Method Article

실시간 이미징 of Acrosomal Calcium Dynamics and Exocytosis in Live Mouse Sperm

DOI:

10.3791/65962

⸱

October 13th, 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Baker Institute for Animal Health, College of Veterinary Medicine, Cornell University, 2Department of Public and Ecosystem Health, College of Veterinary Medicine, Cornell University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

여기에 설명된 AcroSensE 마우스 모델 및 살아있는 세포 이미징 방법은 정자 아크로솜의 세포 내 구획에서 칼슘 역학을 연구하고 막 융합 및 아크로솜 엑소사이토시스로 이어지는 중간 단계를 조절하는 방법을 연구하는 새로운 접근 방식을 제공합니다.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

정자의 단일 외세포 소포가 원형질막과 융합하는 Acrosome exocytosis(AE)는 수정에 필수적인 복잡한 칼슘 의존적 과정입니다. 그러나 칼슘 신호전달이 AE를 조절하는 방법에 대한 우리의 이해는 아직 불완전합니다. 특히, 아크로솜 내 칼슘 역학과 AE로 이어지는 중간 단계 사이의 상호 작용은 잘 정의되어 있지 않습니다. 여기에서는 아크로솜 칼슘 역학에 대한 공간적, 시간적 통찰력과 막 융합 및 아크로솜 소포의 후속 엑소사이토시스와의 관계를 설명합니다. 이 방법은 엑소사이토시스(Exocytosis)를 위한 아크로솜 표적 센서(AcroSensE)를 발현하는 새로운 형질전환 마우스를 활용합니다. 이 센서는 mCherry와 융합된 유전자 인코딩 칼슘 표지자(GCaMP)를 결합합니다. 이 융합 단백질은 아크로솜 칼슘 역학과 막 융합 현상을 동시에 관찰할 수 있도록 특별히 설계되었습니다. 살아있는 AcroSensE 정자에서 아크로솜 칼슘 역학 및 AE의 실시간 모니터링은 높은 프레임 속도 이미징과 단일 정자를 표적으로 할 수 있는 자극제 전달 시스템의 조합을 사용하여 달성됩니다. 이 프로토콜은 또한 원시 데이터를 정량화하고 분석하는 기본 방법의 몇 가지 예를 제공합니다. AcroSensE 모델은 유전적으로 암호화되어 있기 때문에 다른 마우스 유전자 모델과의 교배 또는 유전자 편집(CRISPR) 기반 방법과 같이 쉽게 사용할 수 있는 유전 도구를 사용하여 과학적 중요성을 높일 수 있습니다. 이 전략을 통해 정자 용량 및 수정에서 추가 신호 전달 경로의 역할을 해결할 수 있습니다. 요약하면, 여기에 설명된 방법은 특정 세포 내 구획(정자 아크로솜)의 칼슘 역학을 연구하고 이러한 역학이 막 융합 및 아크로솜 엑소사이토시스로 이어지는 중간 단계를 조절하는 방법을 연구하는 편리하고 효과적인 도구를 제공합니다.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

정자는 용량화(capacitation)1라고 불리는 과정을 통해 수정될 수 있는 능력을 획득한다. 이 과정의 한 가지 종점은 정자가 AE를 받을 수 있는 능력을 획득한다는 것입니다. 20년 이상의 데이터는 포유류 정자에서 AE의 복잡한 다단계 모델의 존재를 뒷받침합니다(2,3으로 요약됨). 그러나, 살아있는 정자에서 AE를 연구하는 것은 어려운 일이며, 적절한 분해능으로 이 과정을 모니터링하기 위해 현재 이용 가능한 방법은 번거롭고 여러준비 단계를 필요로 하며4, AE의 마지막 단계의 검출(예: PNA5 사용)로 제한되며, 세포질 칼슘의 변화 측정으로 제한되며(아크로솜 칼슘 역학과 대조적으로), 또는 세포질 칼슘 역학 또는 AE6의 측정으로 제한됩니다.

