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방법 논문

외과적 자궁 손상과 후속 임신 결과에 대한 마우스 모델

1.8K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/67977

⸱

2025년 6월 27일

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

이 논문에서

요약

이 프로토콜은 마우스 모델에서 자궁 손상을 유도한 후 후속 임신 중에 다운스트림 분석을 수행하는 절차를 설명합니다.

초록

제왕절개(제왕절개) 및 기타 시술(확장 및 소파술, 근궁절제술 등)으로 인한 자궁 손상은 전치태반, 태반 부착 스펙트럼(PAS), 제왕절개 흉터 임신 및 자궁 파열을 포함한 후속 임신에서 여러 질병을 유발할 수 있습니다. 제왕절개는 미국 내 분만의 약 30%를 차지하며 비율은 증가할 것으로 예상됩니다. 그러므로, 부상과 관련된 임신 장애가 발생하는 메커니즘에 대한 더 깊은 이해와 가능한 중재를 테스트하기 위한 플랫폼이 필수적입니다. 이러한 목표를 달성하기 위해서는 자궁 손상에 대한 동물 모델, 특히 자궁 내 결과에 대한 손상의 영향을 다루는 모델이 매우 필요합니다. 이 프로토콜은 실험실 마우스(Mus musculus)에서 기계적으로 유도된 자궁 손상 모델에 대한 새로운 수술 절차를 설명합니다. 수술 준비, 자궁 손상 자체의 유도 및 수술 후 회복 절차를 위해 취한 조치가 시연됩니다. 임신하지 않은 마우스와 임신한 마우스 모두의 다운스트림 해부에 관한 추가 정보가 제공됩니다. 전반적으로, 이 프로토콜은 생체 내 모델에서 자궁 손상을 유도하기 위한 일련의 절차를 자세히 설명함으로써 자궁 상처 치유의 분자 및 세포 사건과 후속 임신에 미치는 영향을 설명하기 위한 다루기 쉬운 방법을 제시합니다.

서론

미국에서 출산 3건 중 1건이 제왕절개(제왕절개)를 통해 이루어지지만, 자궁이 어떻게 치유되는지, 그리고 손상된 자궁이 어떻게 후속 임신에서 합병증을 유발하는지에 대해서는 알려진 바가 거의 없습니다 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12, 13. 이러한 합병증에는 자궁 파열, 전치태반, PAS 및 제왕절개 흉터 임신이 포함되며, 이는 함께 하나 이상의 제왕절개를 한 환자의 ~2.5%에 영향을 미칩니다 1,2,6,8,12,14,15,16,17. 전치태반은 자궁 하부에 태반이 비정상적으로 배치되는 것이 특징입니다 4,16. 이는 자궁경부의 신체적 폐색과 임신 중 출혈 위험 증가를 유발할 뿐만 아니라 PAS 8,12의 더 심각한 침습성 질환에 대한 중요한 위험 요소이기도 합니다. PAS는 태반이 방광이나 직장까지 모계 조직으로 너무 깊숙이 침투하는 것으로 정의되며, 생명을 위협하는 모계 출혈을 막기 위해 종종 제왕절개 자궁절제술이 필요한 경우가 많다12,17. 제왕절개 흉터 임신은 드물지만 유산, 태아 사망, 조산을 포함한 관련 질환 비율이 높다18,19. 이전 제왕절개 병력과 관련된 합병증 외에도 근종절제술 또는 확장 및 소파술(D&C)과 같은 다른 자궁 시술도 환자의 이환율을 유발합니다. 예를 들어, 늦은 자연 유산 후 D&C를 받는 환자의 ~30%와 평활근종으로 인해 두 번째 자궁경 절제술을 받은 환자의 최대 46%가 Asherman syndrome(AS)의 특징인 자궁 내 유착이 발생합니다20,21. AS는 여성의 ~2%에 영향을 미치며 무월경, 월경통, 배아 착상 실패, 재발성 임신 손실, 조산 및/또는 PAS21,22를 유발합니다. 그러므로, 이전의 자궁 외상과 관련된 상당한 주요 이환율 및 사망률을 감안할 때, 실험적 동물 모델은 자궁 상처가 치유되는 메커니즘과 자궁 손상이 이후의 임신 결과에 미치는 영향을 규명하는 데 중요할 뿐만 아니라 새로운 진단 및 치료법 개발을 위한 플랫폼으로서 매우 중요하다23,24.

