방법 논문

쥐 골수 손상 모델에서 골수내 골화를 통한 출생 후 골형성을 연구하기 위한 개선된 방법론

DOI:

10.3791/67727

⸱

2025년 2월 7일

 ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedic Surgery, UConn School of Medicine, 2Department of Neuroscience, UConn School of Medicine

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

쥐 골수 손상 모델은 막내 골화를 통한 출생 후 골형성을 연구하는 데 유용한 도구입니다. 이 단순화된 수술 프로토콜은 새로운 뼈 형성 및 손상 후 세포 반응의 다운스트림 평가를 위한 골수 절제 절차를 설명합니다.

초록

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

긴 뼈 손상은 연근 연골 또는 막내 뼈 형성 경로를 통해 치유됩니다. 연골 주형이 필요한 내연골 경로와 달리, 막내 골화 과정은 골격 줄기 및 전구 세포(SSPC)가 뼈를 형성하는 조골세포로 직접 전환되는 것을 포함합니다. 실험용 마우스에서 이 과정을 모델링하는 수술 방법은 제한적입니다. 여기에서는 생쥐의 골수 손상 모델을 개선하여 막내 골화를 통한 뼈 복구 연구를 용이하게 하고 골형성의 출생 후 조절자를 평가했습니다. 이 방법은 재현성이 높고 사용자 친화적이며, 마이크로 컴퓨터 단층 촬영(μCT) 및 동결 절편 조직학을 사용하여 단기간(손상 후 3-7일)에 새로운 뼈 형성을 시간적으로 평가할 수 있습니다. 또한, SSPC와 성숙한 조골세포의 기여도는 형광 리포터 마우스와 이 막내 골수 손상 모델의 조합을 사용하여 쉽게 평가할 수 있습니다. 임상적 맥락에서 막내 뼈 형성은 임계 크기 결함, 안정화된 골절, 피질 결함, 종양 절제술로 인한 외상 및 관절 치환술을 치유하는 것과 관련이 있습니다.

서론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

긴 뼈 손상은 내연골 또는 막내 뼈 형성 경로를 통해 치유됩니다. 연골 전구체 단계를 필요로 하는 내연골 경로와 달리, 막내 골화를 통한 뼈 복구는 골격 줄기 및 전구 세포(SSPCS)를 뼈 형성 조골세포로 직접 전환하는 것을 포함합니다1. 임상적으로 이 과정은 임계 크기 결함, 안정화된 골절, 피질 결함, 산만함 골형성, 종양 절제로 인한 외상, 관절 치환 임플란트의 골유착 등 다양한 상황에서 뼈 치유와 관련이 있습니다 2,3. 흥미롭게도, 긴 뼈 골절 환자를 대상으로 한 연구에서 66%-82%는 뼈를 안정시키기 위해 고정 장치가 필요한 전위 골절이 있었습니다 4,5. 이렇게 단단하게 안정된 뼈는 주로 부러진 뼈 끝이 서로 직접 접촉하기 때문에 막내 골화를 통해 치유됩니다 6,7. 그러나 막내 뼈 재생의 기계론적 조절은 내연골 경로를 통한 뼈 형성에 비해 상대적으로 연구가 부족합니다. 미국 식품의약국(FDA)이 승인한 뼈 치유 증진 요법은 제한적인 임상적 효능과 높은 비용으로 인해 어려움을 겪고 있으며 심각한 부작용과 관련이 있다8.

