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-4
그림 6 : 나트륨 데옥시콜레이트의 투명성. (A) 다양한 15 % 나트륨 데옥시콜레이트의 색상 (재료 표에 나열됨). (b) 380 nm 여기와 함께 각각의 15% 소듐 데옥시콜레이트의 형광 스펙트럼. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

토론

이 방법은 고정, 세척 및 청소로 구성됩니다. 고정은이 프로토콜에서 중요한 단계입니다. PFA 고정 후 형광 단백질이 관찰되지 않으면 클리어링 용액으로 처리 한 후에는 관찰되지 않습니다. PFA 용액이 조직으로 침투하는 것은 중요하지만 세포 구조를 파괴 할 수 있기 때문에 고진공 처리는 권장되지 않습니다. 진공 조건 및 고정 기간은 각 유형의 조직 및 종에 대해 최적화되어야합니다. 고정 후에도 형광 단백질을 확인하는 것이 좋습니다. 샘플은 보통 실온에서 30-60분 동안 고정되었지만, 이들은 더 긴 시간(하룻밤 또는 그 이상) 동안 4°C에서 고정될 수 있다.

도 6A에 도시된 바와 같이, 일부 소듐 데옥시콜레이트는 용해되었을 때 옅은 황색을 가졌다. 이러한 소듐 데옥시콜레이트 용액은 380 nm에서 여기 후 400-600 nm 영역에서 강한 자가형광을 보였다(도 6B). 이 자동 형광은 광학 클리어링 및 형광 이미징을 방지합니다. 사용자는 시약의 품질이 순도, 로트 투 로트 변동 또는 기타 이유로 인해 다를 수 있으므로 나트륨 데옥시콜레이트 용액의 색상을 확인해야합니다.

여기에 사용 된 클리어링 용액은 고농도의 데옥시 콜레이트 나트륨을 가지고있어 막 구조를 파괴 할 수 있습니다. 원형질막 마커(RPS5Apro::tdTomato-LTI6b)는 CS 처리7 후에도 관찰되었다. 그러나 관심있는 구조와 조직에 따라 데옥시콜레이트 나트륨의 농도를 줄이는 것이 더 나을 수 있습니다. 실제로, 개선된 선명도를 갖는 이미지들이 변형된 CS를 갖는 애기장대 피스틸에 대해 얻어졌으며, 여기서 나트륨 데옥시콜레이트의 농도는 절반으로 감소된다; 그러나, 나트륨 데옥시콜레이트의 감소된 농도는 연장된 치료 시간(예를 들어, 애기장대 피스틸의 경우 1개월)을 필요로 하였다.

CS는 처리된 샘플에서 엽록소를 제거하기 위해 적색 자가형광(>610nm)을 감소시킬 수 있다. 그러나, 500-600 nm 범위의 자가형광(황색 내지 주황색)은 CS 처리된 샘플에서도 남아있었다7. 이러한 자가형광은 세포벽 및 다른 세포 성분, 예컨대 lignin12,13으로부터 유래된 것으로 생각된다. 따라서, 이차벽이 발달된 줄기와 같은 조직을 CS 처리에 의해 완전히 투명하게 만드는 것은 어렵다.

여기에 사용된 것 외에 몇몇 클리어링 시약은 형광 현미경14,15,16,17을 사용하여 식물에서 형광 단백질을 관찰하기 위해 개발되었다. 이러한 방법과 비교하여 CS와 CSA는 엽록소를 제거하고 자기 형광을 감소시켜 식물 조직을보다 투명하게 만듭니다. 최근 Sakamoto 등은 굴절률 불일치를 조정하기 위해 고정, 세제 제거 및 장착을위한 개선 된 방법 인 iTOMEI를 개발했습니다.18. 애기장대 묘목에서 iTOMEI는 26 시간 이내에 조직을 제거했습니다.

