이 콘텐츠를 보려면 JoVE 구독이 필요합니다. 로그인하거나 오늘 무료 평가판을 시작하세요.

방법 논문

표피 유도 면역조절의 쥐 모델(Murine Model of Epicutanely-Induced Immunomodulation)

836 조회수

⸱

DOI:

10.3791/67578

⸱

2025년 6월 24일

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Physiology, Chair of Biomedical Sciences, Institute of Physiotherapy, Faculty of Health Sciences, Jagiellonian University Medical College, 2Department of Clinical Immunology, Wroclaw Medical University, 3Chair of Biomedical Sciences, Faculty of Health Sciences, Jagiellonian University Medical College

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

이 연구는 표피(EC) 면역을 통해 생쥐의 면역 반응을 조절하는 피부의 역할을 보여줍니다. 단백질 항원을 사용한 EC 면역은 병원체 관련 분자 패턴과 결합할 때 접촉 과민증 또는 피부 유도 억제에서 면역 반응을 억제할 수 있습니다. EC 면역은 면역 요법에 대한 효과적이고 주사 바늘이 없는 접근 방식으로서 가능성을 보여줍니다.

초록

피부는 인체에서 가장 큰 기관으로 외부 환경과 접촉하며 (1) 생체이물 및 미생물로부터 유기체를 보호하고, (2) 체온 조절을 촉진하고, (3) 수분과 전해질 균형을 유지하고, (4) 비타민 D를 합성하고, (5) 면역에 참여하는 등 중요한 생리학적 역할을 합니다. 이 논문은 면역 메커니즘에 대한 피부의 중추적인 관여를 강조하여 면역 반응을 억제하거나 강화하여 면역 조절 능력을 보여줍니다. 이전 연구 결과에 따르면 생쥐에서 단독으로 또는 병원체 관련 분자 패턴(PAMP)과 함께 항원을 사용한 표피(EC) 면역은 각각 면역 반응을 억제하거나 강화할 수 있습니다. 구체적으로는, 항원을 이용한 EC 면역은 자가면역질환이나 알레르기성 접촉성 피부염의 다양한 쥐 모델에서 면역 반응을 억제할 수 있는 것으로 관찰되었다. 결과는 PAMP와 결합된 항원을 사용한 EC 면역이 병원체에 대한 면역을 높이거나 T 도우미 제2형 림프구(Th2) 의존성 알레르기를 완화하는 효과적인 전략이 될 수 있음을 나타냅니다. 이 프로토콜은 Th1 세포에 의해 매개되는 인간 알레르기 접촉 피부염(ACD)-접촉 과민증(CHS)의 쥐 모델에서 항원의 표피 적용을 통해 피부 억제를 유도하는 방법을 설명합니다. 그러나 다양한 쥐 장애 모델에도 적용할 수 있습니다. 이 논문은 다양한 질환에 걸쳐 바늘 없는 면역 요법을 위한 매력적인 쥐 모델로 EC 유도 면역 조절을 제시합니다.

서론

이 논문은 접촉 과민증(CHS)의 마우스 모델에서 내성을 유도하는 방법(이 텍스트 전체에서 '억제'라고 함)을 제시하고 항원 단독 또는 병원체 인식 수용체(PRR)용 리간드와 함께 항원의 표피(EC) 적용을 통해 이 내성을 역전시키는 방법(이 텍스트 전체에서 '억제'라고 함)을 제시합니다1. 설명된 프로토콜에서 (a) haptenized mouse immunoglobulins(TNP-Ig)는 접촉 과민증을 억제하기 위한 항원으로 사용되거나 (b) 병원체 관련 분자 패턴(PAMP)이 있는 항원, Toll-like receptor(TLR)용 리간드 및 nucleotide-binding oligomerization domain-containing protein(NOD) 유사 수용체(NLR)를 사용하여 피부 유도 억제를 역전시킵니다 2,3,4. 연구 결과는 EC 유도 면역조절이 항원-비특이적 T 억제인자(Ts) 세포와 항원 특이적 T 반억제체(Tcs) 세포에 의해 매개됨을 나타냅니다. 이러한 세포는 테스트된 반응의 메커니즘을 결정하기 위해 채택 세포 전달의 마우스 모델에서 검사할 수 있습니다. 현재 프로토콜은 "adoptive transfer IN"과 "adoptive transfer OUT"의 두 가지 세포 전달 모델을 설명합니다. Adoptive transfer IN은 CHS의 구심성 및 원심성 단계에서 면역 조절을 테스트하는 데 유용합니다. 반면에, "adoptive transfer OUT"은 CHS의 원심성기에서만 면역조절의 효과를 반영합니다.

이 논문은 T 도우미 유형 1 림프구(Th1)5에 의해 매개되는 인간 알레르기 접촉 피부염(ACD) - 접촉 과민증(CHS)의 쥐 모델에서 항원의 표피 적용을 통한 피부 유도 억제 방법을 설명합니다. 그러나 이 접근법은 T 세포독성 림프구 유형 1(Tc1) 매개 CHS 6,7, 콜라겐 유발 관절염(CIA)8,9, 실험적 자가면역 뇌척수염(EAE)10,11 및 궤양성 대장염12와 같은 자가면역 질환의 조절(억제, 내성) 실험 모델에 대한 효능도 테스트되었습니다. 또한, 프로토콜은 CHS 13,14,15,16의 쥐 모델에서 PRR 리간드와 함께 항원의 EC 적용을 통한 피부 유도 금기 억제(역 억제) 방법을 설명합니다. 제시된 결과는 TLR2, TLR3, TLR4, TLR9 및 NOD2 리간드를 정제하여 EC 유도 항원-비특이적 억제를 되돌릴 수 있음을 나타냅니다. 피부 유도 금기 억제 방법은 아토피 피부염(AD)의 동물 모델에서도 사용되었으며, 이는 비메틸화 올리고데옥시뉴클레오티드(CpG)를 포함하는 합성 단일 가닥 DNA 분자의 존재 하에서 항원을 사용한 EC 처리-TLR9에 대한 리간드가 항원 특이적 방식으로 Th2 매개 반응을 억제할 수 있음을 보여주었습니다(면역 반응을 Th1/Th17 표현형으로 이동)17. 설명된 방법은 폐렴구균성 폐렴에서도 테스트되었으며, CpG와 함께 소 혈청 알부민(PC-BSA)에 접합된 폐렴구균 다당류를 사용한 EC 면역이 잠재적으로 폐렴구균에 대한 면역을 향상시킬 수 있음을 입증했습니다 18.

