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방법 논문

Drosophila 유충에서 전기 충격에 의해 유도된 발작 활동

1.1K 조회수

⸱

DOI:

10.3791/68431

⸱

2025년 6월 6일

 ,  , 
1Division of Neuroscience, School of Biological Sciences, Faculty of Biology, Medicine and Health, University of Manchester, Manchester Academic Health Science Centre

이 논문에서

요약

이 프로토콜은 간질 치료를 위한 고유한 항경련 화합물을 식별하기 위해 Drosophila 유충을 사용하는 방법을 자세히 설명합니다.

초록

간질은 상당한 건강 부담을 안겨주며, 약물 불응성 환자의 수가 많을수록 악화됩니다. 일부 약물 불응성 환자는 비약물 치료(예: 미주신경 자극, 케톤 생성 식이요법 등)에 반응하지만, 많은 환자에게 최후의 수단은 발작을 완화하기 위해 까다롭고 비용이 많이 드는 수술입니다. 더 넓은 범위의 표적을 가진 항경련 약물이 필요하다는 것은 일반적으로 인정되고 있지만, 이를 달성하는 데 있어 장애물은 새로운 약물 표적을 식별하는 것입니다. 유전적으로 다루기 쉬운 모델 동물은 이와 관련하여 가능성을 제공합니다. 초파리( Drosophila melanogaster)는 발작의 기계론적 기초와 더 나은 치료법을 조사하는 강력한 모델이 되었습니다. 확인된 많은 파리 돌연변이는 유충과 성충이 강한 자극(전기적, 기계적 및/또는 열적)에 반응하여 발작과 같은 활동을 보이는 결과를 낳습니다. 이러한 돌연변이의 대부분은 인간의 유전적 간질에 기여하는 유전자와 상동하는 유전자(예: 전위의존성 Na+ 채널)에 있습니다. 또한 이제 파리 유전자를 질병 관련 돌연변이를 가지고 있는 인간 유전자로 대체하는 것도 가능합니다. 그리하여 이 보잘것없는 파리는 인간의 질병을 모델로 하는 아바타가 되었다. 이 연구는 항발작 가능성이 있는 고유한 화합물과 그 표적을 식별하기 위해 저처리량 및 중소 처리량의 약물 스크리닝에 초파리 유충을 사용하는 적절한 방법을 설명합니다.

서론

간질은 여전히 심각한 건강 부담으로 남아 있으며 전 세계 인구의 약 1%에 영향을 미칩니다. 현재 30가지 이상의 항경련제(ASM)가 임상 치료를 위해 존재하지만, 간질 환자의 약 1/3은 약물 불응성 상태로 남아 있으며, 이는 약물 치료에 잘 반응하지 않는다는 것을 의미합니다 1,2. 또한 시판되는 약물은 완화 효과에 그치므로 간질 발생을 예방하거나 치료제를 제공하지 않는다3. 따라서 더 나은 간질 치료법을 찾는 것이 매우 중요합니다. 보다 효과적인 치료법 개발을 가로막는 장애물은 새로운 약물 표적을 식별하는 것입니다. 실제로, 거의 모든 현재 ASM은 전압 의존성 나트륨 채널 (Nav)을 포함한 이온 채널과 γ-aminobutyric acid (GABA) 4 , 5에 의해 매개되는 억제성 신경 전달과 같은 유사한 표적에 영향을 미칩니다. 전통적인 약물 개발 방법을 계속 사용한다고 해서 이 시나리오가 근본적으로 바뀔 가능성은 거의 없다는 것이 일반적으로 받아들여지고 있습니다.