따라서 여러 연구에서 자궁 손상에 대한 쥐 모델을 개발했습니다. 그러나 초기 연구에서는 자궁 손상이 후속 임신에 미치는 영향을 조사하지 않았거나(25) 난소 절제술을 받은 마우스에서 자궁내막 수용성 창 밖에서의 배아 착상을 조사하기 위해 자궁 내강 표면의 손상을 제한했다26. 이러한 지식 격차를 해소하기 위해, 이 프로토콜에 기술된 모델은 다른 최근 연구와 함께 마우스에 자궁 손상을 도입하기 위한 새로운 수술 방법론을 제시합니다27,28. 이 프로토콜은 광범위한 접근성, 유전적 다루기, 짧은 임신 기간, 출생부터 사춘기까지의 빠른 시간, 큰 깔짚 크기 및 비용 효율성으로 인해 일반적인 실험실 쥐를 모델 유기체로 사용합니다. 또한, 생쥐에서 두 개의 자궁 뿔의 해부학적 특징은 각 실험 동물에서 손상되지 않은 뿔로 내부 제어를 가능하게 할 뿐만 아니라 흉터 vs. 전체 자궁 환경에 걸친 전반적인 결함. 이 프로토콜에 설명된 접근법은 간단한 등쪽 개복술을 수반한 후 버링된 바늘을 사용하여 단일 자궁 뿔의 자궁내막층과 근막층을 모두 절개하는 것입니다. 이 방법은 제왕절개 및 근궁절제술 중에 나타나는 부상을 가장 밀접하게 모방하지만, AS29,30에 선행하는 D&C와 같은 비절개 부상을 조사하기 위해 쉽게 수정할 수 있습니다. 부상 후, 동물은 회복할 수 있도록 한 다음 자궁 내 후속 결과에 대한 부상의 결과를 조사하기 위해 시간 제한 임신을 위해 스터드 수컷과 교미하도록 합니다27,28.

전반적인 전략은 다른 최근 연구와 유사하지만, 이 프로토콜에는 뚜렷한 이점을 제공하는 측면이 있습니다. 예를 들어, Li et al.과 Burke et al.은 모두 여기에 기술된 바와 같이 배쪽이 아닌 복부로 자궁에 접근했다31,32. 등쪽 접근법은 수행하기가 더 간단하고 동물의 수술 후 빠른 회복에 더 도움이 됩니다. Burke et al. 연구에서 임신하지 않은 마우스의 경우, 구부러진 바늘이나 큐렛을 사용하여 자궁내막을 긁어내어 D&C를 더 가깝게 모방했는데, 이는 제왕절개 및 근종절제술을 더 밀접하게 모델링한 본 프로토콜의 전체 두께 절개 손상과 대조적입니다32. 주산기 마우스에서, Burke 등은 여기에 기술된 바와 같이 배아가 착상하는 반-메소메트리 표면과 반대되는 메솜 시험에 절개를 도입했습니다. Li et al.31에서 사용한 가위와 반대로 버링된 바늘을 사용함으로써, 이 접근법은 D&C와 제왕절개 및 근종절제술을 모두 모델링하기 위해 전체 두께에서 자궁내막 제한 손상으로 더 쉽게 수정할 수 있습니다. Li 등과 Burke 등은 모두 봉합사로 자궁 상처를 봉합했는데, 이는 제왕절개 중 사건에 더 충실하지만 치유 과정에 추가적인 다양성을 야기할 뿐만 아니라 이물질 효과의 가능성도 초래한다 31,32,33,34,35,36. 쥐를 대상으로 한 유사한 연구에서는 복부 경로를 사용하여 임신하지 않은38,39 마리와 임신하지 않은37 마리의 동물 모두에서 봉합사 37,38,39 봉합사를 사용하여 봉합되는39 절개자궁 상처를 생성하기 위해 복부 경로를 사용했습니다. 그러므로, 여기에 제시된 프로토콜은 최소한의 수술 경험이 필요하고, 전층 자궁 손상 후 배아 착상 및 태반 관련 사건을 다루며, 자궁 내막의 D&C와 같은 손상을 포함한 다양한 질문에 쉽게 적응할 수 있는 쉽고 재현 가능한 접근법에 관심이 있는 연구자에게 특히 적합합니다27,28.