EC 유도 면역조절의 중추적인 측면은 모델의 선택과 항원의 특성입니다. 이 논문에는 사용된 항원, 항원 노출 기간 및 테스트된 모델의 T 세포 특이성을 자세히 설명하는 표가 포함되어 있습니다(표 1 참조). 설명된 면역조절 방법은 항원 특이적 T 림프구와 관련된 질병을 대상으로 합니다. 이 방법의 효과는 공정에서 호환 가능한 EC 적용 항원을 활용하여 평가되었습니다. 항원의 호환성은 질병 과정에 관여하는 T 림프구와 효과적으로 상호 작용하도록 하는 데 중요합니다. 온전한 피부에 단백질 또는 펩타이드 패치를 적용하면 표피를 통한 항원 침투가 용이합니다19,20. 이러한 항원 침투 증가는 드레싱 아래의 땀이 증가했기 때문입니다. 표피 투과성의 변화는 패치 적용 후 4-10시간 이내에 발생하며, EC 유도 면역조절은 최대 2주 동안 효과가 유지될 수 있습니다 5,14.

EC 치료법이 널리 사용되고 있지만, 이 방법의 변형이 많다는 것은 의문을 불러일으킬 수 있습니다. 현재의 이해에 따르면 항원 투여 이전의 표피 손상 정도는 그로 인한 면역 반응의 특성에 영향을 미칠 수 있다21. 표재성 표피 손상은 랑게르한스 세포에 의한 항염증성 사이토카인의 방출을 유발하여 Th2 반응의 시작을 촉진한다22. 대조적으로, 더 광범위한 표피 손상은 전염증성 사이토카인의 방출을 촉진하고 진피 수지상 세포로의 항원 전달을 촉진합니다23. 제시된 프로토콜은 (a) 이 방법을 작고 활동적인 동물, 특히 쥐에 적용할 때 발생하는 어려움에 대한 인식을 강조합니다. (b) 면도기 면도 후의 피부 상태, 물질이 피부에 적절하게 접촉한 정도, 노출 시간, EC 시술 중 피부의 위생 상태 등을 고려하여 시술의 효과를 결정할 수 있는 요인을 고려합니다. 다양한 피부 제제가 다양한 방식으로 피부 상태에 영향을 미칠 수 있으므로 항원을 적용하기 전에 물리적이든 화학적이든 피부 제모 방법을 고려하는 것이 중요합니다. 이러한 모든 절차는 피부 면역 세포를 활성화하여 잠재적으로 피부 감염을 일으키거나 질병 진행에 영향을 미칠 수 있는 것으로 알려져 있습니다. 제모 후 피부 상태에 대한 잠재적인 부작용은 제모 방법을 선택할 때 가장 먼저 고려해야 할 사항입니다. 연구진은 면도날로 면도한 등쪽 피부에 항원을 EC 적용함으로써 유도된 T 세포 매개 면역 억제 방법을 설명하면서 다양한 면역 반응 모델에 미치는 영향을 입증했다. PAMP와 함께 항원의 EC 적용은 항원 특이적 T 반억제 세포를 유도합니다. 더욱이, 제시된 EC 적용 방법은, 특히 항원 또는 PAMP에 반복적으로 노출되는 경우, 우려되는 부작용을 일으키지 않는다.

설명된 프로토콜은 특히 쥐와 같은 작은 동물에서 이 방법으로 신뢰할 수 있고 반복 가능한 결과를 달성하는 데 있어 다양한 요소의 중요성을 강조합니다. 이 접근법의 비침습적 특성은 일반적으로 피내 또는 주사 면역 기술에 비해 부작용(예: 통증, 감염 또는 흉터)의 위험이 낮습니다. 표피 면역은 사용자 친화적이고 비임상 환경에서 쉽게 투여할 수 있어 보다 침습적인 방법에 비해 접근성과 순응도가 향상됩니다.

표 1: 다양한 마우스 질병 모델에서 면역 반응의 EC 유도 조절. 약어: ACD = 알레르기 성 접촉 피부염; AD = 아토피 피부염; Ag = 항원; CIA = 콜라겐 유발 관절염; CHS = 접촉 과민증; CFA = 완전한 프로인트 보조제; COLL II = II형 콜라겐; DNFB = 2,4- 디 니트로 플루오로 벤젠; DNP-BSA = 소 혈청 알부민에 접합 된 디 니트로 페닐; EAE = 실험적 자가면역 뇌척수염; EC = 피피; LPS = 지질다당류; OVA = 오브알부민; PAMP = 병원체 관련 분자 패턴; PC-BSA = 소 혈청 알부민에 접합된 폐렴구균 다당류; Th1 = T 헬퍼 1형 림프구; Tc1 = T 세포독성 1형 림프구; TNCB = 2,4,6- 트리니트로 클로로 벤젠; TNP-Ig = 2,4,6-트리니트로페닐 접합 마우스 면역글로불린; Ts = T 억제 세포; Tcs = T 반억제 세포. 이 표를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

이 기사에 제시된 모든 실험은 폴란드 크라쿠프에 있는 동물 실험에 관한 제1차 및 제2차 지역 윤리 위원회의 지침에 따라 승인 및 수행되었습니다. 이 절차는 특히 마취제로 케타민/자일라진 또는 이소플루란을 투여하고, 면도날을 사용하여 쥐 피부를 면도하고, 면도한 피부와 양쪽 귀쪽에 물질/합텐을 바르고, 말초 면역 기관을 채취하는 것과 관련된 현지 권장 사항을 따랐습니다. 이 연구는 6-12주 된 CBA/J(H-2k) 수컷 및 암컷 쥐를 사용하여 체중이 20-25g 범위입니다. 사용된 시약 및 장비에 대한 자세한 내용은 재료 표에 나열되어 있습니다.

1. 동물 준비

  1. 함께 집 쥐; 고립이 아이의 기분에 미치는 부정적인 영향을 예방하는 것이 중요하다. 통계적 유의성을 위해 그룹당 10-12마리의 동물을 사용합니다.

2. 작업 영역 준비

  1. 모든 절차 전후에 70% 에탄올 용액으로 수술대를 청소하십시오. 마우스를 사용할 때 멸균 조건이 필요한 경우 생물 안전 캐비닛 내에서 모든 작업을 수행하십시오.

3. Th1 매개 CHS 반응을 위한 억제세포(Ts) 유도

참고: 이 절차는 그림 1A에 나와 있습니다.