CS는 애기장대 탈리아나, 피스코미트리움 파텐스7, 국화 모리폴리움, 쿠쿠미스 사티부스, 니코티아나 벤타미아나, 니코티아나 타바쿰, 토레니아 포니에리8, 알륨 오코텐세19, 황기 시니쿠스20, 아보카도21, 보리22, 브라시카 라파23, 칼리트리체와 같은 광범위한 식물 종에 적용 가능합니다. 24, 유칼립투스25, 옥수수26, 마르칸티아 다형체27, 모노필레아 글라브라28, 오로반체 마이너29, 페투니아30, 쌀31, 솔라눔 리코페르시쿰32, 대두33, 딸기34, 밀35, 울프피엘라 히알리나36. 더 두꺼운 조직의 경우, CS는 또한 vibratome 섹션을 투명하게 만들 수 있습니다37,38. 이 방법은 식물에서 세포 구조 및 유전자 발현 패턴에 대한 연구를 허용했다37,38. 더욱이, 선충류 감염20,39, 진균 감염, 및 공생19,40,41도 CS 처리된 조직 내부 깊숙이 관찰되었다. 따라서, 이 방법은 마이크로-스케일에서 매크로-스케일에 이르는 전체 조직 이미징에 유용하며, 다양한 세포, 조직, 기관 및 유기체 사이의 새로운 상호작용을 발견하는 데 도움이 될 수 있다.

공개 사항

ClearSee가 상용화되었습니다 (Fujifilm Wako Pure Chemical Corporation, 일본). 나고야 대학은 청산 시약 ClearSee에 대한 특허 (JP6601842)를 보유하고 있습니다. D. Kurihara는 특허 발명가입니다. 저자들은 경쟁하는 재정적 이익이 없다고 선언합니다.

감사의 글

이 연구는 일본 과학 진흥 협회 (혁신 분야에 대한 과학 연구 보조금 (JP16H06464, JP16H06280 ~ T.H.), 과학 연구 보조금 (B, JP17H03697 ~ D.K.), 도전적인 탐구 연구를위한 보조금 (JP18K19331 ~ D.K.), 혁신 분야에 대한 과학 연구 보조금 (D.K.의 경우 JP20H05358)) 및 일본 과학 기술국 (PRESTO 프로그램 (JPMJPR15QC에서 Y.M, JPMJPR18K4 내지 D.K.)). 저자들은 나고야 대학의 변형 생체 분자 연구소 (WPI-ITbM)의 라이브 이미징 센터 (Live Imaging Center)가 영어 편집을위한 현미경 연구 및 편집 (www.editage.com)을 지원해 준 것에 감사드립니다.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
Calcofluor WhiteSigma-AldrichF3543형광 증백제 28; H2O Clearsee
100 mg/mL 10%(w/v) 자일리톨, 15%(w/v) 데옥시콜레이트 나트륨, 25%(w/v) 요소
커버 유리(18회; 18 No.1)MATSUNAMIC018181
커버 글라스 (24회; 24 No.1)MATSUNAMIC024241
커버 글라스 (25× 60 No.1)MATSUNAMIC025601
DesiccatorASOne 1-5801-11
Hoechst 33342DOJINDO346-079511 mg / mL in H2O
바늘TERUMONN-2238S
파라 필름BemisPM-996
ParaformaldehydeNacalai Tesque26126-25
인산염 완충 식염수, pH 7.4
실리콘 고무 시트AS One6-9085-12
나트륨 데옥시콜레이트도쿄 화학 산업C0316그림 6_1; Lot PSGYK-QB
나트륨 데옥시콜레이트Kishida Chemical260-71412그림 6_2; Lot C05543H
나트륨 데옥시콜레이트Sigma-AldrichD6750그림 6_3; Lot SLBS7362
나트륨 데옥시콜레이트Sigma-Aldrich30970그림 6_4; Lot BCBW0612
나트륨 deoxycholateNacalai Tesque10712-96그림 6_5; Lot M5R3403
나트륨 데옥시콜레이트FUJIFILM Wako Pure Chemical194-08311그림 6_6; Lot LKL0648
수산화나트륨Nacalai Tesque31511-05
아황산나트륨FUJIFILM Wako Pure Chemical190-03411
요소FUJIFILM Wako Pure Chemical211-01213
진공 펌프BUCHIV-700
자일리톨FUJIFILM Wako Pure Chemical248-00545
에서