초파리 Drosophila melanogaster 및 제브라피시 Danio rerio를 포함하되 이에 국한되지 않는 실험실 모델 동물은 새로운 ASM 6,7,8을 식별하는 데 유용합니다. 실제로, PubMed에서 'Drosophila + seizure'를 검색하면 342개의 결과가 반환되는 반면, 제브라피쉬를 동일하게 검색하면 578개의 결과가 반환됩니다(두 검색 모두 2025년 1월 29일에 수행됨). 생쥐를 대상으로 한 유사한 연구의 수(~15,000건)에 비하면 왜소하지만, 모델 시스템을 사용한 연구의 수는 계속 증가하고 있습니다. 이러한 연구는 문(phyla) 전반에 걸쳐 CNS 기능의 기계론적 보존으로 인해 가능합니다. 더욱이, 파리와 어류의 유도 발작은 임상적으로 사용되는 ASM으로 효과적으로 치료되며, 이는 발작 행동의 뉘앙스가 겉으로 보기에는 다르게 보일 수 있지만 근본적인 메커니즘은 공통점이 많다는 것을 보여줍니다 7,9,10.

초파리(Drosophila)는 인간 생물학을 이해하는 데 많은 중대한 기여를 했습니다. 간질과 관련하여, 이 모델 시스템은 식별 가능하고 실험적으로 접근 가능한 뉴런과 결합된 비교할 수 없는 유전 도구 상자를 제공합니다7. 더욱이, 유충 및 성체 CNS에 대한 커넥톰이 현재 발표되었으며, 수많은 세포 특이적 유전적 드라이버 라인이 확인되었습니다11,12. 의미심장하게도, 성충 파리가 자세를 잃고 발작과 같은 활동(예: 날개 윙윙거림, 다리 흔들기 등)으로 강한 기계적 자극에 반응하는 돌연변이의 한 종류가 우연히 확인되었습니다. 이 종류의 돌연변이는 '뱅에 민감한(bang-sensitive)'13,14,15,16이라고 불린다. 이후 인간의 열성 발작을 반영하는 온도 상승에 반응하는 두 번째 종류의 발작 돌연변이가 확인되었습니다17,18. 그러나 성충 파리의 실험적 다루기 쉬움은 이 동일한 곤충 모델의 유충 단계에 비해 다소 감소합니다. 예를 들어, 성충 파리에게 약물을 먹이는 것은 어려울 수 있으며 전기 생리학 및 광유전학과 같은 보다 침습적인 기술은 더 어려울 수 있습니다. 대조적으로, 초파리 유충은 번데기를 가능하게 하기 위해 단 5일 만에 몸부피를 ~100배까지 확장하기 위해 끊임없이 먹습니다. 따라서 우리는 유충 단계에서 적절한 약물 공급을 확신할 수 있습니다. 배발생(embryogenesis)은 잘 문서화되어 있고 정확하게 단계화될 수 있으며, 그 결과 회로 형성에 이르기까지 신경세포의 전기적 특성의 첫 번째 획득을 포함하여 중추신경계 발달의 주요 이정표를 식별했습니다19. 일단 부화하면 유충은 5일째가 되면 '방황'이 될 때까지 3번의 탈피(또는 instars)를 거쳐 번데기가 될 안전한 장소를 찾기 위해 먹이를 떠납니다. 번데기가 ~100시간 지나면 성충 파리가 새로운 몸과 중추신경계로 나타납니다(그림 1).

성충의 발작을 유발하는 기술은 유충 단계에 적합하지 않습니다. 유충은 감각 털이 부족하며, 기계적 자극 중에 동기화된 활성화로 인해 발작이 발생할 수 있습니다. 따라서 이러한 어려움을 극복하기 위해 방황하는 유충 단계에서 발작을 유도하는 전기 충격 기술이 개발되었습니다. 유충과 성충 모두에 걸친 발작 유도 기술에 대한 후속 비교 분석은 유충 전기 충격이 돌연변이 유형(예: 강타 민감성 대 온도)에 훨씬 덜 의존한다는 것을 보여줍니다. 따라서, 우리는 이 기술이 최적의 발작 유도 방법이 알려지지 않은 경우 새로운 돌연변이를 테스트하는 데 선호되는 방법이어야 한다고 제안합니다20. 유충 전기 충격 기술은 간단하고 빠르며 최소한의 장비만 필요합니다. 이 기술은 인간 간질의 유전적 다양성을 반영하는 다양한 돌연변이에서 항발작 효능을 위해 새로운 화합물 또는 유전자 요법을 스크리닝하는 효율적인 수단을 제공합니다.