  1. 당일, "0"은 프로필렌 글리콜에 30% 이소플루란을 함유한 마우스를 마취합니다. 마우스를 왼손으로 잡고 몸의 등쪽을 노출시킵니다. 오른손으로 회색 비누에 물을 듬뿍 거품을 내고 피부에 바릅니다.
    1. 멸균 면도날을 사용하여 2cm²의 피부 부위를 부드럽게 면도합니다. 피부에 상처를 입히지 마십시오. 피부 병변이 있으면 마우스가 추가 절차를 수행할 수 없습니다.
      참고: 회색 비누는 순한 야채 베이스로 만든 천연 저자극성 제품입니다. 건조하고 민감한 피부를 효과적으로 재생하고 수분을 공급합니다. 이 비누에는 인공 색소, 합성 향료 또는 동물성 성분이 포함되어 있지 않습니다. 성분에는 소듐 팔메이트, 소듐 팜 커넬레이트, 아쿠아(물), 글리세린, Taraxacum Officinale (민들레) 꽃/잎/줄기 추출물, 팜애씨드, 팜 커널애씨드, 소듐클로라이드, 프로필렌 글리콜, 테트라소듐 EDTA, 에티드로닉애씨드가 포함됩니다. 회색 비누는 자극과 건선이 발생하기 쉬운 민감하고 섬세한 피부를 위해 설계되었습니다. 트러블이 있는 피부를 효과적으로 클렌징하는 동시에 과도한 건조함과 당기는 느낌을 방지합니다. 이 비누는 또한 자극을 진정시키고 수분을 공급하며 더 빠른 피부 재생을 촉진합니다. 중요한 것은 피부의 보호 장벽을 손상시키지 않는다는 것입니다.
  2. 쥐를 케이지에 넣습니다. 면도 후에는 피부가 건조되고 동물이 세척할 수 있도록 항원을 바르기 전에 최소 6시간을 기다려야 합니다.
  3. "+1"일째에 멸균 Dulbecco의 인산염 완충 식염수(DPBS)에 항원 2,4,6-트리니트로페닐 접합 마우스 면역글로불린(TNP-Ig) 1mg/mL 용액을 준비합니다. 10마리의 마우스에 대해 항원 1200μL의 부피를 준비합니다. 사용 직전에 용액을 2mL 바이알에 섞습니다. 바이알을 알루미늄 호일로 덮어 TNP-Ig를 빛으로부터 보호하십시오.
    참고: 면도한 부위에 면도 및 용제 도포로 인한 비특이적 염증 반응을 평가하기 위해 비히클(DPBS)로만 처리된 마우스의 CHS 대조군을 포함합니다. 항원 특이성을 테스트하기 위해 Ts 유도에 다른 유형의 항원을 사용해야 합니다. 마우스 면역글로불린(Ig)을 마우스 혈청으로부터 제조하고, TNP hapten(보충 파일 1)과 접합시켰다. Ig 분자 (TNP40-Ig) 당 40 TNP의 치환 수준을 가진 단일 제제가24,25 전반에 걸쳐 사용되었습니다.
  4. 같은 날, 프로필렌 글리콜에 30% 이소플루란을 함유한 마우스를 마취시킵니다. 항원 100μL에 적신 1cm2 거즈 패치를 올려 이전에 면도한 부위에 항원을 적용합니다(3.3단계에서 준비). 이것을 얇은 플라스틱 패치(2cm²)로 덮고 천 접착 테이프로 고정합니다. CHS 제어 그룹에서는 DPBS만 적용합니다.
    참고: 플라스틱 패치에는 30μm 투명 문서 슬리브를 사용할 수 있습니다. 직물 접착 테이프는 쉽게 제거할 수 있고, 유연하고, 체형에 맞아야 하며, 공기와 수증기를 투과할 수 있어야 합니다.
  5. "+5" 당일에는 프로필렌 글리콜에 30% 이소플루란을 함유한 마우스를 마취합니다. 모서리가 둥근 안전 가위로 패치를 조심스럽게 자른 다음 접착 테이프를 부드럽게 제거합니다. 쥐가 자유롭게 움직이고 최소 4시간 동안 피부를 자연스럽게 청소할 수 있도록 합니다. 필요한 경우 항원 적용 부위에서 다시 자란 모발을 면도하지만 일반적으로 필수는 아닙니다.
    참고: 접착 테이프는 항원 투여 부위(거즈 및 플라스틱 부위)에서만 자르고 붕대 가장자리에서만 단단히 접착됩니다. 피부가 건조되고 동물이 청소할 수 있도록 항원을 바르기 전에 최소 4 시간을 기다리십시오.
  6. "+5" 당일에 3.3단계와 3.4단계를 반복합니다.
  7. "+8" 날에 3.5단계를 반복합니다. 이것은 항원에 대한 일주일 간의 피부 노출이 완료되었음을 나타냅니다. 이 기간이 지난 후, 마우스를 사용하여 CHS 반응 -생체 내 활성 모델의 억제를 테스트하거나(6단계) "adoptive transfer IN"(8단계) 또는 "adoptive transfer OUT"(9단계)에서 Ts 세포의 공여자로 봉사하도록 안락사시킵니다.

4. Th1 매개 CHS 반응을 위한 콘트라억제제 T세포(Tcs) 유도

참고: 이 절차는 그림 1B에 나와 있습니다.

  1. "0" 당일에 3.1-3.2 단계를 실행합니다.
  2. "+1" 당일, 100μL의 DPBS에 항원 TNP-Ig와 100μg LPS(PAMP의 예)를 혼합하여 준비합니다. 2mL 바이알에 사용하기 직전에 용액을 준비하고 항원이 감광성인 경우 바이알을 알루미늄 호일로 싸서 빛으로부터 보호합니다.
    참고: 반(피부 유도 억제의 역전)을 평가하려면 억제를 위한 대조군(Ts 대조군)을 포함해야 하며, 여기서 마우스는 항원 TNP-Ig로만 처리됩니다. 또한, 면역 반응의 비특이적 조절 정도를 결정하기 위해 DPBS(CHS 대조군) 및 LPS 단독(PAMP 대조군)으로만 치료한 마우스를 포함해야 합니다. LPS는 면역 자극 입자26의 한 예입니다. 면역 자극제의 구체적인 특성은 사용된 마우스 모델, 연구 중인 면역 반응에 관여하는 면역 세포의 유형, 연구 중인 물질의 약동학에 따라 다릅니다.
  3. 같은 날, 프로필렌 글리콜에 30% 이소플루란을 함유한 마우스를 마취시킵니다. 이전에 면도한 피부에 1cm2 거즈 패치를 놓고 100μL의 혼합물을 함유한 용액으로 포화시킵니다(4.2단계에서 준비). 얇은 플라스틱 패치(2cm²)로 거즈를 고정하고 천 접착 석고를 사용하여 제자리에 고정합니다. 대조군에서 DPBS(CHS 통제) 또는 LPS(PAMP 통제) 또는 TNP-Ig 단독(Ts 통제군)을 적용한다.
    참고: 플라스틱 패치에는 30μm 투명 문서 슬리브를 사용할 수 있습니다. 직물 접착 테이프는 쉽게 제거할 수 있고, 유연하고, 체형에 맞아야 하며, 공기와 수증기를 투과할 수 있어야 합니다.
  4. "+5" 당일에 3.5단계를 실행합니다.
  5. "+5" 날에 4.2-4.3단계를 반복합니다.
  6. "+8" 날에 3.5단계를 반복합니다. LPS와 혼합된 항원에 대한 일주일 동안의 피부 노출이 끝났습니다. 이 기간이 지나면 CHS 반응 - 생체 내 활성 모델(6단계)에서 마우스를 테스트하거나 "입양 이송 OUT"(10단계)에서 Tcs 세포의 공여자로 안락사시킵니다.