이 프로토콜의 1단계에서는 수술 전 단계를 간략하게 설명합니다. 2단계는 자궁 뿔에 손상을 입히는 수술 절차를 설명합니다. 마지막으로 3단계에서는 자궁 수술이 후속 임신에 미치는 영향을 조사하기 위해 임신한 댐을 해부하는 방법을 자세히 설명합니다. 전체적으로 이 연구는 자궁 상처 치유 및 관련 임신 결과에 대한 독특한 설치류 수술 모델을 제시하며, 이는 빠르게 수행되고 채택하기 쉽습니다.

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프로토콜

이 프로토콜에 설명된 모든 절차는 University of California, Davis의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)의 승인을 받았습니다(IACUC 프로토콜 #23985). 이 프로토콜에 설명된 절차는 일반적으로 생후 7-10주에서 체중이 19-25g 사이의 C3H 암컷에서 수행되지만, 이 프로토콜은 연구자의 질문에 따라 모든 균주, 연령 및 체중의 암컷 마우스에 적합합니다. 부상이나 고통의 징후가 없는 건강한 동물만 연구에 사용되도록 수술 전에 동물을 모니터링합니다. 시약과 사용된 장비에 대한 자세한 내용은 재료 표에 나열되어 있습니다.

1. 수술 부위의 준비

  1. 수술 전날, 모든 수술 기구(가는 집게(#5 또는 #55), 바늘 홀더, 구부러진 홍채 가위, 피부 클립 어플리케이터(클립이 장착됨))를 멸균 파우치와 오토클레이브에 넣으십시오.
  2. 주사용 마취제를 사용하는 경우, 0.9% 염화나트륨 식염수에 10mg/mL 케타민과 1mg/mL 자일라진을 희석하여 준비합니다.
    참고: 대안적으로, 노즈콘을 통해 전달되는 이소플루란은 허용 가능한 마취 형태입니다40.
  3. 수술 직전에 개인 보호 장비(PPE)를 착용하십시오: 실험실 가운, 수술용 헤어 캡, 수술용 안면 마스크 및 장갑.
  4. 수술 전 부위를 준비합니다.
    참고: 이것은 종이 타월을 깐 흡수성 벤치 패드 하나와 수술 전에 마취를 받은 후 동물이 쉴 수 있는 케이지로 구성될 수 있습니다. 동물 케이지에 종이 타월을 깔고 수술 전 벤치 패드 옆에 놓습니다.
  5. 수술용으로 지정된 동물의 무게를 찐 타르가 있는 플라스틱 비커 또는 이와 유사한 용기에 담아 저울 위에 올려놓습니다(그림 1A). 마취제, 진통제 및 식염수의 적절한 양을 계산하기 위해 무게를 기록하십시오.
  6. 다음 단계를 통해 동물에게 주사 가능한 마취를 투여합니다.
    1. 인슐린 주사기에 케타민/자일라진의 작업 희석액(1.1단계 참조)을 적절한 부피로 채워 100mg/kg 케타민 및 10mg/kg 자일라진의 용량을 달성합니다(그림 1B).
      참고: 예를 들어, 체중이 22g인 동물은 0.22mL의 10mg/mL 케타민과 1mg/mL의 자일라진 마취액이 필요합니다.
    2. 동물을 안전하게 긁고 누운 자세로 뒤집은 후 적절한 용량의 케타민/자일라진을 복강내(IP)로 주입합니다41 (그림 1C).
      알림: 필요에 따라 스커프 가드를 사용할 수 있습니다.
  7. 약 3분 동안 동물을 모니터링합니다. 이 기간 동안 움직임이 관찰되면 0.02mL의 케타민/자일라진 용액 I.P.41 을 추가로 주입합니다.
  8. 마취 후 ~10분 동안 앞발가락 꼬집기를 수행하여 적절한 진정 상태를 확인하십시오40,42.
    참고: 동물은 일반적으로 10-15분 이내에 수술 마취 평면에 도달합니다. C3H 마우스는 일반적으로 C57BL/6 또는 BALB/c 동물보다 ~20% 더 많은 마취제가 필요합니다(예: 20g 동물의 경우 0.24mL 케타민/자일라진 용액). 투여량은 각 개별 균주에 따라 경험적으로 결정해야 할 수 있습니다.
  9. 움직임을 멈춘 후, 피하(S.C.)41 에 0.5mg/kg 서방형 부프레노르핀을 주사합니다(그림 1D).
    참고: 서방형 부프레노르핀의 부피가 작고 점성이 있는 특성을 감안할 때 다른 손으로 피부를 천막하면서 견갑골 근처에 주사하는 것이 좋습니다.
  10. 동물의 눈을 보호하기 위해 멸균 면봉을 사용하여 안과 연고를 바르십시오(그림 2A).
  11. 마취된 동물을 종이 타월을 깐 수술 전 흡수 패드에 놓습니다.
  12. 털 트리머를 사용하여 등 아래쪽에서 중간 부분의 절개 부위를 조심스럽게 면도합니다(그림 2B). 종이 타월을 사용하여 여분의 털을 제거한 다음 보푸라기 롤러를 사용합니다(그림 2C).1.12
    알림: 제모 크림은 완전한 털 제거를 위해 멸균 면봉을 사용하여 바를 수 있습니다.
  13. 알코올 준비 패드와 포비돈 요오드 면봉을 사용하여 절개 부위를 다음과 같은 방법으로 소독합니다.
    1. 의도한 절개 부위의 중앙에서 시작하여 알코올 준비 패드로 바깥쪽으로 원을 그리며 닦습니다(그림 2D).
    2. 다음으로, 비슷한 방식으로 포비돈-요오드 면봉으로 절개 부위를 닦습니다(그림 2E).
    3. 신선한 알코올 준비 패드와 포비돈 요오드 면봉을 번갈아 가며 총 3회씩 사용합니다.
  14. 다음과 같이 수술 부위를 준비합니다( 그림 3A 참조).
    1. 조명기 아래에 두 번째 흡수 패드를 놓고 흡수 패드 위에 멸균 수술용 드레이프를 놓습니다.
    2. 장갑과 조명기를 70% 에탄올로 살균합니다.
    3. 멸균 수술 도구를 수술 드레이프 가장자리에 놓고 동물을 수술 부위 중앙에 놓습니다.
  15. 동물 위에 멸균 드레이프(예: Glad Press 'n Seal)를 놓고 주둥이만 노출시켜 멸균 필드를 만듭니다(그림 3B).
    알림: 사용하는 동안 깨끗한 수술 도구를 수술 부위 내의 멸균 드레이프와 같은 멸균 표면에 놓을 수 있습니다.
  16. 해당 부위에 절개를 생성하기 위해 면도한 부위 위에 작은 사각형을 자릅니다(그림 3C, D). 절개 부위의 구체적인 위치는 아래 2.1단계에 대한 참고 사항을 참조하십시오.