기계적 골수 절제술은 막내 뼈 형성을 연구하기 위한 귀중한 모델을 제공합니다. 이 간단한 손상 모델을 사용하면 피질 뼈를 파괴하지 않고 골수에서 뼈 재생을 연구할 수 있습니다. BM 절제 후 치유 과정에는 뚜렷하지만 중복되는 단계가 포함됩니다. 초기 단계는 처음 1-5일 동안 발생하며 혈전 형성 및 염증을 수반하며, 이때 염증성 세포와 사이토카인이 치유를 시작합니다. 3일차부터 14일차까지 두 번째 단계는 신생혈관화, 중간엽 줄기세포(MSC) 이동 및 증식, 조골세포 분화, 직조된 뼈 형성을 포함한 재생이 특징입니다. 최종 리모델링 단계는 수술 후 약 10일 후에 시작되며, 골수가 완전히 회복될 때까지 뼈 조직이 성숙 및 재구성을 거칩니다 569. 이러한 빠른 치유 타임라인으로 인해 BM 절제 모델은 특히 염증, 전구 세포 모집 및 조골세포 분화의 중요한 기간 동안 조기 뼈 복구 반응을 연구하는 데 이상적입니다. 조직학, 유세포 분석 및 정량적 μCT 분석과 같은 기술을 사용하여 초기 복구 단계에서 세포 반응 및 뼈 형성을 평가할 수 있습니다. 앞서 언급한 기술을 사용하여 BM 절제 모델은 막내 뼈 재생 메커니즘에 대한 통찰력을 제공하고 뼈 치유를 향상시키기 위한 주요 치료 대상을 식별하는 데 도움이 될 수 있습니다.

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프로토콜

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

다음 절차는 코네티컷 대학교 보건 센터 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)의 승인을 받아 수행되었습니다. 모든 수술은 미국 국립보건원(NIH) 지침에 명시된 멸균 상태에서 수행되었습니다. 통증과 감염 위험은 성공적인 결과를 보장하기 위해 적절한 진통제와 소독제로 관리되었습니다.

1. 수술 부위 및 기구의 준비

  1. 임상 등급의 소독제 클리너로 작업 표면을 소독하여 수술 시술실을 준비합니다.
    참고: 외과의는 멸균 일회용 장갑, 헤어 보닛, 가운 및 마스크를 포함한 적절한 개인 보호 장비(PPE)를 착용해야 합니다.
  2. 멸균 수술 패드로 덮인 발열 패드를 준비합니다. 모든 멸균 기구와 시약(Table of Materials)을 편리하게 이용할 수 있도록 모으고 정리합니다.

2. 수술 전 마취

  1. 수술 전에 모든 마우스의 무게를 측정하십시오. 사용 가능한 부프레노르핀(buprenorphine) 제형을 기반으로 사용할 진통제의 부피를 계산합니다.
  2. 인덕션 챔버와 노즈콘 어셈블리를 포함하는 멸균 작업 공간 내에서 동물 마취 장치를 조립합니다. 마우스 연령과 체중에 따라 산소 출력을 2L min-1 로 설정하고 이소플루란을 1.5-3%(v/v)로 설정합니다.
  3. 마우스가 진정되면 유도실에서 동물을 꺼내 앙와위 자세로 멸균 수술 패드에 놓습니다. 양쪽 눈에 안과용 윤활제를 바릅니다. 노즈콘을 머리 위에 놓습니다. 마우스가 발가락을 부드럽게 꼬집어 적절하게 마취되었는지 확인하십시오. 계속하기 전에 뒷다리 반사 반응이 없는지 확인하십시오.
  4. 수술 전에 콧방울에서 마우스를 잠시 제거하여 피하 경로를 통해 총 용량의 서방형 부프레노르핀을 주입합니다. 총 용량은 3.25mg/kg입니다.

3. 수술 절차 설명

참고: 이 수술 절차는 10주에서 24주 사이의 C57BL/6 수컷 및 암컷 마우스를 사용합니다. 이 절차는 생후 6주에서 최대 33주까지의 생쥐와 다른 사람들에 의해 나타난 바와 같이 다양한 근친 균주에 대해 수행할 수 있습니다 10,11. 어린 마우스는 더 짧은 바늘 길이가 필요할 수 있지만 나이가 많거나 큰 마우스는 더 긴 바늘이 필요할 수 있습니다.