생리학적 조건에서 실시간 AE 연구의 주요 한계 중 일부를 극복하고 칼슘 역학과 AE 간의 상호 작용을 조사할 수 있도록 고유한 마우스 모델이 생성되었습니다. 이 마우스 모델에서는 유전적으로 인코딩된 Ca2+-센서(GCaMP3)와 mCherry로 구성된 융합 단백질이 발현되고 아크로신 프로모터 및 신호 펩타이드2를 사용하여 아크로솜을 표적화합니다. 표적 이중 GCaMP3-mCherry 센서는 현미경 및 단세포 자극제 전달 시스템을 사용하여 생리학적 조건에서 살아있는 정자의 칼슘 농도와 아크로솜 함량 상태를 동시에 실시간으로 측정할 수 있습니다(그림 1). 아크로솜 매트릭스의 구성 요소인 막 융합 및 AE는 이 단백질이 아크로솜 소포에서 확산됨에 따라 정자에서 광안정성 및 pH에 민감하지 않은 mCherry 형광의 손실을 초래합니다. 이와 관련하여, AE의 타이밍 및 발생을 반영하는 모델의 능력은 아크로솜-표적 GFP 마우스 라인(7,8,9)의 이점과 유사하다.

이 형질전환 마우스 라인에 사용된 GCaMP3 변이체는 약 400μM의 KD와 10-4-10-3M10의 Ca2+에 대한 동적 범위를 가지며 이 소포에 적합합니다. 우리는 GCaMP3의 이러한 특징의 조합이 원형질막과 외부 아크로솜막(OAM) 사이의 융합 공극 형성을 나타낼 수 있음을 보여주었습니다2. 융합 기공 검출은 공극 크기가 너무 작아서 AcroSensE 단백질이 아크로솜 내강 내강으로 Ca2+ 이온을 유입할 수 있는 막 "채널"을 제공하여 GCaMP3의 형광 강도를 증가시키는 동시에 AcroSensE 단백질이 아크로솜 밖으로 분산될 수 없기 때문입니다.

밝고 단량체이며 칼슘에 민감하지 않은 형광 단백질 mCherry는 GCaMP3 신호가 희미할 때(예: Ca2+ 결합 전, 그림 2) 아크로솜의 시각화를 지원하며, 중요한 것은 이미징에 적합한 아크로솜 온전한 정자 세포를 식별할 수 있다는 것입니다.

다음 프로토콜은 고유한 AcroSensE 마우스 모델의 활용과 높은 공간 및 시간 분해능으로 AE 및 정자 칼슘 역학을 연구하기 위해 실험적으로 사용되는 현미경 검사 방법을 설명합니다.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

모든 동물 시술은 가이드라인에 따라 수행되었으며 코넬 대학교의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(#2002-0095)의 승인을 받았습니다. 본 연구에는 8-10주령의 AcroSensE 마우스2 를 사용하였다. AcroSensE 마우스의 가용성에 대한 정보 요청은 교신 저자에게 제출할 수 있습니다.