2. 자궁 손상의 외과적 유도

참고: 이 섹션에서는 임신하지 않은 암컷 쥐의 단일 자궁 뿔에 손상을 입히는 수술 및 절차에 대해 설명합니다. 먼저, 자궁 뿔의 상단을 노출시키기 위해 등쪽 개복술을 시행합니다. 그런 다음 구멍을 뚫은 25g의 바늘을 자궁 내강에 삽입하여 자궁 내막을 손상시키고 원하는 경우 자궁 내막을 절단합니다. 이것은 손상된 자궁 뿔에 세로로 난 상처를 만들어 자궁이 어떻게 치유되는지, 부상이 후속 임신에 어떤 영향을 미치는지와 같은 질문을 해결하기 위한 추가 실험을 가능하게 합니다. 수술을 하기 전에 동물에게 적절한 진정제를 투여하는 것이 중요합니다. 1단계에서 설명한 바와 같이, 몇 가지 매개변수는 동물이 적절하게 마취되었음을 나타냅니다. 여기에는 움직임 중단, 호흡수 감소, 앞다리 반사 부재 등이 포함됩니다. 또한, 가벼운 접촉에 대한 뒷다리 반사는 없어야 하지만, 충분한 압력이 가해지면 적절한 마취에도 불구하고 이러한 반사가 때때로 존재한다40,42.