  1. 26G 바늘이 장착된 3mL 주사기에 멸균 식염수를 채웁니다. 이것을 옆에 두십시오.
  2. 전기 또는 배터리로 작동되는 이발기(#40 블레이드)로 시술을 수행할 뒷다리의 털을 제거하고 수술 부위에서 느슨한 털을 제거합니다. 멸균 솜 팁 애플리케이터를 사용하여 요오드 기반 스크럽(10% 포비돈-요오드)으로 수술 부위를 치료한 다음 70% 이소프로필 알코올을 투여합니다. 무릎 중앙에서 시작하여 바깥쪽으로 원을 그리며 수술 부위를 문지릅니다. 사이트를 건조시키십시오. 스크럽 단계를 3회 반복합니다.
  3. 마우스를 등에 대고 수술 다리의 무릎을 구부립니다. 주로 사용하지 않는 손으로 마우스의 다리를 잡고 무릎이 가운데 손가락 위로 구부러지고, 두 번째 손가락은 대퇴골에 놓이고, 엄지 손가락은 경골에 놓이도록 합니다.
  4. 메스를 사용하여 슬개골 바로 아래에 작고 얕은 수평 절개를 만듭니다.
    참고: 이 단계는 삽입 사이트의 시각화를 향상시킵니다. 경험이 있으면 이 단계를 건너뛸 수 있습니다.
  5. 구부러진 무릎을 가로질러 바늘을 수평으로 놓고 대퇴골과 경골 사이의 공간을 느껴 관절 공간을 찾습니다. 이 해부학적 부위를 사용하여 25G 바늘을 잡고 무릎에서 근위부로 대퇴골 원위부에 수동으로 드릴링(바늘을 비틀고 동시에 바늘에 적당한 압력을 가하여)합니다. 슬개골 관통 또는 주위에 바늘을 삽입합니다.
  6. 마우스의 X-레이를 통해 바늘이 가능한 한 중앙에 가까운 골수강에 적절하게 배치되었는지 확인합니다(그림 1).
  7. 25G 바늘을 제거하고 즉시 26G 바늘을 골수강 내의 같은 구멍에 삽입합니다. 매끄러워질 때까지 수질강의 측면을 원을 그리며 최소 5회 반복합니다. 각 마우스 간의 리밍 동작 수를 일정하게 유지합니다.
    알림: 3.5단계 및 3.7단계는 주의해서 다루지 않으면 외과의가 주삿바늘 부상을 입을 수 있습니다.
  8. 26G 바늘을 제거하고 식염수 주사기에 연결된 26G 바늘을 교체합니다. 역류가 맑아질 때까지 캐비티를 세척합니다. 이를 위해서는 일반적으로 1.5-2mL의 식염수가 필요합니다. 주사기와 바늘을 제거하고 날카로운 용기에 안전하게 폐기하십시오.
    알림: 유체를 밀 때 저항이 없어야 합니다. 그렇다면 바늘을 다시 삽입하여 구멍 안에 있는지 확인하십시오. 바늘을 중간에 빼내야 할 수도 있습니다.
  9. 국소 접착제 봉합사를 사용하여 상처를 봉합합니다.

4. 수술 후 관리

  1. 수술 직후, 2.4단계의 용량을 사용하여 남은 절반의 서방형 부프레노르핀을 투여합니다.
    참고: 서방형 부프레노르핀은 최대 72시간 동안 통증을 완화합니다.
  2. 수술에서 깨어날 때까지 발열 패드에 있는 동물을 모니터링하여 정상적이고 호흡이 방해받지 않는 징후가 있는지 확인합니다. 보행이 가능해지면 쥐를 우리로 되돌려 보냅니다.
  3. 수술 후 3일 동안 하루에 한 번씩 쥐를 계속 모니터링하여 마우스가 제대로 치유되고 완전히 움직일 수 있는지 확인하고 통증의 징후를 관찰합니다.