참고문헌

  1. Vogelmann, T. C. Light within the plant. Photomorphogenesis in Plants. , 491-535 (1994).
  2. Krause, G. H., Weis, E. Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: The basics. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 42 (1), 313-349 (1991).
  3. Pourcel, L., Routaboul, J., Cheynier, V., Lepiniec, L., Debeaujon, I. Flavonoid oxidation in plants: from biochemical properties to physiological functions. Trends in Plant Science. 12 (1), 29-36 (2007).
  4. Lersten, N. R. An annotated bibliography of botanical clearing methods. Iowa State Journal of Science. 41 (4), 481-486 (1967).
  5. Villani, T. S., Koroch, A. R., Simon, J. E. An improved clearing and mounting solution to replace chloral hydrate in microscopic applications. Applications in Plant Sciences. 1 (5), 1300016(2013).
  6. Becker, K., Jährling, N., Saghafi, S., Weiler, R., Dodt, H. -U. Chemical clearing and dehydration of GFP expressing mouse brains. PLoS ONE. 7 (3), 33916(2012).
  7. Kurihara, D., Mizuta, Y., Sato, Y., Higashiyama, T. ClearSee: a rapid optical clearing reagent for whole-plant fluorescence imaging. Development. 142 (23), 4168-4179 (2015).
  8. Kurihara, D., Mizuta, Y., Nagahara, S., Higashiyama, T. ClearSeeAlpha: advanced optical clearing for whole-plant imaging. Plant and Cell Physiology. 62 (8), 1302-1310 (2021).
  9. Ursache, R., Andersen, T. G., Marhavý, P., Geldner, N. A protocol for combining fluorescent proteins with histological stains for diverse cell wall components. The Plant Journal. 93 (2), 399-412 (2018).
  10. Tofanelli, R., Vijayan, A., Scholz, S., Schneitz, K. Protocol for rapid clearing and staining of fixed Arabidopsis ovules for improved imaging by confocal laser scanning microscopy. Plant Methods. 15 (1), 120(2019).
  11. Vijayan, A., et al. A digital 3D reference atlas reveals cellular growth patterns shaping the Arabidopsis ovule. eLife. 10, 1-38 (2021).
  12. Müller, S. M., Galliardt, H., Schneider, J., George Barisas, B., Seidel, T. Quantification of Förster resonance energy transfer by monitoring sensitized emission in living plant cells. Frontiers in Plant Science. 4, 1-20 (2013).
  13. Mizuta, Y., Kurihara, D., Higashiyama, T. Two-photon imaging with longer wavelength excitation in intact Arabidopsis tissues. Protoplasma. 252, 1231-1240 (2015).
  14. Littlejohn, G. R., Gouveia, J. D., Edner, C., Smirnoff, N., Love, J. Perfluorodecalin enhances in vivo confocal microscopy resolution of Arabidopsis thaliana mesophyll. New Phytologist. 186 (4), 1018-1025 (2010).
  15. Warner, C. A., et al. An optical clearing technique for plant tissues allowing deep imaging and compatible with fluorescence microscopy. Plant Physiology. 166 (4), 1684-1687 (2014).
  16. Hasegawa, J., et al. Three-dimensional imaging of plant organs using a simple and rapid transparency technique. Plant and Cell Physiology. 57 (3), 462-472 (2016).
  17. Musielak, T. J., Slane, D., Liebig, C., Bayer, M. A versatile optical clearing protocol for deep tissue imaging of fluorescent proteins in Arabidopsis thaliana. PLOS ONE. 11 (8), 0161107(2016).
  18. Sakamoto, Y., et al. Improved clearing method contributes to deep imaging of plant organs. Research Square. , (2021).
  19. Tanaka, E., Ono, Y. Whole-leaf fluorescence imaging to visualize in planta fungal structures of Victory onion leaf rust fungus, Uromyces japonicus, and its taxonomic evaluation. Mycoscience. 59 (2), 137-146 (2018).
  20. Ohtsu, M., et al. Spatiotemporal deep imaging of syncytium induced by the soybean cyst nematode Heterodera glycines. Protoplasma. 254, 2107-2115 (2017).
  21. Duman, Z., et al. Short de-etiolation increases the rooting of VC801 Avocado rootstock. Plants. 9 (11), 1481(2020).
  22. Ho, W. W. H., et al. Integrative multi-omics analyses of barley rootzones under salinity stress reveal two distinctive salt tolerance mechanisms. Plant Communications. 1 (3), 100031(2020).