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프로토콜

이 연구에는 초파리( Drosophila melanogaster)가 사용되었다(자세한 내용은 결과 섹션 참조). 이 기술은 방황하는 세 번째 instar 유충(L3)에 가장 적합합니다. 실험 프로토콜은 비교적 간단하지만 완벽하려면 연습이 필요합니다. 우리의 경험에 비추어 볼 때, 신입생은 분석을 마스터하는 데 약 2주가 소요되며, 경험이 많은 다른 조사자가 카메라 지원 해부 현미경 또는 이와 유사한 것을 사용하여 실시간으로 분석을 수행하는 것을 보는 것이 큰 이점이 있습니다. 이 연구에 사용된 시약과 장비는 재료 표에 나열되어 있습니다.

1. 애벌레 선택

  1. 표준 식품(물 5L, 포도당 390g, 옥수수 360g, 효모 250g, 한천 40g, 니파진 135mL, 프로피온산 15mL)이 들어 있는 파리 바이알/병의 측면에서 유충을 수집합니다.
  2. 활발하게 움직이고 음식을 남겨두고 용기 측면을 기어 올라간 유충만 사용하십시오(방황하는 세 번째 instars, L3). 운동이 크게 감소하는 번데기 이전을 선택하지 마십시오.

2. 감전 절차

  1. 떠돌이 L3 하나를 제거하고 작은 플라스틱 페트리 접시(크기는 상관없음)에 옮기고 ddH2O로 부드럽게 씻어 음식물 찌꺼기를 제거합니다. 여기에는 작은(000) 붓이 적합합니다.
  2. 페인트 브러시를 사용하여 한 번 씻은 유충을 빈 플라스틱 접시에 옮깁니다(다시 말하지만 크기는 중요하지 않습니다). 집게로 잡은 작은 종이 타월 조각으로 유충을 말리십시오. 과도한 ddH2O를 제거하되 플라스틱 접시에 달라붙지 않도록 유충을 완전히 건조시키지 마십시오.
  3. 유충이 30초 동안 회복할 때까지 기다립니다. 이렇게 하면 전기 충격 프로브를 쉽게 배치할 수 있습니다(아래 참조).
  4. View 저전력 해부 현미경(15-20x)으로 유충을 관찰하고 정상적인 크롤링 행동이 재개되면 전기 충격 프로브(자세한 내용은 3단계 참조, 그림 2A 참조)를 CNS의 대략적인 위치 위에 있는 유충의 앞쪽 등쪽 표면에 부드럽게 놓습니다( 그림 2C 참조).
    알림: 이 단계는 매우 중요하며 프로브 와이어와 큐티클 사이에 우수한 전도성을 제공하기 위해 충분한 압력을 가해야 하지만 유충이 손상되지 않도록 주의하십시오. 따라서 유충을 깊이의 약 1/3에서 1/2만큼 짓밟으십시오.
  5. 2s 펄스의 정전압을 적용하며, 그 강도는 적정 곡선을 통해 미리 결정되었습니다(그림 3). 모든 절연 전압 자극기가 여기에 적합합니다. 여기에 사용된 것은 그림 2B에 나와 있습니다.
  6. 감전 후 타이머를 시작하십시오. 충격에 대한 반응으로 유충은 일시적인 마비를 일으킨 후 때때로 체벽 근육 활동과 구르는 행동의 경련을 일으켜 정상적인 기어 다니는 행동을 중단시킵니다.
  7. 유충이 접시의 원래 위치에서 명확하게 멀어지면 타이머를 중지하십시오. 발작 지속 시간 또는 회복 시간(RT)은 자극 시작과 정상적인 크롤링 행동(예: 전진 이동을 초래하는 완전한 전방 연동파)의 재개 사이의 기간으로 정의됩니다.
  8. 하루가 끝나면 먼저 100% 에탄올로 헹군 다음 ddH2O로 프로브 와이어를 조심스럽게 청소합니다. 확대하여 와이어를 주의 깊게 검사하고 필요한 경우 집게를 사용하여 와이어의 잔여물을 부드럽게 긁어냅니다. 그렇게 할 때 두 전선 사이의 거리를 변경하지 않도록 각별히 주의하십시오.