  1. 가위(직선 또는 곡선 홍채 가위)를 사용하여 쥐의 등 피부를 2-3mm 절개하고 미세한 집게(#5 또는 #55)로 피부를 자릅니다.
    알림: 꼬리와 목 밑부분 사이의 ~1/3 거리와 정중선에서 ~0.5cm 거리를 자릅니다. 그림 4A를 참조하십시오.
  2. 난소 지방 패드 바로 위에 놓인 근막을 2-3mm 절개합니다(그림 4B).
  3. 한 쌍의 집게로 난소 지방 패드를 부드럽게 잡고 근막과 피부의 절개 부위에서 추출합니다(그림 4C).
    알림: 난소와 자궁이 체강에서 제거될 수 있도록 지방 패드의 일부를 잘라야 할 수도 있습니다. 여성 생식관 자체의 어떤 부분도 다치지 않도록 하고, 비장과 지방 패드 근처의 큰 혈관을 다치지 않도록 한다.
  4. 자궁의 위쪽 1/3을 노출시킨 후 다음을 수행합니다(그림 4D).
    1. 집게로 자궁 결찰을 부드럽게 고정합니다(그림 5A, B).
    2. 구멍이 뚫린 바늘의 날카로운 끝을 사용하여 자궁 상단에 작은 구멍을 만듭니다(그림 5A, B).
    3. 바늘을 조심스럽게 삽입하고 자궁 뿔의 항-메솜트라이얼 표면을 긁어내기 시작합니다(그림 5C).
    4. 자궁내막층과 근막층이 모두 완전히 천공될 때까지 계속 긁어냅니다(그림 5D).
      참고: 겸자 및/또는 바늘 삽입으로 과도한 압력을 가하면 자궁 결찰에서 자궁이 찢어질 수 있으며, 이로 인해 난관과 난소에서 자궁 뿔이 분리될 수 있습니다. 자궁 결찰술에 손상을 주지 않고 버링된 바늘로 자궁으로 들어가는 구멍을 만들기 어려운 경우 버링되지 않은 25G 또는 27G 바늘을 대안으로 사용할 수 있습니다. 그런 다음 버링된 바늘을 이 구멍에 삽입하여 위에서 설명한 대로 절개를 생성할 수 있습니다. 여기에 설명된 접근법에서는 자궁 뿔에 전체 두께의 절개가 도입됩니다. 그러나 덜 광범위한 자궁 손상을 원하는 경우 구멍이 뚫린 25G 바늘을 사용하여 자궁 내막과 같은 자궁의 가장 안쪽 층만 긁어낼 수 있습니다. 또한 이 절차는 이물질 반응이 추가 변수로 도입되는 것을 방지하기 위해 자궁을 폐쇄하기 위해 봉합사를 사용하지 않습니다. 그러나 자궁 봉합은 이 절차에 대한 허용 가능한 대안입니다.
  5. 집게를 사용하여 손상된 자궁 뿔을 체강으로 부드럽게 되돌립니다(그림 6A, B).
  6. 봉합사43, 근막, 크기 4-0 봉합사로 봉합하고 여분의 실을 제거합니다(그림 6C-E).
    참고: 일반적으로 단일 봉합사로 근막의 절개 부위를 봉합하기에 충분합니다.
  7. 스킨 클립 애플리케이터를 사용하여 클립으로 절개한 피부 부위를 닫습니다(그림 6F).
    참고: 절개 부위를 봉합하려면 1-2개의 클립이 필요합니다.
  8. 수술 후 지지 관리를 위해 진통제로41 10mg/kg Carprofen과 식염수 0.5mL(0.9% NaCl)를 피하 주사합니다. 그림 7A를 참조하십시오.
  9. 귀 펀치 또는 번호가 매겨진 금속 귀표를 사용하여 동물을 식별하십시오44.
  10. 수술 후 회복을 위해 동물을 가열된 케이지에 넣습니다(그림 7B).
    참고: 동물이 머리를 들 수 있게 되면 침구가 있는 일반 케이지로 되돌려 보냅니다. 아래의 2.12단계를 참조하십시오.
  11. 동일한 수술 도구로 추가 수술을 수행하는 경우 다음 단계를 수행하십시오.
    1. 먼저 70% 에탄올과 종이 타월로 청소합니다.
    2. 그런 다음 도구를 마른 유리 구슬 살균기에 30초 동안 넣어 재멸균합니다.
    3. 더 사용하기 전에 도구를 실온으로 식히십시오.
  12. 케타민/자일라진을 사용한 경우 수술 후 회복 후 ~1-2시간 또는 이소플루란으로 마취 후 ~5분 후에 이동 재개 후 동물을 동물 시설에 수용합니다.
  13. 동물의 통증과 고통의 징후가 있는지 매일 모니터링하고 수술 후 최대 3일 동안 필요에 따라 10mg/kg 카프로펜을 매일 주사합니다.
    참고: 찡그린 얼굴 척도45 와 신체 상태 점수46 은 동물 복지에 대한 표준 수의학적 평가입니다.

