Method Article

마우스 췌장 내피 세포의 분리

DOI:

10.3791/66690

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June 21st, 2024

 ,  ,  ,  , 
1Irell and Manella Graduate School, City of Hope, 2Department of Diabetes Complications and Metabolism, City of Hope

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 프로토콜은 전체 췌장에서 마우스 내피 세포를 분리하는 방법을 설명합니다.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

췌장은 신체 내에서 신진대사 균형을 유지하는 데 중요한 기관이며, 부분적으로는 인슐린과 글루카곤과 같은 대사 호르몬과 소화 효소의 생성으로 인해 발생합니다. 췌장은 또한 고도로 혈관화된 기관으로, 췌장 모세혈관의 복잡한 네트워크에 의해 촉진되는 특징입니다. 이 광범위한 모세혈관 네트워크는 췌장 발달 및 기능에 중요한 고도로 창공된 내피 세포(EC)로 구성됩니다. 따라서 EC의 기능 장애는 당뇨병 및 암과 같은 질병에서 췌장의 기능 장애에 기여할 수 있습니다. 따라서 췌장 ECs(pECs)의 기능을 연구하는 것은 췌장 생물학을 이해하는 것뿐만 아니라 그 병리학을 개발하는 데에도 중요합니다. 마우스 모델은 대사 및 심혈관 질환을 연구하는 데 유용한 도구입니다. 그러나 EC의 개체수가 상대적으로 적고 acinar 조직에서 잠재적으로 방출될 수 있는 풍부한 소화 효소로 인해 세포 손상으로 이어질 수 있으므로 마우스 pEC의 분리에 대해 설명되는 충분한 세부 정보가 포함된 확립된 프로토콜이 없습니다. 이러한 문제를 해결하기 위해 우리는 부드러운 물리적, 화학적 해리와 항체 매개 선택을 결합하여 마우스 pEC를 농축하고 회수하는 프로토콜을 고안했습니다. 여기에 제시된 프로토콜은 전체 마우스 췌장에서 온전하고 실행 가능한 EC를 추출하는 강력한 방법을 제공합니다. 이 프로토콜은 다중 다운스트림 분석에 적합하며 다양한 마우스 모델에 적용할 수 있습니다.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

신진대사 조절과 항상성의 핵심인 췌장은 고도로 혈관화된 기관입니다. 췌장은 내분비와 외분비 기능을 모두 가지고 있어 각각 혈당과 소화 효소의 조절을 조절합니다. 이 두 구획은 췌장 혈관의 광범위한 네트워크로 함께 연결되어 산소, 호르몬 및 효소의 교환 및 운반을 촉진합니다. 결정적으로, 이 조밀한 모세혈관 네트워크는 글루카곤 분비 알파(α) 세포, 인슐린 분비 베타(β) 세포 및 소마토스타틴 분비 델타(δ) 세포 1,2로 구성된 췌장 내 호르몬 조절 세포 클러스터인 랑게르한스 섬을 관통합니다. 이 섬은 췌장 질량의 1-2%에 불과하지만 총 혈류의 20%를 받으며3 이는 섬 혈관 구조의 중요성을 강조합니다. 췌장 모세혈관은 주로 벽화 주피세포(pericyte)로 둘러싸인 고도로 창호화된 내피 세포(EC)로 구성되어 있습니다. 이러한 모세관 EC는 섬의 발달, 성숙 및 (기능 장애)에 중요한 역할을 하며 다양한 내분비 세포 및 외분비 세포와 밀접한 누화를 형성합니다4 (그림 1).

내피 기능 장애는 제1형 당뇨병과 제2형 당뇨병 모두에서 관찰되었으며, 이는 췌장 섬 기능 장애로 인해 발생하는 가장 흔한 질환입니다 5,6. 섬의 미세혈관 밀도와 형태는 모두 당뇨병에서 바뀔 수 있다7. 더욱이, 당뇨병으로도 나타날 수 있는 매우 공격적인 종양인 췌장암은 높은 미세혈관 밀도와 낮은 관류를 특징으로 한다8. 정상 췌장 조직과 질병이 있는 췌장 조직 모두에서 EC의 중추적인 구조적 및 기능적 역할을 감안할 때, 건강이나 질병을 유발하는 메커니즘을 밝히기 위해 발달, 생리학 및 병리학 분야에서 pEC를 연구할 필요가 있습니다.