3. 전기 충격 프로브 구조

  1. 2 x 1m 길이의 전선(가늘고 유연해야 함, 즉 ~3A 정격)이 필요합니다. 각 와이어의 끝에 5cm 길이의 텅스텐 와이어를 납땜합니다(접촉을 최대화하려면 납땜하기 전에 노출된 전선 끝 부분에 텅스텐 와이어를 감습니다). 푸시핏 커넥터(예: 바나나 플러그)를 전선의 다른 쪽 끝에 납땜하여 전압 자극기에 쉽게 연결할 수 있습니다.
  2. 두 텅스텐 와이어를 전극 홀더에 고정하여 와이어가 서로 평행이 되도록 합니다(그림 2). 유리 모세관의 작은 부분(길이 ~2cm)은 프로브 잠금 나사 아래에 와이어를 제자리에 고정하는 데 사용됩니다.
  3. 집게를 사용하여 와이어 홀더에서 나오는 위치에서 1-2mm 이내로 오도록 와이어를 구부립니다. 텅스텐 와이어를 구부리는 것은 와이어가 '메모리'를 유지하기 때문에 쉽지 않으므로 인내가 필요합니다. 이 프로세스에 도움이 되는 팁에는 전기 절연 테이프 및/또는 블루택(또는 유사한 모델링 퍼티)을 사용하여 와이어를 올바른 방향/거리로 유지하는 데 도움이 되는 것이 포함됩니다.

4. 프로브 교정

  1. 적절한 야생형(음성 대조군)과 발작 돌연변이(양성 대조군)의 떠돌이 L3의 재고가 있는지 확인합니다. 각각 ~100개가 필요합니다.
  2. 위에서 설명한 대로 한 번에 하나씩 유충을 준비합니다.
  3. 프로브를 사용하여 테스트된 각 전압에 대해 각 유전자형의 충분한 유충에 전압 범위를 적용합니다. 0 V, 2 V, 4 V, 6 V, 8 V, 10 V 및 12 V는 전압 당 10-15 마리의 유충 사이의 2 초 동안 적용되는 것이 좋습니다. 각 유충에게 한 번만 충격을 가하십시오.
  4. 각 유충의 회복 시간을 측정하고 두 유전자형에 적용된 각 전압 단계의 평균을 계산합니다.
  5. 그래프에 평균을 플로팅하고 데이터를 직선으로 피팅합니다.
  6. control과 seizure mutant 사이에 명확하고 중요한 차이가 있는 전압을 선택하십시오. 회복 시간이 지나치게 긴 전압을 선택하지 않도록 주의하십시오. 그렇지 않으면 복구를 위한 긴 대기 시간으로 인해 생산성이 저하됩니다.
    참고: 이 연구는 종종 야생형의 경우 50-100초, 파라bss의 경우 200-300초의 회복 시간을 초래하는 자극 전압을 사용했습니다. 예시적인 검량선은 그림 3에 나와 있습니다. 유충의 등쪽 표면에 프로브를 누르는 행위를 설명하기 위해 0V를 사용하는 것이 중요합니다. 이것은 어느 정도의 마비를 일으키는데, 이는 유충의 방어 기제일 가능성이 높습니다.