3. 자궁 손상의 결과를 평가하기 위해 임신한 쥐의 짝짓기 및 해부

참고: 특정 연구 질문에 따라 자궁 손상 후 다양한 종말점 분석을 수행할 수 있습니다. 예를 들어, 임신하지 않은 동물은 상처 치유의 동역학을 조사하기 위해 부상 후 다른 시점에서 해부할 수 있습니다27. 또한, 손상된 동물은 자연 교미나 배아 이식을 통해 임신시킬 수 있으며, 이는 부상이 후속 임신에 미치는 영향을 조사하기 위한 것이다27. 이 단계는 손상된 자궁 환경에서 배아 및 태반 발달에 대한 평가를 설명합니다. 특히, 이 단계에서는 임신 12.5일째(E12.5, 질 마개 아침은 E0.5로 정의됨, 질 마개 식별에 대한 자세한 내용은 아래 3.2단계)에 동물의 시간 지정 짝짓기 및 해부에 대한 세부 정보를 제공합니다. 전체적으로 3단계는 특정 실험 질문 세트를 검토하기 위해 부상 후 수행할 수 있는 다운스트림 분석의 예를 제공합니다.

  1. 수술 후 회복 후, 부상당한 암컷을 생후 11주 이상의 스터드 수컷과 함께 수용하여 시간 제한 교미47 를 수행한다.
    참고: 부상 후 회복 기간은 특정 연구 질문에 따라 결정됩니다. 이 프로토콜을 사용하는 연구는 일반적으로 시간 지정 짝짓기를 시작하기 전에 30일의 회복(테스트된 5-105일 범위)을 허용합니다. 트리오 또는 하렘 짝짓기는 주택 비용을 줄이고 이 실험적 접근 방식의 효율성을 높입니다. 그러나 이러한 짝짓기 구성은 기관의 승인이 필요하며 임신 중 해부 목적으로만 사용됩니다. 트리오나 하렘 짝짓기로 인한 출산은 동물에게 스트레스를 유발하며 일반적으로 권장되지 않습니다.
  2. 플러그가 식별될 때까지 매일 아침 질 마개 검사를 수행하며( 그림 8 참조), 이 시점에서 암컷은 스터드 수컷과 별도로 수용될 수 있습니다.
    알림: 플러그는 질관에 흰색 덩어리(그림 8A) 또는 전체 질 부위가 부풀어 오른 형태로 나타납니다. 플러그의 흔적이 외부에서 보이지 않으면 프로브 시커를 질관에 천천히 삽입할 수 있습니다(그림 8C, D). 프로브 시커의 구부러진 부분까지 팁을 완전히 삽입하기 전에 저항이 있으면 플러그가 있음을 나타냅니다. 플러그 점검은 하루 동안 플러그가 떨어지기 때문에 오전 ~7시 또는 가능한 한 이른 아침에 수행해야 합니다. 질 마개 확인에 대한 자세한 내용은 Behringer et al.48을 참조하십시오. 추가적이고 보다 신뢰할 수 있는 임신 확인을 위해 고주파 초음파를 사용할 수 있다 49,50. 초음파를 사용할 수 없거나 원하지 않는 경우, 체중 증가는 E7.7551에 의해 합리적인 정확도로 임신을 예측하는 것으로 입증되었다.
  3. 원하는 재태 연령에 동물을 희생(제도적으로 승인된 프로토콜에 따라)합니다. 동물 안락사를 수행하는 방법과 해부를 위한 재태 연령을 선택하는 방법에 대한 자세한 내용은 아래의 참고 사항을 참조하십시오.
    알림: 플러그 날짜는 E0.5로 지정됩니다. 다루고 있는 실험적 질문에 따라 희생 시점의 재태 연령을 선택합니다. 예를 들어, E4.5-E5.5는 이식 주위 생물학을 조사하는 데 적합합니다. E11.5-E14.5는 융합 태반의 존재를 포함하여 임신 중기 태반 결함을 조사하는 데 권장됩니다. 동물 안락사에 대한 제도적 지침을 따르십시오. 허용되는 절차는 8분의 CO2 잠복기, 2분의 대기 및 관찰 기간, 마지막으로 자궁경부 탈구를 통한 안락사의 2차 확인입니다.
  4. 안락사 후 다음과 같이 해부를 준비합니다( 그림 9A 참조).
    1. 동물을 해부 표면에 누운 자세로 놓습니다.
    2. 필요한 해부 도구(집게, 가위)와 1× PBS로 채워진 페트리 접시를 구합니다.
    3. 느슨한 털 가닥이 해부 부위에 달라붙는 것을 방지하려면 먼저 해부 전에 70% 에탄올, 물 또는 1×PBS로 복부 털을 적십니다.
  5. 집게로 복부 피부를 잡고 흉곽 바닥에 닿을 때까지 가위로 복부 길이를 따라 V 자 모양으로 절개합니다 (문자 "V"의 각 획마다 ~ 2cm 절개). 그림 9B-D를 참조하십시오.
  6. 아래쪽 복부 근육 벽을 V자형으로 절개하고(문자 "V"를 획을 그릴 때마다 ~2cm 절개) 집게로 잡고 복강이 보일 때까지 V자 모양으로 자릅니다. 그림 9E,F를 참조하십시오.
  7. 장과 다른 복부 내용물을 부드럽게 옆으로 움직여 자궁을 노출시킵니다. 배아가 들어 있는 자궁을 복강에서 꺼내 시야에 들어옵니다. 그림 9G를 참조하십시오.
  8. 복강에서 동봉된 배아와 함께 자궁을 제거합니다. 1×PBS가 미리 채워진 페트리 접시에 자궁을 놓습니다. 그림 9H를 참조하십시오.
    알림: 집게를 사용하여 먼저 난소 지방 패드를 잡습니다. 그런 다음 가위를 사용하여 먼저 난소 지방을 절단한 다음 중염색체 동맥, 질, 다른 자궁 뿔을 따라 중염색체 동맥, 마지막으로 두 번째 난소 지방 패드를 절단하여 자궁을 체강의 나머지 부분과 분리합니다. 현미경 또는 조직학과 같은 원하는 다운스트림 분석을 위해 필요에 따라 추가 해부를 수행할 수 있습니다. 예시 데이터는 그림 10 을 참조하십시오.