5. μCT 스캐닝 및 분석을 위한 뼈 가공

  1. IACUC 또는 기타 해당 기관 정책에 의해 규제되고 승인된 인도적 안락사 방법에 따라 마우스를 안락사시킵니다. 여기에서는CO2 흡입의 1차 안락사 방법이 사용되었고, 그 다음으로 경추 탈구의 2차 방법이 사용되었습니다.
  2. 뒷다리 주위의 피부를 벗겨내고 고관절 부위의 팔다리 전체를 제거하여 대퇴골을 채취합니다.
  3. 임베딩 카세트에 있는 두 개의 스폰지 사이에 각 팔다리를 끼웁니다. 카세트의 뼈를 10% 포르말린 용액으로 옮기고 마우스의 나이와 크기를 고려하여 5-7일 동안 4°C에서 고정합니다.
    참고: 과도한 고정과 과소 고정은 모두 골수 해상도가 저하됩니다.
  4. 정착 후, 카세트를 인산염 완충 식염수(PBS)로 5분 동안 3회 세척합니다.
  5. 카세트에서 팔다리를 제거하고 필요에 따라 메스를 사용하여 근육을 잘라냅니다.
    참고: 다운스트림 응용 프로그램에 따라 거칠게 다루면 뼈의 골막층이 파괴될 수 있습니다.
  6. 무릎의 대퇴골을 작은 수술용 가위나 메스를 사용하여 인대를 조심스럽게 잘라 분리합니다.
    알림: 경골은 다른 용도로 사용하거나 폐기할 수 있습니다.
  7. 대퇴골을 1.7 mL 또는 15 mL 코니컬 튜브로 옮겨 70% 에탄올 용액에 넣습니다. 뼈는 μCT 스캔이 준비될 때까지 4°C에서 70% 에탄올을 유지할 수 있습니다.
  8. 대퇴골에서 섬유주 매개변수를 스캔하고 평가하여 정성적 및 정량적 데이터를 생성합니다.

6. 동결 절편 및 조직학을 위한 뼈 가공

참고: 뼈는 μCT 스캔을 받은 후 동결 절편 및 조직학을 위해 처리할 수 있습니다. 스캔은 형광 표지 또는 후속 항체 염색에 영향을 미치지 않습니다.

  1. 뼈를 70% 에탄올에서 PBS로 옮기고 3회, 1회당 5분씩 씻습니다.
  2. 각 농도에서 하룻밤 동안 4 ° C에서 PBS에서 10 %, 20 %, 30 %까지 일련의 자당 용액을 배양하십시오. 뼈를 30% 자당에 4°C에서 최대 5일 동안 보관하거나 -20°C에서 이 용액에 6-12개월 동안 삽입하여 삽입할 준비가 될 때까지 보관합니다.
    참고: 자당 구배를 사용하면 조직 침투가 더 좋아집니다. 6.1 단계 후, 뼈를 30 % 자당 용액에 밤새 직접 넣을 수 있습니다.
  3. 크라이오임베딩 몰드를 사용하여 뼈를 최적 절단 온도(OCT) 화합물에 내장합니다. 절편할 준비가 될 때까지 -80°C에서 보관하십시오.
  4. 저온 유지 온도를 -24°C에서 -26°C 사이로 설정하여 극저온 필름 테이프 방법을 사용하여 삽입된 뼈를 절편합니다.
  5. 광학 접착제를 사용하여 크라이오필름의 섹션을 접착 슬라이드에 부착하고 자외선(UV) 가교제를 사용하여 굳어질 때까지 경화합니다.

7. 유세포 분석 처리

참고: 이 프로토콜은 다양한 항체와 호환됩니다. 골격 줄기 세포와 전구 세포를 특성화하기 위해서는 골수에서 희귀한 세포 집단인 3-4개의 뼈를 함께 모으는 것이 좋습니다.