  23. Arsovski, A. A., et al. BrphyB is critical for rapid recovery to darkness in mature Brassica rapa leaves. bioRxiv. , (2020).
  24. Doll, Y., Koga, H., Tsukaya, H. The diversity of stomatal development regulation in Callitriche is related to the intrageneric diversity in lifestyles. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (14), (2021).
  25. Eliyahu, A., et al. Vegetative propagation of elite Eucalyptus clones as food source for honeybees (Apis mellifera); adventitious roots versus callus formation. Israel Journal of Plant Sciences. 67 (1-2), 83-97 (2020).
  26. Kelliher, T., et al. MATRILINEAL, a sperm-specific phospholipase, triggers maize haploid induction. Nature. 542, 105-109 (2017).
  27. Aki, S. S., et al. Cytokinin signaling is essential for organ formation in Marchantia polymorpha. Plant and Cell Physiology. 60 (8), 1842-1854 (2019).
  28. Kinoshita, A., Koga, H., Tsukaya, H. Expression profiles of ANGUSTIFOLIA3 and SHOOT MERISTEMLESS, key genes for meristematic activity in a one-leaf plant Monophyllaea glabra, revealed by whole-mount in situ hybridization. Frontiers in Plant Science. 11, 1-11 (2020).
  29. Okazawa, A., et al. Localization of planteose hydrolysis during seed germination of Orobanche minor. bioRxiv. , 448768(2021).
  30. Chen, M., et al. VAPYRIN attenuates defence by repressing PR gene induction and localized lignin accumulation during arbuscular mycorrhizal symbiosis of Petunia hybrida. New Phytologist. 229 (6), 3481-3496 (2021).
  31. Chu, T. T. H., et al. Sub-cellular markers highlight intracellular dynamics of membrane proteins in response to abiotic treatments in rice. Rice. 11, 23(2018).
  32. Alaguero-Cordovilla, A., et al. An auxin-mediated regulatory framework for wound-induced adventitious root formation in tomato shoot explants. Plant, Cell & Environment. 44 (5), 1642-1662 (2021).
  33. Okuda, A., Matsusaki, M., Masuda, T., Urade, R. Identification and characterization of GmPDIL7, a soybean ER membrane-bound protein disulfide isomerase family protein. The FEBS Journal. 284 (3), 414-428 (2017).
  34. Kim, D. -R., et al. A mutualistic interaction between Streptomyces bacteria, strawberry plants and pollinating bees. Nature Communications. 10 (1), 4802(2019).
  35. Wu, J., Mock, H. -P., Giehl, R. F. H., Pitann, B., Mühling, K. H. Silicon decreases cadmium concentrations by modulating root endodermal suberin development in wheat plants. Journal of Hazardous Materials. 364, 581-590 (2019).
  36. Isoda, M., Oyama, T. Use of a duckweed species, Wolffiella hyalina, for whole-plant observation of physiological behavior at the single-cell level. Plant Biotechnology. 35 (4), 387-391 (2018).
  37. Ben-Targem, M., Ripper, D., Bayer, M., Ragni, L. Auxin and gibberellin signaling cross-talk promotes hypocotyl xylem expansion and cambium homeostasis. Journal of Experimental Botany. 72 (10), 3647-3660 (2021).
  38. Shwartz, I., et al. The VIL gene CRAWLING ELEPHANT controls maturation and differentiation in tomato via polycomb silencing. bioRxiv. , (2021).
  39. Levin, K. A., Tucker, M. R., Strock, C. F., Lynch, J. P., Mather, D. E. Three-dimensional imaging reveals that positions of cyst nematode feeding sites relative to xylem vessels differ between susceptible and resistant wheat. Plant Cell Reports. 40 (2), 393-403 (2021).
  40. Nouri, E., et al. Phosphate suppression of arbuscular mycorrhizal symbiosis involves gibberellic acid signaling. Plant and Cell Physiology. 62 (6), 959-970 (2021).
  41. Evangelisti, E., et al. Artificial intelligence enables the identification and quantification of arbuscular mycorrhizal fungi in plant roots. bioRxiv. , 434067(2021).

재인쇄 및 허가

태그

ClearSee
형광 이미징을 위한 식물 조직의 광학 클리어링
문의하기
도서관에 추천하기

개인정보 처리방침

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.