방법 논문

High-density Multielectrode Array Recordings of Retinal Waves Using An Electrophysiology Platform

DOI:

10.3791/68493

⸱

2025년 6월 24일

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biological Sciences, Vanderbilt University, 2Vanderbilt Brain Institute, Vanderbilt University, 3Department of Ophthalmology and Visual Sciences, Vanderbilt University

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

고밀도 다전극 어레이(HD-MEA)는 신경 회로 발달에 중요한 역할을 하는 자발적 망막파를 연구하는 데 사용됩니다. 이 프로토콜은 전기생리학 플랫폼에서 HD-MEA를 사용하여 마우스 망막 조직을 준비하고 전기생리학적 기록을 수행하는 단계를 간략하게 설명합니다.

초록

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자발적인 망막파는 발달 중 망막 네트워크 활동의 특징으로, 축삭의 정제, 혈관 구조의 투과성 및 신경 회로의 전반적인 성숙에 영향을 미쳐 시각 시스템의 형성에 중요한 역할을 합니다. 이러한 파동은 일반적으로 다전극 어레이(MEA)를 사용하여 체 외 망막 제제에서 연구되며, 이를 통해 대규모 망막 신경절 세포(RGC) 활동 집단의 전기생리학적 기록이 가능합니다. MEA 기반 전기생리학은 고처리량 데이터를 빠르게 수집할 수 있는 사용 편의성으로 인해 강력한 도구가 되었으며, 따라서 다양한 실험 조건에서 망막 활동을 연구하는 데 이상적으로 적합합니다.

이 프로토콜에서는 전기생리학 플랫폼에서 고밀도 MEA(HD-MEA)를 사용하여 전기생리학적 데이터를 수집하기 위해 망막 조직을 준비하기 위한 중요한 단계를 간략하게 설명합니다. 이 과정은 생리학적 조건에서 신생아 동물로부터 온전한 망막을 조심스럽게 분리하는 것으로 시작됩니다. 준비가 완료되면 망막은 최소 1,000개의 망막 신경절 세포에서 동시에 세포 외 기록을 수행할 수 있는 26,400개의 전극 그리드로 구성된 HD-MEA 칩에 조심스럽게 장착됩니다. 녹음은 최대 몇 시간 동안 지속될 수 있습니다. 궁극적으로 이 방법론적 접근 방식은 망막 발달, 질병 및 잠재적으로 종간 비교 연구를 조사하는 데 유용한 응용 프로그램을 제공하여 신경 과학 및 시력 연구의 광범위한 발전에 기여합니다.

서론

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자발적인 망막파(Spontaneous retinal waves)는 시력이 시작되기 전에 발달 중인 망막에서 관찰되는 상관 활동의 주기적인 폭발입니다. 생쥐의 경우, 망막파를 시작하고 전파하는 회로는 발달 과정에서 빠르게 변화하며, 배아에서 시작하여 눈을 뜰 때(출생 후 14일째)1. 망막 회로가 발달함에 따라 망막파의 시공간 특성이 극적으로 변합니다 2,3. 여러 연구는 이러한 특정한 시공간 특성이 시각 시스템의 발달에 영향을 미친다는 것을 뒷받침한다: 눈 사이의 비동기식 활동은 눈 특이적 분리4를 지시하고, 파동 면적 크기는 양안뇌 영역5,6에서 망막 축삭돌기의 정제를 지시하며, 파동의 전파 방향은 상구(superior colliculus)3의 방향 선택성 회로를 지시하는 것과 관련이 있다. 신경 회로를 넘어서, 망막파는 혈액 혈관 구조의 투과성 발달을 담당합니다7. 또한, 2기 망막파는 수용장 영역의 성장을 조절하고 망막 신경절 세포(RGC)에서 이를 안정화시키는 것으로 밝혀졌습니다8. 결정적으로, 발달 중 비정상적인 망막 파동은 다양한 신경 발달 장애의 기초가 될 수 있으며, 실제로 망막 파동은 선천성 안진3의 마우스 모델에서 비정상입니다. 초기 시각 시스템 발달에 대한 중요한 역할과 질병에 대한 영향을 감안할 때, 모든 연령과 동물 모델에서 망막파의 시공간 역학을 기록할 필요가 있습니다.