5. 실험 실행

  1. 원하는 유전자형 또는 약물 노출의 전기 충격 유충을 측정하고 발작 회복 시간을 측정합니다.
    참고: 테스트 유충의 경우 일반적으로 n = 20으로 충분하지만 파일럿 분석을 기반으로 한 전력 계산은 보다 명확한 n 숫자를 제공합니다.
  2. 각 실험 중에 항상 negative(예: wild type) 및 positive( 예: parabss) 대조군을 실행합니다. n 숫자는 높을 필요가 없습니다. n = 5이면 충분합니다. 이를 통해 분석이 예상대로 작동했다는 확신을 얻을 수 있습니다(예: 프로브 또는 자극기에 문제가 없음).
  3. 회복 시간이 지나치게 길어지는 것을 피하기 위해 컷오프(예: 300초)를 적용하고 회복 시간이 30초 이상인 발작만 정량화할 수 있는 발작으로 간주합니다.

6. 약물 스크리닝

  1. 적절한 용매에 용해된 약물을 식품 표면에 직접 첨가하고 담그십시오(에탄올을 사용하는 경우 용매 증발 시간). 또는 녹은 파리 음식에 약물(적절한 용매)을 첨가할 수 있습니다. 자세한 내용은 결과 섹션을 참조하십시오.
  2. 녹은 음식에 약물을 첨가하려면 바이알에서 음식을 퍼내고 다시 녹인 다음 음식이 40 °C로 냉각되면 약물을 넣고 와류 믹서로 혼합 한 다음 녹은 음식 5mL를 바이알에 다시 넣고 사용하기 전에 식히십시오.
  3. 농도 구배를 실행하여 최적의 약물 농도를 식별합니다.
    참고: 좋은 시작점은 식품 표면에 직접 3mM 약물 용액을 첨가하거나(표준 초파리 바이알당 200μL) 용융된 식품에 3mM 농도를 만드는 것입니다. 성인 암컷은 이 음식에 직접 알을 낳을 수 있거나 필요에 따라 선택한 단계에서 유충을 추가할 수 있습니다. 사용된 용매는 차량 제어로 선택한 바이알에 단독으로 첨가해야 합니다.

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결과

수많은 초파리 돌연변이가 향상된 발작과 유사한 행동을 보인다 7,20. 이러한 돌연변이의 유전적 기초는 다양하며, 이는 인간 간질의 유사하게 다양한 유전적 원인을 유리하게 모방합니다. 가장 많이 연구된 초파리 돌연변이 중 세 가지는 parabangsenseless(parabss), julius seizure(jus) 및 easily-shocked(eas)입니다. parabss 돌연변이는 마비성 전압 개폐 Na+ 채널의 기능 이득을 초래하고, eas는 에탄올아민 키나아제를 인코딩하며, jus는 아직 확인되지 않은 막 단백질입니다(jus는 최근까...

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토론

초파리 유충에서 발작을 유도하는 전기 충격 방법은 새로운 항발작 화합물 또는 유전자 조작을 식별하기 위한 간단하면서도 효율적인 스크리닝을 제공합니다. 그러나 이것은 정성적 분석이기 때문에 주요 한계는 이 방법이 작은 효과 크기를 쉽게 식별할 수 없다는 것입니다. 그럼에도 불구하고, 연구자당 주당 최대 ~5개의 화합물을 스크리닝할 수 있는 중간 처리량은 매우 강력한 전체 동물 분석을 제공합니다. 이 기술의 단순성은 학부 수준의 실험실 프로젝트에도 적합합니다. 따라서 3-4명의 연구원은 비교적 짧은 시간에 많은 화합물을 스크리닝할 수 있으며 동등한 마우스 발작 분석을 사용하는 것보다 훨씬 적은 비용으로 스크리닝할 수 있습니다. 분석의 자동화는 처리량을 더욱 증가시킬 것입니다. 그러나 이 연구는 이를 수행하는 데 성공하지 못했습니다. 한천 내에 두 개의 전극이 내장된 리튬 함유 한천을 여러 유충에게 동시에 충격을 가하려고 시도했지만 성공하지 못했습니다. 아마...