1. 정자 채취 및 세척

  1. AcroSensE 마우스에서 cauda 부고환 정자를 수집합니다(이 절차에 대한 자세한 내용은11에 제공됨). 37°C에서 0.5mL의 Modified Whitten's 배지(MW)가 들어 있는 3.5cm 조직 배양 접시에서 15분 동안 스윔아웃 절차를 적용합니다. MW의 증발을 줄이기 위해 접시를 덮어야 하며, 배지가 cauda 부고환을 덮을 수 있는 충분한 깊이를 갖도록 기울여야 합니다.
    참고: Modified Whitten의 배지(MW)에는 22mM HEPES, 1.2mM MgCl2, 100mM NaCl, 4.7mM KCl, 1mM 피루브산, 4.8mM 젖산 hemi-Ca2+ 염, pH 7.35가 포함됩니다. 포도당(5.5mM),NaHCO3 (10mM) 및 2-하이드록시프로필--사이클로덱스트린(CD, 3mM)은 용량성 유도를 위해 필요에 따라 보충되며( 재료 표 참조) 특정 실험을 위해 농도를 수정할 수 있습니다. 또한, CD 대신에 대체 스테롤 수용체(예를 들어, 소 혈청 알부민 또는 고밀도 지단백질)를 사용할 수 있다.
  2. 미세한 집게를 사용하여 수영 수집 접시에서 부고환 조직을 제거합니다. 정자가 포함된 배지를 15mL 원뿔형 튜브에 옮기고 실온의 스윙 버킷 로터에서 1분 동안 100 x g 의 현탁액을 원심분리합니다. 플라스틱 피펫을 사용하여 이 단계에서 펠릿이 된 총 조직 파편에서 정자가 포함된 MW 상청액을 제거합니다.
  3. 37°C에서 MW를 첨가하여 정자를 포함하는 MW 상청액을 총 부피 3mL로 만듭니다. 바닥이 둥근 튜브에서 400 x g 에서 8분 동안(실온에서) 원심분리합니다. 느슨하게 펠릿 정자에서 MW의 상청액을 천천히 제거합니다.
  4. 생존 가능하다면 정자는 "푹신푹신한" 모양의 알갱이로 나타나야 합니다. 대구경 이송 피펫을 사용한 분쇄 또는 튜브의 부드러운 수동 탭("손가락 튕기기")을 통해 정자를 부드럽게 재현탁시킵니다. 균등하게 다시 부유되면 새 둥근 바닥 튜브로 옮깁니다. 10-20 μL의 정자 현탁액을 사용하여 운동성을 계산하고 평가합니다. 사용하기 위해 MW에서 정자를 희석하십시오.
    참고: 마우스 정자 용량과 관련된 대부분의 실험에서는 5-1,000만 정자/mL MW의 최종 농도가 사용됩니다. 여기에 설명된 이미징 프로토콜은 정자의 용량화를 필요로 하지 않지만, 정자가 생리학적으로 관련된 아크로솜 엑소사이토시스(acrosome exocytosis)를 겪을 수 있는 능력을 획득하는 것이 필요하다. 정자를 용량화하지 않고 칼슘 이온단과 같은 시약을 통해 유도된 병리학적 엑소사이토시스 또는 엑소사이토시스를 연구할 수 있습니다. 또한 다양한 자극에 대한 반응으로 비용량 세포에서 아크로솜 칼슘의 잠재적인 변화를 탐구할 수 있습니다.
  5. 채취 후 3-5시간 이내에 정자를 사용하여 실험 시험 기간 동안 시간을 최대한 짧게 유지하고 일관성을 유지하십시오.
  6. MW 배지를 사용하여 37°C에서 수집 및 세척의 모든 단계를 수행하고 멤브레인 손상을 최소화하는 방법을 사용합니다. 여기에는 대구경 플라스틱 이송 피펫 또는 대형 오리피스 피펫 팁의 사용이 포함되며, 이는 절차의 모든 단계에서 사용하는 것이 좋습니다.

2. 화상 진찰을 위한 coverslip 접시의 많은 D lysine 코팅

알림: 폴리-D-라이신(PDL) 접시는 각 실험 전에 신선하게 준비해야 합니다.

  1. 커버슬립 접시 중앙에 0.5μL의 PDL 방울(0.5mg/mL, 재료 표 참조)을 분주합니다.
  2. 10μL 눈금 팁을 사용하여 커버슬립( 그림 1B 참조)에 PDL 방울을 도포합니다.
  3. 37°C에서 10분 동안 건조시킵니다. PDL 코팅 접시를 덮고 사용할 때까지 37°C에서 보관하십시오.

3. 모세관 당기기, 내뿜기를 위한 적재

  1. 열: 2mm, ID, 1.56mm, 재료 표 참조)를 열: 330, 당기기: 250, 속도: 250, 시간: 70 설정을 사용하여 당깁니다. 이 단계는 사용 중인 특정 풀러에 맞게 최적화되어야 합니다.
  2. 각 실험 전에 자극제 농도의 3-5배를 포함하는 자극 용액을 단일 모세관에 로드합니다(퍼핑 시 용액의 빠른 확산을 설명하기 위해). 채우기 전에 미세한 핀셋을 사용하여 끝에서 약 1-2mm 떨어진 모세관 끝을 부러뜨립니다. 이것은 ∼5 μm의 개구부 직경을 생성해야 합니다. 열 연마가 필요하지 않습니다.
  3. 얇은 플라스틱 전사 피펫을 사용하여 길이의 3/4이 찰 때까지 자극 용액을 모세관에 천천히 주입합니다.
  4. 모세관을 부드럽게 튕겨 채우는 동안 형성된 기포를 제거합니다.
  5. 미세 조작기에 채워진 모세관을 장착합니다( 재료 표 참조).

4. 퍼핑을 위한 자극 전달 준비

알림: 사용자 부상의 위험을 최소화하려면 퍼핑 절차 작동 중에 보안경을 착용해야 합니다.