  1. FACS(Fluorescence-Activated Cell Sorting) 염색 배지(FSM)를 준비합니다. FSM 1000mL 용액을 만들려면 Hanks의 평형 염 용액(HBSS) 100mL, 4-(2-하이드록시에틸)-1-피페라진에탄술폰산(HEPES) 10mL, 소 태아 혈청(FBS) 20mL, dd H2O 870mL를 결합합니다. FSM 용액을 0.2μm 필터에 통과시킵니다.
  2. 조직을 채취하기 전에 페트리 접시에 칼슘과 마그네슘이 없는 4-5mL의 멸균 PBS를 채웁니다.
  3. 소화 매체를 준비합니다
    1. 대퇴골 4-6개마다 콜라겐분해효소 P 0.005g과 히알루로니다아제 0.02g을 함유한 PBS 10mL에 소화 혼합물을 준비합니다. 부드럽게 와류로 혼합하고 혼합물을 0.22μm 필터에 통과시킵니다.
  4. 5.2단계에 설명된 대로 수술 후 3일째에 뼈를 채취합니다. 메스 날로 모든 근육과 결합 조직을 제거하십시오.
  5. 페트리 접시에 5mL의 소화 매체를 채웁니다. 소화 매체에 4-6 개의 뼈를 놓습니다. 각 뼈를 잘게 자르고 첫 번째 절단은 세로 및 옆으로 자릅니다.
  6. 조직을 14mL 둥근 바닥 튜브로 옮기고 파라필름으로 밀봉합니다. 알루미늄 호일로 튜브를 덮습니다.
  7. 37°C에서 20분 동안 셰이커에 튜브를 수평으로 유지하여 흔듭니다.
  8. 셰이커에서 튜브를 제거합니다. 세포는 아래쪽에 뭉쳐집니다. 바닥의 세포를 방해하지 않고 소화된 물질을 부드럽게 모으고 70μm 필터에 다이제스트를 통과시킵니다. 10mL의 차가운 FSM이 들어 있는 새 50mL 튜브에 여과액을 모아 얼음 위에 보관합니다.
  9. 세포에 나머지 5mL의 분해 혼합물을 추가합니다. 파라필름으로 다시 밀봉하고 알루미늄 호일로 덮습니다. 위에서 설명한 대로 튜브를 흔듭니다. 7.7-7.8단계를 반복합니다.
  10. 37°C에서 20분 배양 후 70μm 필터에 FSM 10mL를 더 주입하여 7.8단계의 분해물이 포함된 동일한 튜브로 분해물을 옮깁니다.
  11. 현탁액을 4°C에서 274 x g 로 원심분리합니다. 상등액을 흡인하고 세포 펠렛을 수집합니다. 튜브를 부드럽게 두드려 펠릿을 제거합니다.
    참고: 원심력(g)은 170mm의 로터 반경을 기준으로 합니다. 로터 반경을 확인하고 그에 따라 속도를 조정하십시오.
  12. 적혈구 용해를 수행하려면 1mL의 암모늄-염화물-칼륨(ACK) 용해 완충액을 추가합니다. 모든 시약과 세포를 얼음 위에 보관하십시오.
  13. RT에서 약 5분 동안 ACK의 세포를 배양합니다. 세포가 과도하게 용해되지 않도록 5분을 초과하지 마십시오.
  14. FSM 9mL를 추가합니다. 274 x g 에서 4°C에서 5분간 원심분리기.
  15. 상층액을 흡인합니다. 튜브 랙에서 튜브를 부드럽게 긁어 세포 펠릿을 분해합니다.
  16. 10mL의 FSM(뼈 4개에 대한 부피, 결합된 뼈 수에 따라 조정 가능)을 추가하고 다시 현탁합니다.
  17. 각 샘플의 분취액을 채취하여 제조업체의 지침에 따라 프로피듐 요오드화물(PI)을 첨가합니다. cell counter로 살아있는 세포와 총 세포를 계산합니다.
  18. 유세포 분석 12,13,14를 위해 원하는 마커를 사용하여 샘플의 항체 염색을 진행합니다.