서로 다른 쥐(예: 뇌 9,10, 폐11, 심장12, 간13, 골격근14, 지방 조직(15)와 인간(예: 뇌16, 내장 지방 조직17,18, 말초 신경19, 폐20,21,22 및 장간막 동맥23)에서 EC를 분리하기 위한 수많은 프로토콜이 개발되었습니다) 조직. 이러한 프로토콜은 일반적으로 효소 분해(예: 콜라겐분해효소, 트립신 24, 디스파제24,25 및 리베라제26)의 사용과 항체 기반 농축 단계를 포함합니다. 더욱이, 이러한 프로토콜은 37°C에서 격렬한 교반과 함께 고농도의 효소에서 장시간 소화에 의존하는 경향이 있습니다(표 1). 췌장에는 과다한 내인성 소화 효소가 있다는 것을 포함한 췌장의 독특한 특성으로 인해 이러한 기존 프로토콜은 pEC를 분리하는 데 직접 적용할 수 없습니다. 첫째, 췌장의 세포외 기질(ECM) 구성이 다른 조직과 다릅니다. 콜라겐 분해 효소는 EC 분리에 일반적으로 사용되지만, 서로 다른 조직 특이적 해리 기능을 가진 여러 하위 유형이 있으므로 최적화가 필요합니다. 둘째, pEC 분리에 중요한 것은 췌장 내인성 효소의 방출 및 활성화가 분리 과정을 크게 방해할 수 있다는 것입니다. 이를 위해 외분비 아시나르 세포(zymogens, protease, RNase27의 주요 공급원)의 파열을 최소화하기 위해 주의를 기울여야 하는데, 이는 추가적인 세포 손상을 유발하고 세포 생존율을 낮추고 전반적인 회복율에 영향을 미칠 수 있다 27,28,29.

이러한 문제를 해결하기 위해 기존 EC 분리 프로토콜의 방법을 채택하고 마우스 췌장에서 EC 분리에 적합한 새로운 프로토콜을 수립했습니다. 구체적으로, 여기에서는 콜라겐분해효소 유형 I(일반적으로 폐 EC 분리를 위해 구현됨), 낮은 소화 온도 및 교반 없음(췌장 효소 유발 물질의 활성화를 방지하기 위해) 및 DNase30,31,32 보충(DNA 유도 세포사멸 방지 및 세포 생존력 개선을 위해) 및 CD31에 대한 항체를 사용하는 워크플로우(그림 2)를 설명합니다33 (PECAM1, pan-EC 마커). 설명된 프로토콜은 유전자 발현 프로파일링 및 단백질 분석에 사용할 수 있는 마우스 췌장에서 분리된 EC 집단을 생성합니다.

Protocol

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조직 분리는 City of Hope(미국 캘리포니아주 두아르테)에 있는 Beckman Research Institute의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee)에서 승인한 연구 프로토콜 #17010에 따라 수행되었습니다. 여기서는 Tie-2CreERT2를 사용합니다. 생후 8-12주령에 C57BL/6 배경의 Rosa26-TdTomato 마우스 라인. 이 라인에서, EC는 앞서 설명한 바와 같이 타목시펜으로 유도될 때 TdTomato로 표지됩니다34. 그러나 이 프로토콜은 유전자형과 유전적 배경이 다른 모든 연령대의 성인 마우스에 적용할 수 있습니다.

1. 조직 채취 (예상 시간 : 1-2 시간)

참고: 예상 시간은 동물당 15분이며, 해리 샘플당 최대 3마리의 동물을 모으는 것이 좋습니다.

  1. 이산화탄소(CO2) 과다 투여로 동물을 안락사시킨 후 2차 사망 확인. 해부 전에 전신에 70% 에탄올(EtOH)을 분사하여 수술 부위를 완전히 소독합니다.
  2. 핀을 사용하여 팔다리를 쭉 뻗고 고정합니다. 수술용 가위를 사용하여 하복부에서 시작하여 흉부 부위까지 피부와 복막을 통해 작은 정중선을 절개합니다.
  3. 횡격막을 절단하여 흉곽을 노출시키고 흉곽을 들어 올려 심장을 노출시킵니다.
  4. 얼음처럼 차가운 멸균 PBS가 들어있는 주사기에 연결된 바늘(25G-30G)을 심장의 좌심실에 삽입합니다.
  5. 5 - 10 mL/분의 속도로 심장을 통해 PBS를 주입하여 관류를 시작합니다. 10mL 주입 후 또는 간과 신장이 변색될 때까지 중단하십시오.
  6. 관류 후 췌장(위 아래 십이지장에 부착됨)35 (그림 3A)을 찾아 해부 가위와 집게를 사용하여 조심스럽게 제거합니다.
  7. 분리가 완료되면 췌장을 얼음처럼 차가운 PBS 10mL + 0.2mg/mL 트립신 억제제가 들어 있는 50mL 튜브로 옮기고 얼음에 보관합니다(그림 3B).
    참고: 이 단계에서 최대 3마리 마우스의 췌장을 모아 1개의 튜브로 옮길 수 있습니다. 샘플은 최대 2시간 동안 얼음 위에 보관할 수 있습니다.