  1. 5psi에서 10초 펄스를 제공하도록 단일 셀 전달 시스템 설정을 지정합니다.
  2. 붕규산 모세관을 single-cell delivery system 피펫 홀더에 연결합니다. 씰이 단단히 조여졌는지 확인하십시오.
  3. 모세관 팁을 관찰하는 동안 2psi에서 20초의 짧은 퍼프를 적용하여 용액이 팁 끝을 통해 실제로 분배되도록 합니다(팁 끝에 작은 방울이 분명해야 함).

5. 현미경 검사 및 이미지 획득

알림: 여러 브랜드의 현미경을 사용할 수 있으며 사용할 수 있습니다. 그러나 최소 프레임 속도는 3프레임/초가 바람직합니다. 온도 및 환경 제어와 관련하여 접시에 있는 매체의 실제 온도를 확인해야 합니다.ample, 비접촉식 적외선 온도계를 사용합니다.

  1. 80μL의 희석된 정자를 폴리-D-라이신으로 코팅된 35mm 커버슬립 접시의 중앙에 추가합니다. 마우스 정자 용량화와 관련된 대부분의 실험에는 5-1,000만 정자/mL의 최종 농도가 사용됩니다.
  2. 10mM CaCl2 가 보충 된 따뜻한 (37 ° C) MW 기본 배지 3mL를 정자에 천천히 첨가합니다.
    참고: 세포 과정을 늦추기 위해 실온에서 실험을 수행할 수 있지만, 용량 수용은 지질 교환과 미시 및 거시 영역의 유동성에 의해 매개되기 때문에 생리학적으로 관련된 정전 용량 및 아크로솜 엑소사이토시스는 온도에 따라 달라지는 과정이라는 점을 명심해야 합니다.
  3. 현미경에 정자가 있는 접시를 장착합니다(37°C로 예열).
  4. 488nm 레이저 라인을 사용하여 GCaMP3를 자극하고 505-550nm 대역통과(BP) 필터로 볼 수 있습니다. 555nm 레이저 라인을 사용하여 mCherry를 자극하고 575-615nm BP 필터로 봅니다.
  5. 마이크로 매니퓰레이터(매니퓰레이터를 현미경이 설치된 에어 테이블에 부착하는 것이 좋습니다.)를 사용하여 모세관 끝을 측면으로 약 100μm, 관심 세포의 평면에서 5-10μm 위에 위치시킵니다.
    참고: 자극 용액은 모세관과 세포 사이의 부피에서 발생하는 빠른 확산을 보상하기 위해 정상 농도의 3-5배로 만들어집니다.
  6. 현미경에서 이미징 시퀀스를 시작합니다.
  7. 높은 프레임 속도, 바람직하게는 >10 frames/s로 정자 세포를 이미지화합니다. 여기서는 33ms/프레임으로 이미징을 가능하게 하는 공진 스캐너가 사용되었습니다.
  8. 현미경에서 이미지 획득을 시작한 지 10초 후에 단세포 전달 시스템을 활성화하여 10초 동안 각성제를 퍼프합니다.
  9. 10-15분 동안 이미지 셀.
  10. single-cell delivery system을 사용하여 그림 1B에 제공된 위치에 따라 단일 접시에서 여러 세포를 이미지화합니다.
    알림: 현미경으로 치료되지 않은/자극되지 않은 정자는 녹색 신호의 강도가 낮고 대부분 빨간색으로 나타나야 합니다. 정자 머리는 커버슬립에 부착해야 하며, 살아있는 정자는 움직이는 꼬리로 식별할 수 있습니다. AE를 거친 정자에서 GCaMP3 녹색 신호는 처음에 증가하고, 그림 2와 같이 AE가 완료되면 mCherry 적색 신호와 GCaMP3 녹색 신호가 모두 사라집니다. mCherry 형광의 감소는 Ca2+ 농도의 변화가 GCaMP3 형광 강도의 지속적인 변화를 유발하기 때문에 AE가 시작되는 시간에 대한 보다 구체적인 지표를 제공합니다.