5. Th1 매개 CHS 반응(CHS의 감작기)을 위한 T effector cell(Teff)의 유도

  1. "0"일째에 회색 비누에 물을 묻힌 다음 면도날을 사용하여 쥐의 가슴과 복부(2× 2cm 영역)를 면도합니다. 자극이 없는지 확인하기 위해 합텐을 바르기 전에 피부를 6시간 동안 쉬게 하십시오.
  2. 같은 날, 사용 직전에 유리 바이알에 합텐 용액 (5 %)을 준비하고 빛으로부터 보호하기 위해 알루미늄 호일로 덮으십시오 : 아세톤-에탄올 혼합물 (비율 1 : 3)에 2,4,6- 트리니트로 클로로 벤젠 (TNCB).
  3. 같은 날, 이전에 면도한 부위에 150μL의 hapten을 적용하여 마우스를 감작시킵니다. 비특이적 염증 반응을 평가하기 위해 음성 대조군에서 비히클 단독(아세톤-에탄올 혼합물)을 적용합니다. 동물을 케이지로 되돌리기 전에 피부가 마를 때까지 30초 동안 기다리십시오.
    주의 : 장갑을 사용하십시오. TNCB는 대부분의 사람들에게 심각한 알레르기 반응을 일으킵니다.

6. 활성 모델: Th1 매개 CHS에서 Ts 또는 Tcs 세포 테스트

참고: 이 절차는 그림 2에 나와 있습니다.

  1. 3단계와 4단계에 따라 Ts 또는 Tcs 셀을 유도합니다. 이 절차는 "0"일부터 "+8"일까지 지속됩니다.
  2. "+8" 당일에 5단계에 따라 Teff 세포 유도를 시작합니다.
  3. 4일 후, 유도 단계(챌린지)를 수행하여 CHS 반응을 평가합니다. 간단히 말해서 TNCB를 귀 양쪽에 바릅니다. 그런 다음 마이크로미터로 귀를 측정하여 귀의 두께를 정량화합니다. 이 테스트 및 기타 가능한 종점에 대한 자세한 설명은 다른 곳에서 보고되었습니다(Zemelka-Wiacek M. et al.27).

7. 공여자 마우스에서 Teff, Ts 또는 Tcs 세포 분리

  1. 모든 시술 전후에 70% 에탄올 용액으로 수술대를 소독하십시오. 멸균 상태를 유지하고 멸균된 기구를 사용하기 위해 생물 안전 캐비닛 내에서 모든 절차를 수행합니다. "+8"일에 Ts, Tcs 및 Teff 세포를 분리하려면 각각 3, 4 및 5 단계에서 설명한 EC 면역 마우스를 사용하십시오.
    참고: 기부자 대 수혜자 비율 1:1을 준수하십시오.
  2. 케타민(90-120 mg/kg)과 자일라진(5-10 mg/ kg)의 혼합물을 복강내(i.p.) 주사로 기증자를 마취합니다. 마우스가 최소 5분 동안 완전히 마취되었는지 확인하십시오.
  3. 마취 된 마우스의 복부 전체를 70 % 에탄올로 소독 한 다음 복부 층 (3-4cm)을 절개하여 복막강을 노출시킵니다. 멸균 겸자로 보조 림프절과 서혜부 림프절(ALN) 및 비장(SPL)을 1% 소 태아 혈청(FBS)이 보충된 멸균 DPBS로 채워진 튜브로 분리합니다. 모든 기증자의 ALN을 한 바이알에 넣고 SPL을 다른 바이알에 넣고 바이알을 얼음 위에 보관합니다. 각 겨드랑이에는 두 개의 겨드랑이 림프절이 있으며, 하나의 서혜부 림프절은 세 개의 혈관에 인접한 고관절 부위에 있습니다. SPL은 신체의 왼쪽, 장과 위 뒤에 위치합니다.
    참고: 멸균 상태를 유지하기 위해 생물 안전 캐비닛 아래에 있는 멸균 도구로 작업하십시오. 이 절차 후에 마우스는 기관에서 승인된 프로토콜에 따라 안락사되어야 합니다.
    1. 두 개의 현미경 슬라이드의 서리로 덥은 끝 부분 사이의 조직을 으깬다. 70μm 공극 크기의 세포 스트레이너를 통해 세포 현탁액을 변형시킵니다.
  4. 1% FBS가 보충된 DPBS 30mL로 세포를 헹굽니다. 300 x g 에서 4°C에서 10분 동안 원심분리기. 상등액을 제거하고 세포 펠릿을 1-5mL의 DPBS에 재현탁합니다.
  5. 혈구계와 Trypan Blue를 사용하여 세포의 생존력을 계산합니다. 10μL의 세포 현탁액과 90-990μL의 Trypan Blue를 혼합하여 세포 수에 따라 부피를 조정합니다. 이 희석 계수를 생존력 계산에 통합합니다.
  6. ALN과 SPL의 혼합물을 준비합니다(비율 1:1). 세포 수 준수: 1% FBS가 보충된 1mL의 DPBS 및 1mL의 DPBS에 7 x 107 Teff 세포를 수혜자당 1개까지 사용합니다. 모든 세포 집단에 대한 donor-recipient 비율을 1:1로 유지하고 donor-DPBS 비율을 1:1로 유지합니다. 얼음 위에 세포가 있는 바이알을 보관하십시오.
    참고: 추가 체외 실험을 실행하려면 세포 기증자 수의 비례 증가가 필요합니다.
    참고: 또한 분리된 Teff, Ts 및 Tcs 세포는 표현형 분석 또는 사이토카인 분비 평가와 같은 유세포 분석을 사용하여 추가 정제 또는 분석을 수행할 수 있습니다. 세포 증식 능력을 탐색하거나 배양 상등액에서 사이토카인 수준을 정량화하기 위해 세포 배양을 시작하는 것도 가능합니다. 추가 실험을 수행하려면 세포 기증자 수의 비례 증가가 필요합니다.

8. 입양 편입 IN: Th1 매개 CHS에서 Ts 테스트

참고: 이 절차는 그림 3에 나와 있습니다. 무균 작업을 하고 모든 절차 전후에 70% 에탄올 용액을 사용하십시오. 모든 세포 작업이 생물 안전 캐비닛 내에서 수행되어 멸균 상태를 유지하고 멸균된 기구를 사용하도록 합니다.