2. 콜라겐 분해 효소 준비 (예상 시간 : 15-30 분)

  1. 아래 설명된 대로 솔루션과 버퍼를 준비합니다.
    1. 해리 용액: 콜라겐분해효소 I형을 50mL 튜브에 추가하여 Dulbecco의 인산염 완충 식염수(DPBS 1x(Ca2+, Mg2+, 재료 표 참조) 및 0.001 U/mL DNase I + 0.2 mg/mL 트립신 억제제에서 최종 농도 1mg/mL까지 추가합니다.
    2. 해리 중지 용액: 인산염 완충 식염수(PBS 1x, Ca2+ 없음, Mg2+, 이 프로토콜의 나머지 모든 PBS에 대해 동일, 재료 표 참조), 5% 소 혈청 알부민(BSA), 0.001 U/mL DNase I 또는 DMEM + 10% FBS + 0.001 MU/mL DNase I를 추가합니다.
    3. 세척 완충액: PBS 1x, 0.5% 소 혈청 알부민(BSA), 0.001 U/mL DNase I + 0.05 mg/mL 트립신 억제제를 추가합니다.
  2. 완충액을 완전히 용해하고 0.22μm 필터를 통해 여과합니다. 따로 보관하고 얼음 위에 보관하십시오.

3. 소화 (예상 시간 : 40 분-1 시간)

  1. 얼음처럼 차가운 PBS에서 췌장을 제거하고 얼음 위에 페트리 접시를 놓습니다. 수술용 가위와 핀셋으로 여분의 조직(예: 비장, 지방, 파편)을 조심스럽게 제거합니다(그림 3C).
    참고: 과도한 지질은 조직 소화를 방해할 수 있으므로 지방을 제거하는 것이 중요합니다.
  2. 트리밍된 마우스 췌장을 1mL의 해리 용액이 들어 있는 5mL 튜브로 옮깁니다.
  3. 튜브를 얼음 위에 올려놓고 해부 가위로 췌장 조직을 0.5mm 또는 1mm와 같은 미세한 피펫 조각으로 다집니다. 용해물을 50mL 튜브에 옮기고 얼음에 보관합니다.
  4. 처음에 췌장 조직을 다지는 데 사용되는 5mL 튜브에 췌장을 추가하고 콜라겐분해효소 1mL를 추가로 추가합니다. 여러 췌장 제제에 대해 필요에 따라 반복합니다.
  5. 5mL 튜브에 콜라겐분해효소 용액 2mL를 추가하여 잔여 췌장 조직을 제거하고 50mL 튜브로 옮깁니다. 총 콜라겐분해효소 부피는 췌장 3개의 경우 5mL, 단일 췌장의 경우 3mL여야 합니다.
  6. 모든 샘플이 기계적 해리를 거친 후 균질화된 조직 용해물이 포함된 50mL 튜브를 37°C 수조로 옮기고 10분 동안 배양합니다.
    참고: 이 과정에서 조직 혼합물을 세게 교반하거나 와류로 일으키지 마십시오. 이는 acinar 조직의 파열과 풍부한 내인성 효소 및 DNA의 방출을 유발할 수 있습니다.
  7. 수조에서 튜브를 제거하고 부드럽게 휘젓어 잘 섞은 다음 수조에 10분 더 그대로 둡니다(총 시간: 20분).
    알림: 과도한 소화를 방지하기 위해 30°C 수조에서 37분을 초과하지 마십시오.
  8. 얼음 위에 튜브를 놓고 균질화액이 중력에 의해 가라앉도록 합니다. 침전되면 70μm 필터를 통해 상층액을 옮기고 5mL의 해리 정지 용액을 추가합니다.
  9. 남은 펠릿에 해리 용액 1mL를 추가로 추가하고 18G 바늘로 분쇄합니다.
  10. 남은 균질액을 필터에 통과시키고 추가로 5mL의 해리 정지 용액으로 세척합니다.
  11. 스핀 셀 현탁액, 300 x g , 4°C에서 10분 동안. 흡인에 의해 상층액을 완전히 제거하고 세포 펠릿을 얼음 위에 보관하십시오.
  12. 세포 펠릿을 1mL의 세척 버퍼로 재현탁하고 1.5mL 마이크로 원심분리 튜브로 옮깁니다.
  13. 재현탁 세포 펠릿(10 μL)에서 작은 부분 표본을 취하여 트리판 블루와 1:1 비율로 혼합하여 세포 계수기를 사용하여 세포를 계수하고 생존율을 측정합니다.