망막파를 연구하기 위해 몇 가지 방법이 등장했습니다. 단세포 전기생리학(single-cell electrophysiology) 9,10과 칼슘 이미징(calcium imaging) 11,12,13,14,15 모두 회로와 망막파의 기능에 대한 중요한 발견으로 이어졌습니다. 여기에서는 망막파16에 대한 초기 조사 이후 사용되어 왔으며 기술2로 계속 개선되고 있는 방법인 다전극 어레이 기록(MEA)에 초점을 맞춥니다. MEA를 사용하면 수백 개에서 수천 개의 망막 신경절 세포에 이르는 활동 전위를 동시에 세포 외에서 기록할 수 있으므로 연구원들은 칼슘 이미징으로 가능한 것과 유사하게 파동 시작, 전파 및 종료를 추적할 수 있습니다. MEA는 망막 신경절 세포의 활동 전위를 직접 기록하기 때문에 칼슘 지표를 도입하는 추가적인 복잡성 없이 다양한 유전자 마우스 모델 또는 비모델 유기체를 연구하는 데 사용할 수 있습니다. 또한 MEA에서 조직을 직접 배양할 수 있어 매우 긴 기록 시간이 가능합니다. MEA는 또한 확장성이 뛰어나며, 현재 제품은 한 번에 최대 6개의 활성 MEA를 가능하게 하여 망막을 신속하게 평가하고 약물 발견을 촉진할 수 있습니다. MEA의 가장 큰 강점은 높은 샘플링 속도로 많은 세포를 샘플링할 수 있는 능력일 수 있으며, 이를 통해 전 세계의 실험실에서 풍부한 데이터 세트를 빠르게 얻을 수 있지만 후처리에 대한 전문 지식이 필요합니다.

이 프로토콜의 주요 목표는 생체 외 자발적 망막 파동을 연구하기 위해 단일 웰 고밀도 MEA(HD-MEA) 시스템을 사용하여 망막 조직을 준비하고 전기생리학적 기록을 수행하기 위한 상세하고 재현 가능한 프로토콜을 제공하는 것입니다. 이 방법은 높은 처리량과 장기 데이터 수집을 보장하므로 광범위한 발달 및 질병 관련 연구에 적합합니다. 한 번에 >1,000개의 전극 부위를 허용하는 새로운 고급 CMOS 기반 HD-MEA 시스템은 기존의 전기생리학적 접근 방식에 비해 몇 가지 이점을 제공합니다. 고밀도 전극 어레이(26,400개의 전극)를 통해 최대 1,012개의 망막 신경절 세포(RGC)에서 정밀한 동시 세포 외 기록이 가능하여 미세한 공간 활동 패턴을 캡처할 수 있습니다. 단일 웰 설계는 균일한 기록 조건(17)을 제공합니다. 또한 이 시스템은 몇 시간 동안 지속되는 장기 녹음을 가능하게 하여 심각한 신호 저하 없이 다양한 생리학적 및 약리학적 조건에서 파동 역학을 연구할 수 있습니다18. 이 연구는 프로토콜을 제공함으로써 신경과학, 안과학, 시력 과학 분야의 더 많은 연구자들이 HD-MEA 기술에 접근할 수 있도록 하는 것을 목표로 합니다. 이 방법은 망막 파동 연구에서 중요한 진전을 나타내며 조기 시각 시스템 발달, 질병 메커니즘 및 잠재적인 치료 개입을 연구할 수 있는 새로운 길을 제공합니다.

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프로토콜

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이 프로토콜은 Maxwell Biosystems HD-MEA 플랫폼을 사용하여 망막파의 MEA 기록을 위해 신생아 마우스에서 망막 조직을 분리하고 준비하는 단계를 설명합니다. 이 절차는 생리학적 상태를 보존하도록 설계되어 망막 조직이 구조적으로 손상되지 않고 손상되지 않으며 최적의 전극 접촉을 위해 적절하게 준비되도록 합니다. 이 실험은 밴더빌트 동물 보호 및 사용 프로그램(Vanderbilt Animal Care and Use Program)의 프로토콜 번호 M2200056-00에 따라 승인되었습니다. 생쥐 (1-2 주령, 남녀 모두)는 12 시간 주간 / 야간 주기 사육장에 수용되었으며 규칙적인 차우 식단을 먹였습니다.