  1. 3단계와 7단계에 따라 Ts 세포(공여자)를 유도하고 분리합니다. DPBS 30mL로 세포를 헹굽니다. 300 x g 에서 4°C에서 10분 동안 원심분리기. 상층액을 제거하고 수용체당 200μL의 DPBS에 세포 펠렛을 재현탁합니다(기증자-수용자 비율 1:1).
  2. 수혜자(순진한 syngeneic 마우스): 케타민(90-120 mg/kg)과 자일라진(5-10 mg/ kg)의 혼합물을 복강내(IP) 주사로 수혜자를 마취합니다. 마우스가 최소 5분 동안 완전히 마취되었는지 확인하십시오.
  3. 200 μL에 1-5 x 107 Ts 세포의 준비된 혼합물(8.2단계)을 마취된 수취인에게 정맥(i.v.) 주사합니다.
  4. 같은 날, Th1 매개 CHS 반응을 유도합니다. 간단히 말해서, 5.1-5.3 단계에서 설명한 Teff 세포 (감작 단계)를 유도합니다. 4일 후 6.3단계에서 설명한 유도 단계(챌린지)를 수행하여 CHS 반응을 평가합니다.

9. 입양 편입 OUT: Th1 매개 CHS에서 Ts 테스트

  1. 3, 5, 7단계에 따라 Ts 및 Teff 세포(공여자)를 유도하고 분리합니다. 분리된 Ts와 Teff를 두 개의 별도 바이알에 보관합니다. Teff 세포를 두 개의 바이알로 나눕니다: 하나는 "Ts 테스트 그룹"용이고 다른 하나는 "CHS 대조군"용입니다.
    참고: 무균 작업을 하고 모든 절차 전후에 70% 에탄올 용액을 사용하십시오. 모든 세포 작업이 생물 안전 캐비닛 내에서 수행되어 멸균 상태를 유지하고 멸균된 기구를 사용하도록 합니다. Teff 세포만 투여할 수혜자의 대조군 그룹을 포함합니다("CHS 대조군"). 이 그룹의 경우 1:1의 기증자-수혜자 비율을 준수하기 위해 추가 기증자를 사용해야 합니다. 결과의 질을 향상시키기 위해, 용매 용액으로 EC 처리된 공여자로부터 이식된 대조 세포를 받는 수용자를 추가해야 합니다. 수혜자와 기증자 그룹을 더 추가하기로 한 결정은 3R 원칙(Reduce, Refine, Replace)을 준수하지 않는 많은 마우스가 필요하기 때문에 신중하게 계획해야 합니다.
  2. "Ts 테스트 그룹"에 대한 Teff 셀에 Ts 셀을 추가합니다. "CHS control" 바이알의 Teff 세포에 적절한 DPBS를 추가합니다.
    참고: 수혜자당 1-5 x 107 Ts 셀 및 7 x 107 Teff 셀의 수를 유지하십시오.
  3. 모든 바이알을 부드럽게 섞습니다. 바이알을 수조(37°C)에 30분 동안 보관하고 5분마다 부드럽게 혼합합니다.
  4. 1% FBS가 보충된 30mL의 DPBS로 세포의 각 바이알을 헹굽니다. 300 x g 에서 4°C에서 10분 동안 원심분리기. 상등액을 디캔팅하고 세포 펠렛을 200μL의 DPBS/수용체에 재현탁합니다.
  5. 각 세포 현탁액을 70μm 공극 세포 여과기에 통과시킵니다. 필요한 경우 200μL의 DPBS/수용체의 부피를 조정합니다.
  6. 수혜자(순진한 syngeneic 마우스): 케타민(90-120 mg/kg)과 자일라진(5-10 mg/ kg)의 혼합물을 복강내(IP) 주사로 수혜자를 마취합니다. 마우스가 최소 5분 동안 완전히 마취되었는지 확인하십시오.
  7. 준비된 세포에 정맥 주사(i.v.) 주사를 투여합니다.
  8. 같은 날, 6.3단계에서 설명한 CHS(챌린지)의 유도 단계를 유도합니다. CHS 챌린지만 수행하는 "네거티브 컨트롤"을 포함합니다.

10. 입양 전이 OUT: Th1 매개 CHS에서 Tcs 테스트

  1. 3-5단계 및 7단계에 따라 Ts, Tcs, Teff 세포(공여자)를 유도하고 분리합니다.
    참고: 무균 작업을 하고 모든 절차 전후에 70% 에탄올 용액을 사용하십시오. 모든 세포 작업이 생물 안전 캐비닛 내에서 수행되어 멸균 상태를 유지하고 멸균된 기구를 사용하도록 합니다. 두 개의 대조군 수혜자를 포함시키는데, 하나는 Teff 세포만 투여하는 "CHS 대조군"이고, 다른 하나는 Teff 세포가 Ts 세포로만 배양되는 "Ts 대조군"이다. 이러한 그룹의 경우 추가 기증자를 사용하여 기증자-수혜자 비율 1:1을 준수하십시오.
  2. 분리된 Ts 및 Tcs 세포를 별도의 바이알에 보관합니다. Teff 세포를 "Tcs 테스트 그룹", "Ts 대조군", "CHS 대조군"의 세 가지 바이알로 나눕니다.
  3. 첫 번째 배양: (a) "Tcs 테스트 그룹"의 경우 Teff 세포에 Tcs 세포를 추가합니다. (b) "Ts 제어" 및 (c) "CHS 제어"의 경우 Teff 셀에 적절한 양의 DPBS를 추가합니다( 표 2 참조).
    참고: 수신자당 1-5 x 107 Tcs 셀 및 7 x 107 Teff 셀의 수를 유지하십시오.
  4. 모든 바이알을 부드럽게 섞습니다. 수조(37°C)에 30분 동안 보관하고 5분마다 부드럽게 섞습니다.
  5. 1% FBS가 보충된 30mL의 DPBS로 세포의 각 바이알을 헹굽니다. 300 x g 에서 4°C에서 10분 동안 원심분리기. 상등액을 디캔팅하고 수용자당 1% FBS가 보충된 1mL의 DPBS에 세포 펠렛을 재현탁합니다. 세포 혼합물-DPBS 비율을 1:1로 유지합니다.
  6. 두 번째 배양: (a) "Tcs 테스트 그룹"의 경우 사전 배양된 Teff 및 Tcs 세포의 혼합물에 Ts 세포를 추가합니다. (b) "Ts 대조군"의 경우, DPBS와 사전 배양된 Teff 세포의 혼합물에 Ts 세포를 첨가합니다. (c) "CHS control"의 경우, 사전 배양된 Teff 세포에 적절한 DPBS를 첨가합니다.
    참고: 수신자당 1-5 x 107 Ts 셀의 수를 유지합니다. 세척 및 원심분리 절차 중 세포 손실의 균일성을 보장하기 위해 모든 실험 그룹(a, b 및 c)에서 배양을 수행합니다.
  7. 모든 바이알을 부드럽게 섞습니다. 수조(37°C)에 30분 동안 보관하고 5분마다 부드럽게 섞습니다.
  8. 세포의 각 바이알을 30mL의 DPBS로 헹굽니다. 300 x g 에서 4°C에서 10분 동안 원심분리기. 상등액을 디캔팅하고 세포 펠렛을 200μL의 DPBS/수용체에 재현탁합니다.
  9. 각 세포 현탁액을 70μm 공극 세포 여과기에 통과시킵니다. 필요한 경우 200μL의 DPBS/수용체의 부피를 조정합니다.
  10. 수혜자(순진한 syngeneic 마우스): 케타민(90-120 mg/kg)과 자일라진(5-10 mg/ kg)의 혼합물을 복강내(IP) 주사로 수혜자를 마취합니다. 마우스가 최소 5분 동안 완전히 마취되었는지 확인하십시오.
  11. 준비된 세포에 정맥 주사(i.v.) 주사를 투여합니다.
  12. 같은 날, 6.3단계에서 설명한 CHS(챌린지)의 유도 단계를 유도합니다. CHS 챌린지만 수행하는 "네거티브 컨트롤"을 포함합니다.