4. 내피 세포(EC) 농축(예상 시간: 2-3시간)

  1. 계수된 1 x 107 개 세포마다 1μL의 항-CD31-비오틴 항체를 추가하고 회전체에서 4°C에서 30분 동안 배양합니다(췌장 3개당 약 5μL).
  2. 20 μL의 항비오틴 마이크로비드를 첨가하고 튜브 로테이터에서 4 °C에서 40분 동안 배양합니다.
  3. 컬럼 분리 홀더가 있는 마그네틱 스탠드를 설치하고 컬럼을 적용합니다. 3mL의 세척 버퍼와 평형 컬럼.
  4. 컬럼에 샘플을 추가하고 총 9mL의 세척 버퍼로 세척합니다.
    참고: 세포 농도가 높으면 별도의 튜브에 2mL의 세척 버퍼로 세포를 희석합니다. 한 번에 1mL의 샘플을 컬럼에 추가하여 컬럼이 막히는 것을 방지합니다.
  5. 컬럼 홀더에서 컬럼을 제거하고 15mL 튜브에 넣습니다. 컬럼에 5mL의 세척 버퍼를 추가합니다. 플런저를 사용하여 컬럼의 세포를 아래로 밀어 넣고 용리액(농축 EC 포함)을 수집합니다.
  6. 300 x g 에서 4°C에서 10분 동안 스핀다운 플로우 스루 및 용리/EC 분획. 3.13단계와 같이 세포를 세고 생존력을 측정합니다.
  7. 플로우 스루(flow-through) 및 EC 분획의 qPCR을 통해 EC 농축을 검증합니다. NK6 Homeobox 1 (Nkx6.1)을 내분비 세포에 대한 일반 마커로 사용하고 혈소판 및 내피 세포 접착 분자(Pecam1)를 EC33에 대한 마커로 사용합니다. 36B4 (Rplp0, 산성 리보솜 인단백질 p0)를 유전자 발현 정상화를 위한 내부 대조군으로 사용합니다.
    참고: 수집된 샘플은 이 단계에서 단백질 또는 RNA 분석에 사용할 수 있습니다.