1. 망막 조직의 준비

  1. 망막의 격리
    참고: 이 프로토콜에 사용되는 재료, 장비 및 시약에 대한 자세한 내용은 재료 표를 참조하십시오( 그림 1 참조).
    1. 작업 영역 준비
      1. 인공 뇌척수액(aCSF)을 준비합니다: 125 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 1.25 mM NaH2PO4, 26 mM NaHCO3, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 10 mM 포도당, 발암물질로 거품 : 95% O2/5% CO2 (pH 7.4, 삼투압 290 ± 10 mOsm)를 준비하고 5 °C에서 보관합니다. 해부 전에 10분 동안 산소가 공급되는 동안 aCSF를 얼음 위에 두십시오.
        참고 : CaCl2 는 용액에 10 분 동안 탄수화물로 거품을 일으킨 후 마지막에 추가해야합니다.
      2. 신선하고 얼음처럼 차가운 aCSF의 산소 공급을 시작합니다(최소 10분 동안).
      3. 해부 도구와 현미경을 설정합니다.
    2. 제도적 지침에 따라 동물을 안락사시킵니다.
    3. 구부러진 스프링 가위를 사용하여 눈을 적출-
      1. 출생 후 새끼는 P11-13(쥐의 경우)까지 눈을 감고 있고 눈꺼풀을 조심스럽게 열어야 하기 때문에 마이크로 집게를 사용하여 눈꺼풀을 잡고 가위를 용수철로 제거합니다. 안구 손상을 방지하기 위해 스프링 가위를 사용하여 조심스럽게 눈을 제거하십시오.
      2. 시신경을 절제하고 산소가 공급된 aCSF에 눈을 넣습니다. 전사 피펫을 사용하여 페트리 접시 사이에서 눈을 부드럽게 움직입니다.
        참고: 나머지 해부 프로토콜의 경우 10분마다 산소가 공급된 aCSF로 새로 고칩니다.
    4. 해부 현미경 아래에서,
      1. 바늘을 사용하여 각막을 작게 절개하면서 집게로 눈을 안정시킵니다.
      2. 공막 둘레를 따라 부드럽게 찢어 각막을 퉁퉁 절개합니다.
      3. 홍채와 수정체를 제거합니다. 어린 동물의 경우 망막이 수정체에 부착되어 있으면 집게를 사용하여 부드럽게 분리하십시오.
        참고: 어린 동물의 경우 망막이 때때로 수정체에 부착되어 있습니다. 집게를 사용하여 한 쌍의 집게를 사용하여 렌즈를 잡아당겨 렌즈를 당기고 다른 한 쌍은 망막의 바깥쪽 가장자리에 올려 렌즈를 제거하는 동안 망막을 제자리에 유지하여 렌즈를 제자리에 유지합니다.
    5. 망막의 방향을 잡습니다.
      1. 맥락막 조직을 사용하여 복부 쪽을 식별하고(방향 지정에 대한 자세한 프로토콜은 Sondereker et al.19 참조) 망막 신경절 세포층이 위를 향하도록 연구자를 향하게 배치합니다.
      2. 구부러진 메스를 사용하여 복부 축에서 시계 반대 방향으로 45° 기준 절단을 만듭니다.
      3. 가는 집게를 사용하여 망막 색소 상피(RPE) 및 공막에서 망막을 부드럽게 분리합니다.
        참고: 어린 쥐의 경우 RPE가 망막에서 쉽게 벗겨집니다. 나이가 많은 쥐에서는 RPE가 망막에 더 붙어 있습니다. 망막의 대다수에서 RPE를 제거한 후에도 RPE가 여전히 시신경을 통해 망막에 고정되어 있는 경우 스프링 가위를 사용하여 연결을 끊습니다. 이것은 시신경 근처의 망막 조직의 손상을 방지합니다.
    6. 신생아 망막에는 유리체가 거의 없지만 오래된 망막은 유리체가 있습니다(망막 가장자리를 따라 갈색 필라멘트로 나타나지만 유리체 액 내에서도 섬유가 서로 연결되어 있음). 가는 집게를 사용하여 망막 신경절 세포층 위에 있는 유리체 조직을 제거합니다.
      참고: 이 섬유층은 렌즈를 제거할 때 때때로 벗겨집니다. 그렇지 않은 경우 가능한 한 많이 제거하는 것이 중요하며, 그렇지 않으면 망막 신경절 세포와 전극의 적절한 접촉을 방해합니다.
    7. 메스를 사용하여 망막이 접시에 평평하게 놓일 수 있도록 네 번 릴리프 컷을 만듭니다. 나중에 방향을 알고 유지하려면 메스로 복부 사분면의 두 모서리를 다듬습니다.