표 2: Tcs "transfer OUT" 중 세포 배양 일정. 이 표를 다운로드하려면 여기를 클릭하십시오.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

본 연구는 피부만을 통해 인가된 항원이 CHS 반응을 조절하는 Ts 또는 Tcs 세포를 각각 유도할 수 있는지 여부를 조사합니다. 100μg의 TNP-Ig 또는 TNP-Ig와 100μg의 LPS를 EC 통해 CBA/J 마우스의 면역화는 각각 Ts 또는 Tcs 세포를 유도합니다. 그런 다음 마우스는 5% TNCB로 감작되고 4일 후에 동일한 hapten으로 이의를 제기했습니다. 챌린지 전후의 귀 붓기를 측정하여 반응을 평가했습니다. 각 실험에는 비특이적 염증 반응을 평가하는 데 사용되는 음성 대조군과 CHS 반응의 유도를 확인하는 CHS 대조군이 있습니다.

도 4는 CHS 유도 전에 TNP-Ig에 노출된 마우스가 CHS가 현저히 감소했음을 나타냅니다(도 4A, Ts 테스트 그룹

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

연구는 다양한 동물 모델을 대상으로 수행되었으며 BALB/c, C57BL/6, HLADR4-Tg, DBA 1 및 B10.PL 와 같은 많은 마우스 균주를 사용하여 할당된 항원을 사용한 EC 면역이 내성을 생성하고 원치 않는 면역 반응을 제어하는 다재다능하고 잠재적으로 무한한 수단으로 작용할 수 있음을 보여주었습니다. 현재 프로토콜은 두 가지 세포 전달 모델, 즉 (1) CHS의 구심성 및 원심성 단계 모두에서 면역조절을 평가하는 데 유용한 'adoptive transfer IN'과 (2) 원심성 단계에서의 효과를 구체적으로 평가하는 'adoptive transfer OUT'의 두 가지 세포 전달 모델을 설명합니다. 또한, 이미 감작 된 마우스에 Ts 세포를 주입하면 CHS 7,28을 하향 조절하는 것으로 입증되었습니다. 이 가정은 다발성 경화증 환자 그룹을 대상으로...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

저자는 공개할 것이 없습니다.

감사의 글

이 연구는 폴란드 과학 연구 위원회 보조금 3 PO5B 091 25, 2PO5A 204 29 및 국립 과학 센터 N N401 3554 33에서 MS로 보조금을 받았습니다. 그래프는 GraphPad Prism 소프트웨어 10.2.3을 사용하여 그려졌으며 그림 1-3은 BioRender에서 생성되었습니다. Zemelka-Wiacek, M. (2025): (1) https://BioRender.com/3ux2px ; (2) https://BioRender.com/s0y8zs7 ; (3) https://BioRender.com/0qziglw. 저자는 쥐 서식지를 돌봐준 Dorota Woźniak에게 감사를 표합니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
2,4,6-트리니트로클로로벤젠 (TNCB)도쿄화학공업주식회사, 일본C0307
2,4,6-트리니트로페닐 결합 마우스 면역글로불린 (TNP-Ig)폴란드 크라쿠프 야기엘로니안 대학교 의과대학 보건과학부 생의학과장
아세톤(ACS 시약, ≥ 99.5%)독일 다름슈타트 메르크 KGaA179124
알루미늄 호일독일 다름슈타트 메르크 KGaAZ185140  그리고 nbsp;
분석적 균형 사토리우스 웨이싱 테크놀로지 GmbH, 독일 괴팅겐PRACTUM224-1, 29105177
소 혈청 알부민 (BSA)독일 다름슈타트 메르크 KGaAA9418
CBA/J (H-2k) 야기엘로니안 대학교 의과대학 보건과학부 생의학과(크라쿠프, 폴란드) 육종 단위
셀 스트레이너, 공당 크기 70 & MU; mBIOLOGIX, 중국15-1070
일회용 피펫 용량: 5 mL, 10 mL, 25 mL독일 다름슈타트 메르크 KGaAZ740301, Z740302, Z740303
Dulbecco′ 인산염 완충식염수(DPBS)서모피셔 사이언티픽, 그리고 nbsp; 미국 매사추세츠주 월섬14190144
에펜도르프 세이프락 튜브 1.5ml에펜포르프, 독일30120086
에펜도르프 세이프락 튜브, 2.0ml에펜포르프, 독일30120094
에탄올 100% (절대 알코올)독일 다름슈타트 메르크 KGaA1.07017
에탄올 96%독일 다름슈타트 메르크 KGaA1.59010
태아 소 혈청(FBS)서모피셔 사이언티픽, 그리고 nbsp; 미국 매사추세츠주 월섬A3160802
유리 현미경 슬라이드(샌드블라스트 단일 서리 처리)ThermoScientific, 뉴햄프셔주 포츠머스, 미국421-004T
그래프 패드 프리즈그래프패드 소프트웨어 주식회사v. 10.2.3
회색 비누 (비알리 옐렌 비누 바)꽃가루 오스트제스(Ostrzesz); w, 프로듀센트 케미 고스포다르체이 Sp. Z.o.o. , Sp. K., 폴란드163057
혈액세포계VWR, 아반토르, 미국612-5719
인큐베이터 헤라셀 150i서모 일렉트론과 nbsp; LED Gmbh, 독일41071068
이소플루란 (에어레인)백스터, 디어필드, 일리노이, 미국8AGG9623
케타민 100 mg/mL, 주사용 용액바이오웻 풀라위(Biowet Pulawy) Sp. z o.o., 폴란드 풀라위(Pulawy)고양이.# 이용 불가
실험실 원심분리기 (헤레우스 프레스코 21)독일 서모 사이언티픽75002425
실험실 원심분리기 (헤레우스 메가퓨지 1.0R)그리고 nbsp; 독일 서모 사이언티픽B00013899
지다당류(LPS)독일 다름슈타트 메르크 KGaAL-8274
마스크 (FFP2)VWR, 펜실베이니아주 래드너, 미국111-0917
마이크로미터일본 도쿄, 미투토요193-111
대물렌즈가 있는 현미경라이카 마이크로시스템즈 CMS GmbH, 독일DM1000, 294011-082007
프로필렌 글리콜 Chempur, Piekary figure-materials-1 폴란드114489005
면도날VWR, 펜실베이니아주 래드너, 미국PERS94-0462
투명 문서 슬리브 30 및 마이크로; m도식5906961126542
트리판 블루독일 다름슈타트 메르크 KGaAT8154
튜브 15 mL 멸균독일 다름슈타트 메르크 KGaACLS430055 (코르니그)
튜브 50 mL, 멸균독일 다름슈타트 메르크 KGaACLS430290 (코닝)
바이알, 나사 뚜껑, 투명 유리(바이알만) 22mL독일 다름슈타트 메르크 KGaA27173
비스코플라스트 폴로비스, 실크 접착제, 5x0.0125m3M 폴란드, 나다르진, 폴란드7100231620
워터 배스 AJL 일렉트로닉, 폴란드LW102
주사용 자일라진(Xylapan 20 mg/mL) 용액Vetoquinol Biowet Sp. z o.o., 고르조프 비엘코폴스키, 폴란드고양이.# 이용 불가