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공개 사항

저자는 경쟁 이익이 없음을 선언합니다.

감사의 글

우리는 수년에 걸쳐 이 기술을 공동으로 개발한 많은 Baines 연구소 직원, 특히 이 기술을 견고하고 신뢰할 수 있도록 많은 노력을 기울인 Richard Marley에게 감사드립니다. 그림 2에 표시된 유충을 그려 준 Anna Munro에게 감사드립니다. 이 기술을 개발하는 데 기여한 Baines 실험실의 연구는 BBSRC, MRC 및 Wellcome Trust의 아낌없는 지원을 받았습니다. 이 작업은 현재 R.A.B.(Grant 217099/Z/19/Z)에 대한 Wellcome Trust 조사자 상의 자금 지원으로 지원됩니다. 이 기술의 개발은 대학과 웰컴 트러스트(Wellcome Trust, Grant 087742/Z/08/Z)의 기금을 통해 설립된 맨체스터 플라이 시설(Manchester Fly Facility)의 도움도 받았습니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
전극 홀더세계 정밀기기 M3301
유리 모세관하버드 악기GC100F-10 시리즈
텅스텐 와이어 (99.95%)굿펠로우 케임브리지, 영국직경 0.1mm
전압 자극기Digitimer Ltd, 영국DS2A mkII 정전압 절연 자극기 