5. pECs 배양

  1. M199 매체를 준비합니다. M199 배지를 최종 농도 20% 소 태아 혈청(FBS) 및 0.1% 페니실린-스트렙토마이신으로 보충합니다.
  2. 60mm 세포 배양 플레이트에 콜라겐 I형(0.1M 아세트산 중 1mg/mL)을 코팅하고 실온에서 30분 동안 그대로 둡니다.
  3. 콜라겐 유형 I을 제거하고 1X PBS로 플레이트를 두 번 헹굽니다. 준비된 M199 배지 2mL를 추가하고 세포 배양 플레이트를 표준 세포 배양 인큐베이터(5% CO2, 37°C)에 5분 동안 놓습니다.
  4. 세포가 분리되면 분리된 세포를 예열된 M199 세포 배양 플레이트에 추가합니다. 세포를 약 14일 동안 배양 상태로 유지하고 2-3일마다 배지를 교체하십시오.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 프로토콜에 따라, 3개의 마우스 췌장을 풀링할 때 약 2 x 106 개의 살아있는 세포를 얻을 수 있으며, 단일 마우스 췌장에서 750,000개의 세포를 얻을 수 있습니다. EC의 농축을 검증하기 위해 다음과 같은 분석을 수행했습니다: 1) 정량적 PCR: 플로우 스루(FT) 샘플(즉, non-CD31 항체 결합 분획)과 비교하여, EC 분획은 Pecam1 (CD31 인코딩) 및 Kdr (VEGFR2 인코딩) 수치가 현저히 높았고, 두 개의 EC 마커 유전자33 및 췌장 내분비 세포의 전사 인자인 NK6 homeobox 1 (Nkx6.1) 수치가 낮았습니다(그림 4A); 2) 웨스턴 블로팅(western blotting): 3가지 제제(pEC-1-3)의 EC가 풍부한 샘플은 예상 크기(~130kDa)에서 CD31의 강력한 신호를 보여주었습니다. 이에 비해 입력 샘플과 FT 샘플은 최소한의 CD31 신호를 보여주었습니다. 양성 대조군으로서, pEC 세포주인 MS1 세포의 용해물도 강한 CD31 신호를 보였습니다(그림 4B). 3) 트리판 블루 염색: 분리된 세포의 생존율이 약 50%임을 발견했습니다(그림 4C). 4) 발표된 프로토콜에 따른 유세포 분석15 : 살아있는 세포 집단에 대한 게이팅(Gating)을 통해 CD31+ 세포는 88%, TdTomato+ 세포는 76%임을 확인했습니다. 주목할 점은 대부분의 분리된 세포가 CD31과 TdTomato를 동시에 발현한다는 것입니다(그림 4E). 음성 대조군으로, 염색되지 않은 MS1 세포와 IgG로 배양된 MS1은 CD31로 표시된 살아있는 세포를 보여주지 않았습니다. 양성 대조군, 즉 CD31로 염색된 MS1 세포는 100%에 가까운 살아있는 CD31+ 세포를 보여주었습니다(그림 4F). 또한 분리된 세포를 배양하고, 발표된 프로토콜36에 따라 PECAM1의 면역형광 염색을 수행하고, 분리된 세포에서 두 마커의 강력한 신호를 보여 EC의 존재를 암시하는 TdTomato를 이미지화했습니다(그림 4G).

혈관 구조 연구 및 세포 상호작용 분석을 위한 섬 내 EC를 보여주는 췌장 다이어그램.
그림 1: 췌장과 췌장섬의 혈관형성에 대한 그림. 췌장 내피 세포(EC)와 섬 내 EC의 그림 묘사. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

단일 세포 췌장 준비 다이어그램; 원심분리, CD31-비오틴 표지, 플로우 스루 분석.
그림 2: 워크플로우 개요. 1) 췌장 해부, 2) 기계적 분해, 3) 효소 배양, 4) 원심분리, 5a) 상층액 제거 및 5b) 상층액 제거 및 5b) 6) 및 8) 펠릿 재구성 및 항체 결합, 9) 마이크로비즈 배양, 10) MACS 컬럼 농축, 11) 생존율을 위한 세포 계수, 12) 다운스트림 분석. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

생물학 연구에서 췌장 채취, 분리 및 트리밍 과정을 보여주는 조직 해부.
그림 3: 조직 처리 단계. (A) 복강, (B) 고립된 쥐 췌장, (C) 잘린 쥐 췌장의 이미지. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

유전자 발현, CD31 분석, DAPI, 세포 분류, 형광 및 유세포 분석 결과.
그림 4: 마우스 췌장에서 분리된 EC 분획의 검증. (A) FT 샘플의 qPCR 및 농축을 위해 CD31을 사용한 농축된 EC 분획. Pecam1 (CD31), Kdr (VEGFR2) 및 Nkx6.1 (췌장 β세포 특이 전사 인자) 33. * t 검정을 기반으로 한 FT와 비교하여 p <0.05를 나타냅니다. n = 각각 3 마리의 마우스로 구성된 3-4 개의 풀링 샘플. (B) CD31의 웨스턴 블로팅. pEC-1-3은 3개의 개별 풀링된 마우스 샘플에서 농축된 EC를 나타냅니다. 30mg의 세포 용해물을 각 레인에 로드한 후 Ponceau S 염색을 수행했습니다. (C) 생존율 분석을 위한 농축 pEC의 세포 계수 및 트리판 블루 염색. (D) 4', 6-디아미디노-2-페닐린돌(DAPI) 및 CD31 항체로 염색된 마우스 pEC에 대한 유세포 분석 게이팅 전략. (E) 염색되지 않은 MS1(왼쪽 상단), AlexaFluor-488 2차 항체로 염색된 MS1(IgG 대조군, 오른쪽 상단), CD31로 염색된 MS1(왼쪽 하단) 및 CD31로 염색된 분리된 마우스 pECs(오른쪽 하단)의 유세포 분석 히스토그램. (F) 유세포 분석을 사용하여 정량화된 살아있는 세포의 비율. (G) DAPI(파란색) 대조염색 및 내인성 TdTomato 형광 리포터(빨간색)를 사용한 CD31 발현의 면역형광(녹색). 스케일 바 = 100μm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