참고문헌

  1. Szczepanik, M., Majewska-Szczepanik, M. Transdermal immunotherapy: Past, present and future. Pharmacol Rep. 68 (4), 773-781 (2016).
  2. Majewska-Szczepanik, M., et al. Epicutaneous immunization with hapten-conjugated protein antigen alleviates contact sensitivity mediated by three different types of effector cells. Pharmacol Rep. 64 (4), 919-926 (2012).
  3. Majewska, M., et al. Role of TLR ligands in epicutaneously induced contrasuppression. Pharmacol Rep. 61 (3), 539-549 (2009).
  4. Ptak, W., et al. Toll-like receptor ligands reverse suppression of contact hypersensitivity reactions induced by epicutaneous immunization with protein antigen. Int Arch Allergy Immunol. 139 (3), 188-200 (2006).
  5. Szczepanik, M., et al. Epicutaneous immunization induces alphabeta T-cell receptor CD4 CD8 double-positive non-specific suppressor T cells that inhibit contact sensitivity via transforming growth factor-beta. Immunology. 115 (1), 42-54 (2005).
  6. Majewska-Szczepanik, M., Zemelka-Wiącek, M., Ptak, W., Wen, L., Szczepanik, M. Epicutaneous immunization with DNP-BSA induces CD4+ CD25+ Treg cells that inhibit Tc1-mediated CS. Immunol Cell Biol. 90 (8), 784-795 (2012).
  7. Zemelka-Wiącek, M., Majewska-Szczepanik, M., Ptak, W., Szczepanik, M. Epicutaneous immunization with protein antigen induces antigen-non-specific suppression of CD8 T cell mediated contact sensitivity. Pharmacol Rep. 64 (6), 1485-1496 (2012).
  8. Marcińska, K., Majewska-Szczepanik, M., Maresz, K. Z., Szczepanik, M. Epicutaneous Immunization with Collagen Induces TCRαβ Suppressor T Cells That Inhibit Collagen-Induced Arthritis. Int Arch Allergy Immunol. 166 (2), 121-134 (2015).
  9. Marcińska, K., et al. Epicutaneous (EC) immunization with type II collagen (COLL II) induces CD4(+) CD8(+) T suppressor cells that protect from collagen-induced arthritis (CIA). Pharmacol Rep. 68 (2), 483-489 (2016).
  10. Majewska, M., et al. Epicutaneous immunization with myelin basic protein protects from the experimental autoimmune encephalomyelitis. Pharmacol Rep. 59 (1), 74-149 (2007).
  11. Tutaj, M., Szczepanik, M. Epicutaneous (EC) immunization with myelin basic protein (MBP) induces TCRalphabeta+ CD4+ CD8+ double positive suppressor cells that protect from experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). J Autoimmun. 28 (4), 208-215 (2007).
  12. Majewska-Szczepanik, M., et al. Epicutaneous immunization with protein antigen TNP-Ig alleviates TNBS-induced colitis in mice. Pharmacol Rep. 64 (6), 1497-1504 (2012).
  13. Majewska, M., et al. TCRalphabeta + CD8+ and TCRgammadelta+ lymphocytes inhibit the capability of peritoneal macrophages to induce contact hypersensitivity. Folia Biol (Krakow). 57 (1-2), 23-27 (2009).
  14. Ptak, W., et al. Epicutaneous immunization with protein antigen in the presence of TLR4 ligand induces TCR alpha beta+CD4+ T contrasuppressor cells that reverse skin-induced suppression of Th1-mediated contact sensitivity. J Immunol. 182 (2), 837-850 (2009).
  15. Majewska-Szczepanik, M., Strzepa, A., Marcińska, K., Wen, L., Szczepanik, M. Epicutaneous immunization with TNP-Ig and Zymosan induces TCRαβ+ CD4+ contrasuppressor cells that reverse skin-induced suppression via IL-17A. Int Arch Allergy Immunol. 164 (2), 122-136 (2014).
  16. Majewska-Szczepanik, M., Dorożyńska, I., Strzępa, A., Szczepanik, M. Epicutaneous immunization with protein antigen TNP-Ig and NOD2 ligand muramyl dipeptide (MDP) reverses skin-induced suppression of contact hypersensitivity. Pharm Rep. 66 (1), 137-142 (2014).
  17. Majewska-Szczepanik, M., Askenase, P. W., Lobo, F. M., Marcińska, K., Wen, L., Szczepanik, M. Epicutaneous immunization with ovalbumin and CpG induces TH1/TH17 cytokines, which regulate IgE and IgG2a production. J Allergy Clin Immunol. 138 (1), 262-273 (2016).
  18. Majewska-Szczepanik, M., Yamamoto, N., Askenase, P. W., Szczepanik, M. Epicutaneous immunization with phosphorylcholine conjugated to bovine serum albumin (PC-BSA) and TLR9 ligand CpG alleviates pneumococcal pneumonia in mice. Pharmacol Rep. 66 (4), 570-575 (2014).
  19. Tan, G., et al. Hydration effects on skin microstructure as probed by high-resolution cryo-scanning electron microscopy and mechanistic implications to enhanced transcutaneous delivery of biomacromolecules. J Pharm Sci. 99 (2), 730-740 (2010).
  20. Mondoulet, L., et al. Epicutaneous immunotherapy on intact skin using a new delivery system in a murine model of allergy. Clin Exp Allergy. 40 (4), 659-667 (2010).
  21. Strid, J., Hourihane, J., Kimber, I., Callard, R., Strobel, S. Disruption of the stratum corneum allows potent epicutaneous immunization with protein antigens resulting in a dominant systemic Th2 response. Eur J Immunol. 34 (8), 2100-2109 (2004).
  22. Callard, R. E., Harper, J. I. The skin barrier, atopic dermatitis and allergy: a role for Langerhans cells. TRENDS Immunol. 28 (7), 294-298 (2007).
  23. Eidsmo, L., Martini, E. Human Langerhans Cells with Pro-inflammatory Features Relocate within Psoriasis Lesions. Front Immunol. 22 (9), 300(2018).