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결과

케타민/자일라진을 마취제로 사용한 수술 후 동물은 일반적으로 ~1시간 이내에 부분적으로 움직일 수 있고 ~4-6시간 이내에 완전히 움직일 수 있습니다. 이소플루란 마취로부터의 회복은 일반적으로 몇 분 이내에 이루어집니다. 상처 이탈 또는 통증과 같이 발생할 수 있는 모든 합병증은 일반적으로 수술 후 1-3일 이내에 나타납니다. 피부 절개 부위가 치유되고 피부 클립을 제거할 준비가 될 때까지 통증이나 합병증을 모니터링하기 위해 매일 건강 검진을 수행합니다.

동물은 자궁 상처 치유를 평가하기 위해 수술 후 다양한 시점에서 희생될 수 있습니다. 예를 들어, 그림 10A 는 손상 3일 후 손상된 자궁을 보여주고, 그림 10B 는 손상 1개월 후 손상된 자궁을 보여주며 이 시점에서 거시적 흉터의 최소한의 징후를 보여줍니다. 필요에 따라 추가 매개변수를 테스트할 수 있습니다. 여기에는...

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토론

제왕절개는 미국에서 분만의 ~33%를 차지하고 브라질 및 이집트와 같은 국가에서는 분만의 최대 55%-65%를 차지합니다12,52, 그러나 부상 후 자궁이 어떻게 치유되는지 또는 이러한 부상이 후속 임신에 어떤 영향을 미치는지에 대해서는 알려진 바가 거의 없습니다. 사전 제왕절개는 PAS(placenta accreta spectrum) 및 전치태반(placenta previa)과 같은 임신 장애의 주요 위험 요소이지만, 이러한 발생 기전은 명확하지 않습니다 3,6,14,17. 제왕절개 비율이 지속적으로 증가함에 따라 질병 메커니즘을 이해하...

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공개 사항

저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.