면역형광현미경 CD31/CD144/DAPI, Cdh5, Pecam1의 UMAP 유전자 발현 분석.
그림 5: 쥐 췌장에서 CD31 및 CD144 특이성. (A) CD31(마젠타) 및 CD144(시안색)를 사용한 쥐 췌장의 면역형광, DAPI 대조염색. 광시야 형광 도립 현미경에서 10x 렌즈를 사용하여 캡처한 이미지. 눈금 막대 = 100μm. 점선은 섬 지역을 구분합니다. (B) scRNA-seq (GSE128565)37에 의해 검출된 C57BL6 마우스의 섬 EC에서 Cdh5 및 Pecam1 발현을 보여주는 UMAP(Uniform Manifold Approximation and Projection). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

효소쓰다온도와 시간참조
콜라겐분해효소 I단일 세포 해리, 전체 췌장 EC 농축37°C, 20분이 프로토콜
콜라겐분해효소 IVIslet Isolation 및 비효소적 해리37°C, 20분46
콜라겐분해효소 + 트립신쥐 췌장의 관 세포 검사37°C, 30분47
콜라겐분해효소 B췌장의 단세포 현탁액37°C, 30분48
콜라겐분해효소 NBI섬 격리37°C, 30분49
콜라겐 분해 효소 PAcinar 실행 가능한 현탁액37 °C, 15 분45
콜라겐분해효소 XI섬 격리37 °C, 15 분35
디스플레이단일 세포 현탁액37 °C, 45 분24
리베아제단일 세포 현탁액37 °C, 10 분25, 48
트립신단세포 해리, 전체 췌장4 °C, O/N28

표 1: 쥐 췌장 샘플을 처리하는 데 사용되는 다양한 프로토콜 요약.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 기사에서는 pEC의 보강 및 격리를 위한 프로토콜을 제시합니다. 다른 조직 또는 장기에서 이전의 EC 분리 프로토콜과 유사하게 이 프로토콜은 물리적 해리, 효소 분해 및 항체 기반 EC 농축의 세 가지 주요 프로세스로 구성됩니다. 췌장 처리의 고유한 문제를 해결하기 위해 프로토콜 내에 몇 가지 주요 적응 사항과 중요한 단계를 도입했습니다: 1) 배양 시간이 짧은 부드러운 1단계 콜라겐분해효소 분해, 2) 항체 결합을 방해하여 EC 농축 및 생존력을 감소시킬 수 있는 DNA 오염 및 내인성 효소 분해를 최소화하기 위해 더 높은 농도의 DNase 및 트립신 억제제 보충, 3) 분해 단계 후 세포 계수를 조정하여 방법 EC 농축을 최적화하기 위해 많은 항체가 샘플에 추가됩니다. 이 프로토콜을 최적화하는 과정에서 이전 연구에서 사용된 다른 효소(예: 트립신28, 콜라겐 분해 효소 유형IV 31) 및 기타 분해 온도(예: 4°C) 및 다양한 배양 시간을 테스트했습니다(표 1). 우리는 37°C에서 20분 동안 콜라겐분해효소 I형이 마우스 pEC 분리를 위한 최적의 조건임을 발견하고 여기에 사용했습니다. 관류 중 항응고제를 추가하면 전반적인 세포 생존력이 향상될 수 있지만, EDTA 또는 헤파린과 같은 일반적인 항응고제는 특정 효소(예: 세포 해리를 위한 콜라겐분해효소 및 qPCR에 사용되는 역전사효소)의 활성을 방해할 수 있습니다. 이러한 항응고제의 예상치 못한/바람직하지 않은 효과를 방지하기 위해 관류를 위한 PBS(Ca2+ 및 Mg2+ 제외)가 사용됩니다.