6. 이미지 및 데이터 분석

참고: 오프라인 이미지 분석은 ImageJ를 사용하여 수행됩니다( 재료 표 참조). 이전에는 AE로 이어지는 과정에서 아크로솜 칼슘 상승(ACR) 및 전체 막 융합을 포함한 몇 가지 중간 단계가 보고되었습니다. 후자는 mCherry 형광의 손실로 이어지므로 전체 AE를 나타냅니다. 일부 세포에서는 엑소사이토시스(exocytosis) 연구에서 전류 측정 접근법을 사용할 때 PSF(pre-spike foot events)와 유사한 신호가 관찰됩니다(자세한 내용은2 참조). ACR, AE 및 중간 단계를 정량화하기 위해 AcroSensE 원시 데이터를 분석하기 위해 몇 가지 선택적 방법을 사용할 수 있습니다. 다음은 몇 가지 기본 분석 방법에 대한 설명입니다.

  1. 특정 현미경 시스템 파일 확장자에 따라 분할 채널 도구(Image > Colors > Split Channels)를 사용하여 GCaMP3 및 mCherry 채널에 대한 개별 창을 생성합니다.
  2. "창 동기화" 도구(Analyze > Tools > Synchronize Windows)를 사용하여 개별 창을 동기화합니다.
  3. 적색 채널에서 정자 머리 주변의 관심 영역(ROI)을 선택하여 아크로솜 영역을 포함합니다(그림 3A,B). 동기화 도구를 사용하면 정자가 여전히 너무 어두워서 보이지 않는 녹색 채널에 동일한 영역 선택을 자동으로 적용할 수 있습니다.
  4. "Z Profiler" 플러그인(Plugins > Stacks > Z Profiler) 또는 "Time Series Analyzer"(Plugins > Stacks > Time Series Analyzer)를 선택하여 두 채널 각각에 대한 프레임/시간의 함수로 형광 강도의 변화를 플로팅합니다.
  5. 플로팅 및 추가 분석을 위해 데이터를 스프레드시트 소프트웨어(예: Microsoft Excel)에 복사합니다.
    참고: 데이터가 스프레드시트에 복사되면 그림 4와 같이 다음을 포함하여 분석을 위해 여러 매개변수를 추출할 수 있습니다.
    1. Fusion Pore(FP) 시작 시간: 0 시점부터 GCaMP3 신호가 상승하기 시작하는 시점까지의 시간을 측정합니다. 이 매개변수는 자극과 정자 ACR 반응 사이의 지연을 나타냅니다.
    2. AE 시작 시간: 0번 시점부터 mCherry 신호가 감쇠하기 시작하는 시점까지의 시간을 측정합니다. 이 매개변수는 자극과 정자 AE 반응 사이의 지연을 나타냅니다. 이 매개변수는 FP 형성과 AE 응답 사이의 지연을 계산하는 데에도 사용할 수 있습니다.
    3. 피크 FP 진폭: GCaMP3 신호 상승의 베이스에서 피크까지의 형광 신호를 측정합니다. 이 매개 변수는 ACR 응답의 총 증가를 나타냅니다.
    4. mCherry 손실률: mCherry 신호 손실 섹션에 대한 선형 또는 지수 피팅으로 이 매개변수를 결정합니다( 그림 4B의 "기울기"로 표시됨).
      알림: 또는 다양한 시점에서 잔차(R) 신호 방법으로 감쇠율을 결정합니다(예: R60: mCherry 신호의 기준선에서 60%의 잔류 신호까지의 지속 시간(초)). 이 파라미터는 아크로솜 함량이 AE에 분산되는 속도를 정량화하는 데 사용할 수 있습니다.
    5. mCherry 손실에 대한 신호 감소: 기준선 mCherry 형광 강도와 AE 이후의 신호 간의 진폭 차이를 결정합니다. 이 매개변수는 AE에 분산된 아크로솜 함량의 총량을 나타냅니다.
    6. 적색 채널과 녹색 채널 모두에 대한 형광(F)의 변화를 원시 데이터로 플로팅하거나, 초기 형광(F0)으로 정규화하고 ΔF/F0으로 표현할 수 있습니다. 후자는 단일 플롯에서 빨간색과 녹색의 변화를 더 잘 시각화합니다(예: 그림 3D 및 그림 3H 참조).
      참고: 마지막으로, 서로 다른 조건 간에 서로 다른 측정된 매개변수를 비교하여 아크로솜 칼슘 농도와 AE의 변화 사이의 관계를 결정할 수 있습니다. 다양한 실험 조건 비교의 예는 참조2를 참조하십시오.