감사의 글

UC Davis Teaching and Research Animal Care Services(TRACS)의 지속적인 사육, 절차 및 물류 지원에 감사드립니다. UC Davis Cardiovascular Research Institute(CVRI) 동물 모델 코어와 코어 디렉터인 Dr. Yi-Je (Jay) Chen, D.V.M., Ph.D.에게 기술 지도 및 지원과 촬영을 위한 수술실 사용에 감사드립니다. 이 작업을 지원해 주신 Zhang 연구실의 모든 구성원에게 감사드립니다. 그림 5A 는 BioRender.com(https://BioRender.com/ig9sfon)로 만들어졌습니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
주사용 NaCl 0.9%, 멸균프레제니우스 카비63323-186-10
25G x 5/8인치 BD PrecisionGlide&무역; 바늘BD305122
70% 에탄올피셔 사이언티픽BP82031GAL
흡수성 4-0 비크릴 봉합사에티콘J214
동물 케이지VWR10712-110 및 10715-323연구원의 동물 시설에서 제공하는 케이지는 허용됩니다.
동물 귀 펀치피셔 사이언티픽13-812-201
AutoClip 상처 봉합 시스템정밀 과학 도구12020-00
U-100 인슐린 주사기피셔 사이언티픽14-826-79BD 브랜드
베타딘 면봉메드라인MDS093901
부프레노르핀 서방형, 1.3 mg/ml (Ethiqa XR)피델리스 제약099114대체 서방형 부프레노르핀 또는 부프레노르핀 HCl이 허용됩니다.
카프로펜(RIMADYL) 50mg/ml 조에티스림-00284R1
곡선 홍채 가위세계 정밀 기기501759지
건식 유리 구슬 수술 도구 살균기VWR 인터내셔널75999-324
건식 유리 구슬 리필VWR 인터내셔널75999-332
일반적으로 8주 내지 12주령의 암컷 마우스, 예를 들어, C3H 균주찰스 리버025
가는 가위 - 곡선 10.5 cm정밀 과학 도구14370-23
모피 트리머피셔 사이언티픽50-195-4544
기쁜 프레스 ' n 씰피셔 사이언티픽NC1089054
장갑, 니트릴피셔 사이언티픽19-130-1597C
H2O, 멸균 증류정밀 과학 도구15230170
수술용 조명기암스코프HL150-AY
케타민, 100 mg/mL (제타민)데크라501072
실험실 가운유린S-15376W-50
광학 현미경피셔 사이언티픽에스13039
보푸라기 롤러피셔 사이언티픽17-018-329
Nair 제모 크림과녁049-06-3304
바늘 홀더정밀 과학 도구12500-12
종이 타월스콧1804
페트리 접시피셔 사이언티픽08-757-100
인산염 완충 식염수(PBS)써모 피셔 사이언티픽10010023
플라스틱 비커써모 피셔 사이언티픽12010250
끝이 구부러진 프로브 시커피셔 사이언티픽08-995
피셔브랜드&무역; 인스턴트 씰링 살균 파우치 9cm(W) x 13.3cm(H)피셔 사이언티픽181250
피셔브랜드&무역; 인스턴트 씰링 살균 파우치 9cm(W) x 23cm(H)피셔 사이언티픽181251
집게, 미세, #5정밀 과학 도구11254-20
집게, 미세, #55 정밀 과학 도구11295-51
저울피셔 사이언티픽S93805
가위, 외과정밀 과학 도구14060-09
스프레이 병피셔 사이언티픽S413505P
멸균 알코올 준비 패드피셔 사이언티픽22-363-750
멸균 안과용 수의학 연고푸랄루베PH-푸랄루브-수의사
안구 연고 도포용 멸균 면봉피셔 사이언티픽18-366-472
살균 파우치피셔 사이언티픽19-910-673
수술용 드레이프피셔 사이언티픽50-209-1792
수술용 헤어 캡유린S-10480BLU
수술용 마스크피셔 사이언티픽18-048-010
Thomas Scientific 흡수성 벤치 언더패드, 벤치 패드, 16.5 x 23인치/42 x 58cm피셔 사이언티픽NC1588452
전체 바닥 온난화가 가능한 온난화/유도 챔버피셔 사이언티픽14-370-302
상처 클립 리필정밀 과학 도구12022-09
100mg/ml 자일라진데크라Rompun 100 mg/mL 자일라진

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