우리는 전체 쥐 췌장에서 EC 개체군을 풍부하게 하기 위한 프로토콜을 개발하는 데 중점을 두었으며, 여기에는 섬 내 EC와 외분비 조직에 EC가 모두 포함되어 더 높은 수율을 얻을 수 있습니다. 현재 프로토콜에서는 해리 단계에서 3마리의 동물을 함께 모았고 평균적으로 약 2.0 x 106 개의 생존 가능한 세포가 있는 단일 세포 현탁액을 달성했습니다. 또한 단일 마우스 췌장에서 샘플을 테스트했으며 약 750,000개의 세포를 얻을 수 있습니다. 단일 동물을 처리하도록 조정할 때 더 적은 해리 용액(췌장당 3mL 해리)을 사용해야 한다는 점은 주목할 가치가 있습니다. 프로토콜의 중요한 단계는 췌장에 부착된 잔여 지방을 완전히 제거하고 제거하는 것입니다(그림 3B). 콜라겐분해효소 분해에서 지방 조직 오염은 췌장 단세포 해리 단계를 방해하여 후속 농축 단계에서 세포 생존력을 감소시킵니다38. 또한 pEC를 강화하기 위해 pan-EC 표면 마커인 PECAM1/CD31을 사용했습니다. PECAM1/CD31 항체를 사용하여 유전자 발현 분석에서 명백히 입증된 EC 분획을 크게 농축할 수 있었습니다. 이 프로토콜의 개발에서 우리는 ECs13을 분리하는 데 일반적으로 사용되는 CD144 항체의 유용성도 테스트했습니다. 그러나 pEC를 보강할 수 없었습니다(데이터가 표시되지 않음). 흥미롭게도, 면역형광 염색을 통해 CD31은 췌장 조직의 모든 EC에서 발현되는 반면, CD144 항체는 섬 내 EC만 염색하는 것으로 나타났습니다(그림 5A). 또한, C57BL/6 마우스(GSE128565)37 에서 분리된 섬에서 공개적으로 사용 가능한 단일 세포 RNA-seq 데이터를 분석한 결과, 섬 EC의 약 50%는 Cdh5(VE-Cad)와 Pecam1의 발현을 모두 나타내지만, 나머지 섬 EC는 Cdh5 또는 Pecam1만 발현한다는 것을 발견했습니다(그림 5B). 따라서, 우리는 CD31 항체가 pEC 분리에 더 적합하며, 이러한 목적을 위한 CD144 항체의 유용성은 향후 연구를 필요로 한다고 추측합니다. 또한, 시판되는 마그네틱 비드와 접합된 시판되는 anti-CD31이 있어 2단계 항체 결합 단계를 단일 단계로 단순화할 수 있습니다.

시연된 바와 같이 qPCR, 면역블로팅, 유세포 분석 및 면역형광 염색을 수행하여 분리된 EC 분획을 검증했습니다. 이러한 분획은 (sc)RNA-seq 및 질량 분석법과 같은 다른 분석에 적용될 수 있다고 생각할 수 있습니다. 이 프로토콜의 한계는 강력한 하위 배양을 달성하고 기능 분석을 수행할 수 없었다는 것입니다. 고립된 생쥐 EC의 하위 배양이 어려운 것으로 나타났다는 점을 감안할 때, 이 분야는 향후 노력이 필요한 영역입니다. 이 문제를 해결하는 한 가지 방법은 일차 세포를 불멸화하는 데 사용되는 대형 T 항원을 도입하는 것일 수 있습니다39.

최근의 발전과 scRNA 염기서열분석의 응용은 췌장 세포(40), 특히 섬세포(islet cell)41)의 고해상도 프로파일링을 가능하게 했다. 그러나 대부분의 기존 연구는 내분비 세포 집단에 초점을 맞추고 EC를 효율적으로 유지하지 못하는 조직 해리 프로토콜을 사용했습니다. 결과적으로, EC 분획은 종종 부족하게 되어 전체 포획된 세포 집단에서 3%-5%만 구성합니다 42,43,44. 최근 프로토콜은 2단계 효소 분해 및 비활성화와 형광 활성화 세포 분류 단계를 사용하여 전체 췌장 세포 집단의 12%에서 EC를 회수합니다45. 이 프로토콜을 보완하는 당사의 프로토콜은 간소화된 워크플로우를 제공하며, EC가 연구의 초점이 될 경우 더 비용 효율적이고 기술적으로 덜 까다로울 수 있습니다. 이 프로토콜은 쥐의 췌장에서만 테스트되었지만, 인간의 췌장을 포함한 다른 유기체로부터 EC를 분리하도록 확장 및 조정할 수 있습니다.