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Results

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그림 2 는 정자의 성공적인 자극 후 예상되는 형광 변화의 시퀀스를 보여주는 단순화된 그림을 제공합니다. 그림 2 의 상단 패널은 GCaMP3 형광 강도의 변화를 보여주는데, 이 경우 신호는 초기에 희미하고(기준선 아크로솜 칼슘 농도는 GCaMP3 KD보다 낮음) 융합 기공을 통해 칼슘 이온이 유입되면 형광의 밝기가 증가합니다. 마지막으로, AE에서는 확산으로 인한 신호 손실과 세포외 공간으로의 센서 손실이 있습니다. 그림 2 의 하단 패널은 mCherry 형광 강도의 변화를 보여주는데, 초기 신호는 밝고 AE와 센서의 확산 시에만 아크로솜 매트릭스의 다른 내용물과 함께 적색 신호가 어두워집니다.

그림 3 은 125μM의 강글리오시드 GM1(GM1이 정...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

여기에서는 아크로솜 칼슘 역학과 AE로 이어지는 중간 단계 간의 상호 작용에 대한 실시간 단일 세포 모니터링 및 분석을 위해 새로 생성된 AcroSensE 마우스 모델을 활용하기 위한 현미경 기반 방법을 설명합니다. 다른 마우스 유전자 모델과의 교배 또는 유전자 편집과 같이 쉽게 사용할 수 있는 유전적 접근법과 함께 이 모델 및 방법은 용량, AE 및 수정과 관련된 정자 신호 경로에 참여하는 다양한 구성 요소 및 경로의 역할을 연구할 수 있는 강력한 시스템을 제공합니다.

중요 단계
모든 정자 처리 단계에서 대구경 플라스틱 이송 피펫 또는 대형 오리피스 피펫 팁을 사용하고 37°C에서 채취 및 세척의 모든 단계를 수행하여 막 손상을 최소화하는 것이 중요합니다. 유사하게, 스윙 버켓 로터는 마이크로 원심분리기 튜브의 측벽과 상호작용하는 셀로 인한 멤브레인 손상을 피하기 위해 고정각 로터보다 바람직하다. Z-위치 드리프트 보정을 사용할 수 있는 경우...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 연구와 관련하여 보고할 이해 상충이 있는 저자는 없습니다.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 연구는 미국 국립보건원(National Institutes of Health) 보조금 R01-HD093827 및 R03-HD090304(A.J.T)의 지원을 받았습니다.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
100x 오일 목표 올림푸스 일본UPlanApo,2
-하이드록시프로필-b-사이클로덱스트린 SigmaC0926
35mm 커버슬립 접시, 1.5 두께MatTek Corp. P35G-1.5-20-C 
5 mL 둥근 바닥 튜브Falcon352054
Borosilicate glass capilarriesSutter Instrument Co. CA USAB200-156-10
CaCl2SigmaC4901
컨포칼 현미경Olympus JapanOlympus FluoView 
포도당 SigmaG7528
눈금 팁 TipOne, 미국 과학
HEPES시그마H7006
이미지J 미국 국립보건
https://imagej.nih.gov/ij/plugins/index.html KClSigmaP9541
젖산SigmaG5889
생세포 현미경 인큐베이션 시스템 TOKAI HIT 일본 시즈오카모델 STX
MgCl2SigmaM8266
마이크로피펫 풀러 Sutter Instrument Co. CA USA모델 P-97
NaClSigmaS3014
NaHCO3SigmaS6297
플라스틱 전송 피펫 피셔브랜드 13-711-6M
폴리-D-라이신 SigmaP7280
피루브산Sigma107360
단일 세포 전달 시스템Parker, Hauppauge, NYPicospritzer III
원

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Austin, C. R. Observations on the penetration of the sperm in the mammalian egg. Aust J Sci Res B. 4 (4), 581-596 (1951).
  2. Cohen, R., et al. A genetically targeted sensor reveals spatial and temporal dynamics of acrosomal calcium and sperm acrosome exocytosis. J Biol Chem. 298 (5), 101868(2022).
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  4. Harper, C. V., Cummerson, J. A., White, M. R., Publicover, S. J., Johnson, P. M. Dynamic resolution of acrosomal exocytosis in human sperm. J Cell Sci. 121, 2130-2135 (2008).
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