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결과

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기계적 골수(BM) 절제 절차의 성공 여부는 X선 영상으로 검증되었으며, 26G 바늘을 수질강에 삽입했습니다(그림 2A). X-ray 영상에서 바늘이 부적절한 각도로 삽입되었거나 뼈를 관통하는 것으로 나타났을 때, 정확한 배치를 확인하기 위해 바늘을 적절한 각도로 다시 삽입하고 다시 이미징했습니다. 성공적인 위치를 얻을 수 없을 때, 그 동물은 분석에서 제외되었다. 방사선 촬영 2차원(2D) 영상은 바늘이 BM 캐비티 내에 삽입되었음을 확인할 수 있지만 정확한 바늘 경로를 확인하려면 3차원(3D) 이미징이 필요합니다. 손상 범위와 위치는 대퇴골의 정성적 μCT 분석을 통해 조직 적출 시 추가로 평가되었습니다(그림 2B). 부상 후 7일째 되는 날, 섬유주 뼈의 빠르고 강력한 재생이 이루어졌는데, 이는 뼈 부피 분율이 7배 증가하고 섬유주 수가 두 배로 증가했으며(그림 2C-E

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토론

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목표는 골수 공간/공동에서 골수 줄기 및 전구 세포(SSPC)를 뼈 침착 조골세포로 직접 전환하는 데 중점을 두고 뼈 복구를 제어하는 분자 및 세포 과정을 연구하기 위한 신뢰할 수 있고 재현 가능한 방법을 확립하는 것이었습니다. 여기에 설명된 기계적 골수 절제법은 기계적 손상에 의한 골수 절제에 최적화되고 검증된 프로토콜로, 막내 뼈 형성을 조사할 수 있습니다. 이 프로토콜의 몇 가지 단계는 부상 후 견고한 뼈 형성 및 기술의 재현성을 보장하는 데 중요합니다. 첫 번째는 대퇴골 수질강에 바늘을 정확하게 삽입하는 것입니다. 이 단계에서 정렬 불량은 불완전한 골수 손상 및 주변 조직의 손상으로 이어져 결과에 변동성을 초래할 수 있습니다. 적절한 바늘 배치를 보장하려면 X선 이미징을 활용하여 골수 구멍을 넓히기 전에 바늘 위치를 시각화해야 합니다. 또 다른 중요한 단계는 골수강을 식염수로 씻어내어 BM 잔여물을 제거하고 골수를 풀어 새로운 뼈가 형성될 수 있는 공간을 만드는...

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공개 사항

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

저자는 보고할 공개 사항이 없습니다.