  24. McKinney, M. M., Parkinson, A. A simple, non-chromatographic procedure to purify immunoglobulins from serum and ascites fluid. J Immunol Methods. 96 (2), 271-278 (1987).
  25. Methods in Immunology and Immunochemistry by: Curtis A Williams Merrill W. Chase vol. 2 Physical and chemical methods. , Academic Press. Now York. 359(1968).
  26. Wang, G., Wang, Y., Ma, F. Exploiting bacterial-origin immunostimulants for improved vaccination and immunotherapy: current insights and future directions. Cell Biosci. 14 (1), 24(2024).
  27. Zemelka-Wiacek, M., Majewska-Szczepanik, M., Gajdanowicz, P., Szczepanik, M. Contact Hypersensitivity as a murine model of allergic contact dermatitis. J Vis Exp. 26 (187), e64329(2022).
  28. Thomas, W. R., Watkins, M. C., Asherson, G. L. Differences in the ability of T cells to suppress the induction and expression of contact sensitivity. Immunology. 42 (1), 53-59 (1981).
  29. Walczak, A., Siger, M., Ciach, A., Szczepanik, M., Selmaj, K. Transdermal application of myelin peptides in multiple sclerosis treatment. JAMA Neurol. 70 (9), 1105-1109 (2013).
  30. Juryńczyk, M., et al. Immune regulation of multiple sclerosis by transdermally applied myelin peptides. Ann Neurol. 68 (5), 593-601 (2010).
  31. Beaujean, M., et al. The immunological effects of intradermal particle-based vaccine delivery using a novel microinjection needle studied in a human skin explant model. Vaccine. 41 (13), 2270-2279 (2023).
  32. Prins, M. L. M., Prins, C., de Vries, J. J. C., Visser, L. G., Roukens, A. H. E. Establishing immunogenicity and safety of needle-free intradermal delivery by nanoporous ceramic skin patch of mRNA SARS-CoV-2 vaccine as a revaccination strategy in healthy volunteers. Virus Res. 334, 199175(2023).
  33. Brough, H. A., et al. Epicutaneous sensitization in the development of food allergy: What is the evidence and how can this be prevented. Allergy. 75 (9), 2185-2205 (2020).
  34. Paris, J. L., Vora, L. K., Torres, M. J., Mayorga, C., Donnelly, R. F. Microneedle array patches for allergen-specific immunotherapy. Drug Discov Today. 28 (5), 103556(2023).
  35. Bartnikas, L. M., et al. Epicutaneous sensitization results in IgE-dependent intestinal mast cell expansion and food-induced anaphylaxis. J Allergy Clin Immunol. 131 (2), 451-460 (2013).
  36. Leyva-Castillo, J. M., et al. Mechanical skin injury promotes food anaphylaxis by driving intestinal mast cell expansion. Immunity. 50 (5), 1262-1275 (2019).
  37. Amberg, N., Holcman, M., Stulnig, G., Glitzner, E., Sibilia, M. Effects of depilation methods on imiquimod-induced skin inflammation in mice. J Invest Dermatol. 137 (2), 528-531 (2017).
  38. He, X., Jia, L., Zhang, X. The effect of different preoperative depilation ways on the healing of wounded skin in mice. MDPI Animals. 12 (5), 581(2022).
  39. Liu, I. -L., Wang, L. -F. Epicutaneous sensitization with protein antigen. Dermatol Sinica. 30, 154-159 (2012).
  40. Zemelka-Wiącek, M., Majewska-Szczepanik, M., Pyrczak, W., Szczepanik, M. Complementary methods for contact hypersensitivity (CHS) evaluation in mice. J Immunol Methods. 387 (1-2), 270-275 (2013).
  41. Majewska-Szczepanik, M., et al. Obesity aggravates contact hypersensitivity reaction in mice. Contact Dermatitis. 87 (1), 28-39 (2022).
  42. SanMiguel, A. J., Meisel, J. S., Horwinski, J., Zheng, Q., Grice, E. A. Topical antimicrobial treatments can elicit shifts to resident skin bacterial communities and reduce colonization by Staphylococcus aureus competitors. Antimicrob Agents Chemother. 61 (9), e00774-e00817 (2017).
  43. Strzępa, A., Majewska-Szczepanik, M., Lobo, F. M., Wen, L., Szczepanik, M. Broad spectrum antibiotic enrofloxacin modulates contact sensitivity through gut microbiota in a murine model. JACI. 140 (1), 121-133.e3 (2017).
  44. Meisel, J. S., et al. Commensal microbiota modulate gene expression in the skin. Microbiome. 6 (1), 20(2018).
  45. Arildsen, A. W., Zachariassen, L. F., Krych, L., Hansen, A. K., Hansen, C. H. F. Delayed gut colonization shapes future allergic responses in a murine model of atopic dermatitis. Front Immunol. 12, 650621(2021).
  46. Griffin, M. F., desJardins-Park, H. E., Mascharak, S., Borrelli, M. R., Longaker, M. T. Understanding the impact of fibroblast heterogeneity on skin fibrosis. Disease Models & Mechanisms. 13 (6), dmm044164(2020).
  47. Majewska-Szczepanik, M., Strzępa, A., Marcińska, K., Szczepanik, M. Epicutaneous immunization with TNP-Ig antigen induces CD11c+IL-10+ dendritic cells that promote suppression of Th1-mediated contact hypersensitivity in humanized HLA-DR4 transgenic mice. Int Immunopharmacol. 119, 110281(2023).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

태그

경피 면역법면역 조절 프로토콜접촉 과민성T 억제 세포T 작동 세포입양 전이피부 면역알레르기성 접촉 피부염병원체 관련 분자 패턴
표피 유도 면역조절의 쥐 모델(Murine Model of Epicutanely-Induced Immunomodulation)
문의하기
도서관에 추천하기

개인정보 처리방침

이용 약관

정책

저작권 © 2026 MyJoVE Corporation. 모든 권리 보유.