Disclosures

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저자는 공개할 내용이 없습니다.

Acknowledgements

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저자는 City of Hope의 Brian Armstrong 박사와 University of California, Riverside의 Mindy Rodriguez에게 기술 지원에 감사를 표합니다. 이 연구는 NIH(R01 HL145170에서 ZBC), Ella Fitzgerald Foundation(ZBC), City of Hope(Arthur Riggs Diabetes Metabolism and Research Institute Innovation Award) 및 California Institute of Regenerative Medicine 보조금 EDU4-12772(AT로)의 보조금으로 부분적으로 자금을 지원받았습니다. 이 간행물에 보고된 연구에는 수상 번호 P30CA033572에 따라 NIH의 국립 암 연구소(National Cancer Institute of the NIH)에서 지원하는 광학 현미경 및 디지털 이미징에서 수행된 작업이 포함되었습니다. 그림 1 과 그림 2 는 BioRender로 제작되었습니다.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
1.5 mL eppendorfUSA Scientific1615-5500
10 cm 접시Genesee Scientific25-202
25G 바늘BD305145
2X Taq Pro Universal SYBR qPCR Master MixVazymeQ712-03-AA
5 mL eppendorfThermo Fisher 
6웰 플레이트Greiner Bio-One07-000-208
70 µ m 여과기Fisher22-363-548
Anti-CD31-biotinMiltenyi BiotechREA784
소 혈청 알부민 열 충격 처리FisherBP1600-100
CaCl2FisherBP510
원심분리기Eppendorf
Collagen Type 1, 송아지 피부에서Sigma Aldrich& 주의;C9791프로토콜
콜라겐분해효소 유형 1의 부착 시약 Worthington BioLS004197
Countess 자동 세포 계수기써모 피셔 
DAPI써모 피셔 D1306면역형광
일회용 안전 메스Myco Instrumentation6008TR-10
DNAse I 로슈260913 
D-PBS (Ca2+,Mg2+)써모 피셔 
에탄올FisherBP2818-4
태아 소 혈청Fisher10437028
인큐베이터37 °로 유지; C 5% CO2
LS 컬럼Miltenyi Biotech130-042-401
M199SigmaM2520-1L
MACS MultiStand with the QuadroMACS Separator Miltenyi Biotech130-042-303
미디엄 199시그마 알드리치 M2520-10X
마이크로비즈 안티-비오Miltenyi Biotech130-090-485
현미경Leica세포 형태를 평가하기 위해
분자 등급 물Corning46-000-CM
NaClFisherS271-1
New Brunswick Innova 44/44R Orbital shaker Eppendorf
PECAM1 (CD31) 항체Abcamab56299immunofluorescence
PECAM1 (CD31) 항체R& D SystemsAF3628
인산염 완충 식염수 (10X) (Ca2+ 없음, Mg2+ 없음)Genesee Scientific25-507-XB
프라이머 36B4 포워드 마우스IDTAGATTCGGGATATGCTGTTGGC
프라이머 36B4 Revese 마우스 IDTTCGGGTCCTAGACCAGTGTTC
프라이머 Kdr 포워드 마우스 IDTTCCAGAATCCTCTTCCATGC
프라이머 Kdr 리버스 마우스IDTAAACCTCCTGCAAGCAAATG
프라이머 Nkx6.1 리버스 마우스 IDTCACGGCGGACTCTGCATCACTC
프라이머 Nxk6.1 포워드 마우스IDTCTCTACTTTAGCCCCAGCG
프라이머 PECAM1 포워드 마우스IDTACGCTGGTGCTCTATGCAAG
프라이머 PECAM1 리버스 마우스IDTTCAGTTGCTGCCCATTCATCA
RNase ZAPThermo Fisher AM9780
RNase-free waterTakaraRR036B
멸균 12" 긴 집게F.S.T91100-16
멸균 가는 집게F.S.T11050-10
멸균 가는 가위F.S.T14061-11
조직 배양 접시 2cmGenesee Scientific25-260
TRIzol 시약Fisher15596018
Trypan 블루코닝MT25900CI
트립신 억제제 Roche10109886001
Tween-20
VE-Cadherin 항체Abcamab33168면역형광
수조
1428230014080055틴

References

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