감사의 글

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

자금은 NIH/NIDCR R01-DE030716-01 및 NIH/NIAMS R01-DE030716-01S1에서 AS, NIH/NIMS R01AR080131에서 RG로, UConn REP Convergence Grant에서 RG 및 AS로 제공되었습니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
10% 포르말린 용액 Sigma-AldrichHT501128
25 G 0.625 인치 Air-tite EZ Flo 피하주사 바늘Ait tite/ Fisher Scientific14-817-239; 참조 #NEZ25058
26 G 1/2" 일회용 피하 주사 바늘Exel International/ Fisher Scientific14-840-83; 참조 #26402어떤 26 G 바늘이라도 대체될 수 있으며, 주사기에서 분리 가능해야 합니다 
3mL 멸균 주사기Fisherbrand/ Fisher Scientific 14-955-457
AB 멸균 패드McKesson/ Fisher ScientificNC0593755대안적으로 고압클레이브 가능한 흡수 패드를 사용할 수 있습니다 
아세트산, 빙하Millipore SigmaAX00731%
Ammonium-Chloride-Potassium (ACK) 용해 버퍼Gibco/ Thermo Fisher Scientific으로A1049201유세포 분석을 위한 적혈구 용해에 사용됩니다 
마취 유도 챔버 2 LVetEquip941444
베타딘(프로비돈-요오딘) 솔루션 Penn Veterinary Supply Inc/ Fisher ScientificNC0158124
부프레노르핀 HCL 주사 0.3 mg/mL Generic/ Covetrus59122
Collagenase P 를Roche11249002001뼈 소화에 사용
면봉 및 어플리케이터Fisherbrand/ Fisher Scientific 22-363-172
극저온 필름 유형 II C (10), 3.5cm섹션 랩, 일본CFS 105
DAPI 염색 용액 Abcamab228549
디지털 그램 스케일Toprime/ AmazonB06X6LW4V9어떤 브랜드의 스케일이든 사용하여 마우스를 무게를 잴 수 있습니다
제용 펜셉트 피셔브랜드/ 피셔 사이언티픽 08-953E; 08-953F
해부 가위 피셔브랜드/ 피셔 사이언티픽 08-940
Endure Low Profile Cryostat/Microtome BladesTanner ScientificTNR315LP
Ethiqa XR 부프레노르핀 서방형 1.3 mg/mLEthiqa XR/ Cevetrus72117규제 물질 구매를 위해 주 및 연방 DEA 면허를 취득해야 합니다
Fast Green, 0.2%Electron Miscroscopy Sciences EMS50-319-57
Fetal Bovine Serum heat 비활성화Gibco/ Thermo Fisher Scientific A5256801FACS 염색 매체(FSM)를 만드는 데 사용됨
Fluoromount-G 마운팅 솔루션 서던바이오테크 0100-01
GLUSEAL 국소 스킨 접착제 AD 외과 GLU-550
염소 안티-래빗 Alexa 647Thermo FisherA212441:300 희석
Hanks' Balanced Salt Solution (HBSS)Gibco/ Thermo Fisher Scientific14065056FACS 염색 매체 (FSM)를 만드는 데 사용됨Heating
Pad (large)Boncare/ AmazonB0CLHSWXSX어떤 브랜드의 가열 패드를 사용할 수 있으며, 천 커버를 제거하십시오.
HematoxylinMilliporeSigma/ Fisher ScientificM1051740500
HyaluronidaseMilliporeSigmaHX0514뼈 소화에 사용
Isoflurane 동물 마취 시스템VetEquip901810
KUBTEC 매개변수 2D 캐비닛 X선 시스템OncoMed 솔루션N/A모든 X선 캐비닛 이미징 시스템 사용 가능
마이크로 원심분리기 튜브Corning/ Thomas Scientific 8600A52
현미경 커버 유리, 18 mm x 18 mm, # 1 두께글로브 사이언티픽1414-10
N-2-하이드록시에틸피페라진-N-2-에탄 설폰산 HEPES (1M) Gibco/ Thermo Fisher Scientific156300-80FACS 염색 매체 (FSM)를 만드는 데 사용됩니다.
Norland 광학 접착제 NO61Edmund Optical37-322슬라이드에 크라이오필름 섹션을 부착하는 데 사용됩니다.
Osterix Rabbit 단클론 항체 Abcamab2094841:500 희석
Peroxigard 사용 준비 완료 One Step 소독제Virox Technologies29101다른 임상/실험실 등급 소독제
Propidium Iodide (PI)Invitrogen/ 써모 피셔 사이언티픽 P1304MPvioability counts를 위해 죽은 세포를 감지하는 데 사용되는 핵 형광 염색
충전식 전기 트리머Wahl / AmazonB001FWXKUE모든 클리퍼를 사용할 수 있으며, 더 작은 크기의 트리머를 사용하면 더 작은 동물을 더 쉽게 면도할 수 있습니다
설치류 코 콘VetEquip921609
Safranin O, 85 % 순수, 인증된 Fisher ScientificAC419211000
Seal'N Freeze 극저온 트레이 사각 금형전자 현미경 과학 EMS62642-01임베딩에 사용되며 다른 임베딩 몰드를 사용할 수 있습니다. 이 특정 모델에는 더 깊은 금형과 블록을 밀봉하는 뚜껑이 있습니다.
질산은시그마 AldrichS6506폰 코사 얼룩용 질산은
균 인산염 완충 식염수(PBS)Gibco/ Thermo Fisher Scientific10010023또는 여과 및 고압멸균된 새로 준비된 PBS를 사용할 수 있습니다
멸균 표준 메스Integra Miltex/ Fisher Scientific12-460-455
멸균 표준 메스Integra Miltex/ Fisher Scientific12-460-455
자당 분말 1 KGThermo Fisher Scientific036508-A1
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참고문헌

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