참고문헌

  1. Fiest, K. M., et al. Prevalence and incidence of epilepsy: A systematic review and meta-analysis of international studies. Neurology. 88 (3), 296-303 (2017).
  2. Knezevic, C. E., Marzinke, M. A. Clinical use and monitoring of antiepileptic drugs. J Appl Lab Med. 3 (1), 115-127 (2018).
  3. Denton, A., et al. Definitions and risk factors for drug-resistant epilepsy in an adult cohort. Front Neurol. 12, 777888(2021).
  4. Meldrum, B. S., Rogawski, M. A. Molecular targets for antiepileptic drug development. Neurotherapeutics. 4 (1), 18-61 (2007).
  5. Sanchez, J. D., Gomez-Carpintero, J., Gonzalez, J. F., Menendez, J. C. Twenty-first century antiepileptic drugs: An overview of their targets and synthetic approaches. Eur J Med Chem. 272, 116476(2024).
  6. Cunliffe, V. T., et al. Epilepsy research methods update: Understanding the causes of epileptic seizures and identifying new treatments using non-mammalian model organisms. Seizure. 24, 44-51 (2015).
  7. Baines, R. A., Giachello, C. N. G., Lin, W. H. Drosophila. In Models of seizures and epilepsy. (2nd ed.). , 345-358 (2017).
  8. Burrows, D. R. W., et al. Imaging epilepsy in larval zebrafish. Eur J Paediatr Neurol. 24, 70-80 (2020).
  9. Reynolds, E. R., et al. Treatment with the antiepileptic drugs phenytoin and gabapentin ameliorates seizure and paralysis of Drosophila bang-sensitive mutants. J Neurobiol. 58 (4), 503-513 (2004).
  10. Baraban, S. C., Dinday, M. T., Hortopan, G. A. Drug screening in SCN1A zebrafish mutant identifies clemizole as a potential Dravet syndrome treatment. Nat Commun. 4, 2410(2013).
  11. Scheffer, L. K., et al. A connectome and analysis of the adult Drosophila central brain. Elife. 9, e57443(2020).
  12. Winding, M., et al. The connectome of an insect brain. Science. 379 (6636), eadd9330(2023).
  13. Ganetzky, B., Wu, C. F. Drosophila mutants with opposing effects on nerve excitability: Genetic and spatial interactions in repetitive firing. J Neurophysiol. 47 (3), 501-514 (1982).
  14. Song, J., Tanouye, M. A. From bench to drug: Human seizure modeling using Drosophila. Prog Neurobiol. 84 (2), 182-191 (2008).
  15. Parker, L., Howlett, I. C., Rusan, Z. M., Tanouye, M. A. Seizure and epilepsy: Studies of seizure disorders in Drosophila. Int Rev Neurobiol. 99, 1-21 (2011).
  16. Parker, L., Padilla, M., Du, Y., Dong, K., Tanouye, M. A. Drosophila as a model for epilepsy: BSS is a gain-of-function mutation in the para sodium channel gene that leads to seizures. Genetics. 187 (2), 523-534 (2011).
  17. Schutte, R. J., et al. Knock-in model of Dravet syndrome reveals a constitutive and conditional reduction in sodium current. J Neurophysiol. 112 (4), 903-912 (2014).
  18. Das, A., Smith, M. A., O'Dowd, D. K. A behavioral screen for heat-induced seizures in mouse models of epilepsy. J Vis Exp. (173), e62846(2021).
  19. Baines, R. A., Bate, M. Electrophysiological development of central neurons in the Drosophila embryo. J Neurosci. 18 (12), 4673-4683 (1998).
  20. Mituzaite, J., Petersen, R., Claridge-Chang, A., Baines, R. A. Characterization of seizure induction methods in Drosophila. eNeuro. 8 (4), (2021).
  21. Pavlidis, P., Ramaswami, M., Tanouye, M. A. The Drosophila easily shocked gene: A mutation in a phospholipid synthetic pathway causes seizure, neuronal failure, and paralysis. Cell. 79 (1), 23-33 (1994).
  22. Horne, M., et al. julius seizure, a Drosophila mutant, defines a neuronal population underlying epileptogenesis. Genetics. 205 (3), 1261-1269 (2017).
  23. Menezes, L. F. S., Sabia Junior, E. F., Tibery, D. V., Carneiro, L. D. A., Schwartz, E. F. Epilepsy-related voltage-gated sodium channelopathies: A review. Front Pharmacol. 11, 1276(2020).
  24. Kuebler, D., Tanouye, M. Anticonvulsant valproate reduces seizure-susceptibility in mutant Drosophila. Brain Res. 958 (1), 3642(2002).
  25. Marley, R., Baines, R. A. Increased persistent Na+ current contributes to seizure in the slamdance bang-sensitive Drosophila mutant. J Neurophysiol. 106 (1), 18-29 (2011).
  26. Lin, W. H., Giachello, C. N., Baines, R. A. Seizure control through genetic and pharmacological manipulation of Pumilio in Drosophila: A key component of neuronal homeostasis. Dis Model Mech. 10 (2), 141-150 (2017).
  27. Mulroe, F., et al. Targeting firing rate neuronal homeostasis can prevent seizures. Dis Model Mech. 15 (10), dmm049703(2022).
  28. Saras, A., Wu, V. V., Brawer, H. J., Tanouye, M. A. Investigation of seizure-susceptibility in a Drosophila melanogaster model of human epilepsy with optogenetic stimulation. Genetics. 206 (4), 1739-1746 (2017).
  29. Giachello, C. N., Baines, R. A. Inappropriate neural activity during a sensitive period in embryogenesis results in persistent seizure-like behavior. Curr Biol. 25, 1-5 (2015).
  30. Baraban, S. C., Taylor, M. R., Castro, P. A., Baier, H. Pentylenetetrazole-induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression. Neuroscience. 131 (3), 759-768 (2005).
  31. Gauthier, M. State of the art on insect nicotinic acetylcholine receptor function in learning and memory. Adv Exp Med Biol. 683, 97-115 (2010).

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