2. MEA 칩에 망막 장착

  1. 망막 장착-
    1. 팁이 잘린 상태에서 전사 피펫을 사용하여 페트리 접시에서 MEA 칩으로 망막을 부드럽게 옮깁니다. 칩에 우물 바닥을 덮을 수 있을 만큼 충분한 aCSF가 있는지 확인하십시오.
    2. 단일 헤어 브러시를 사용하여 망막이 전극 위에 위치하도록 부드럽게 움직여 망막 신경절 세포층이 전극을 향하도록 합니다.
    3. 10μL 피펫을 사용하여 망막 조직 주위의 추가 aCSF를 부드럽게 제거합니다. 칩을 비스듬히 기울여 여분의 aCSF를 제거합니다.
      알림: 전극이나 증폭기를 피펫 팁으로 만지지 마십시오. 뇌척수액이 제거되면 망막이 더 편평해집니다. 망막의 일부가 아래로 접혀 있는 경우 단일 헤어 브러시를 사용하여 원하는 소엽 아래를 부드럽게 퍼서 펼칩니다. 첨판의 일부를 펼칠 때 망막이 움직이는 것을 방지하기 위해 두 번째 단일 헤어 브러시를 사용하여 시신경이 연결되는 망막 중앙에 부드러운 압력을 가할 수 있습니다.
    4. 칩을 45° 각도로 기울이고 칩의 기울어진 부분에 고이는 마지막 aCSF를 제거하여 웰을 최대한 건조시킵니다.
      알림: 이렇게 하면 망막과 전극 사이의 연결이 증가합니다.
    5. 여과지를 사용하여 망막의 가장자리를 부드럽게 두드리고 말리십시오. MEA 칩을 기록 챔버에 놓습니다.
  2. 전극 접촉 개선-
    1. 교체 가능한 티슈 홀더 인서트를 사용하여 망막을 전극에 부드럽게 밀어 넣어 최적의 접촉을 보장하고 신호 대 잡음비를 개선합니다.
      알림: 티슈 홀더 인서트는 망막에 닿는 즉시 내려가는 것을 멈춰야 합니다(접촉 지점에서 명확한 "젖은 부분"이 보일 것입니다). 전극 홀더를 더 낮추면 망막 조직이 손상될 위험이 있습니다. 2.1.4단계에서 2.2.1단계로 빠르게 전환하여 망막이 산소가 공급되지 않은 상태로 유지되는 기간을 최소화합니다. 이 단계는 매우 중요하며 가능한 한 빨리 완료해야 합니다. 칩에서 망막을 평평하게 만들 때는 빠르게 움직이는 것이 중요하지만, 망막이 전극과 잘 접촉할 수 있도록 박리에서 대부분의 aCSF를 건조시키는 것도 중요합니다. 망막에 산소가 공급되도록 너무 빨리 진행하면 기록 전극과 잘 접촉하지 못할 위험이 있으며, 너무 느리게 진행하면 망막 세포가 저산소증이 되어 죽을 위험이 있습니다. 우리는 30-60초가 좋은 접촉과 건강한 망막으로 이어진다는 것을 발견했습니다(즉, 우리는 전형적인 망막 파동을 관찰합니다).
    2. 참조된 관류 시스템을 사용하여 2mL/분의 유속으로 산소화된 aCSF로 MEA 칩을 잘 채우기 시작합니다.
      알림: 전기 잡음이 낮게 유지되고 망막에 새로운 aCSF를 제공하기 때문에 개방형 관류 시스템이 권장됩니다. aCSF를 생리학적 조건으로 따뜻하게 하기 위해 관류 설정에 인라인 가열 시스템이 연결되어 있는지 확인하십시오.
    3. 관류 시스템의 인라인 히터를 켜서 aCSF를 32-34°C로 예열합니다.

3. 전기생리학적 기록

  1. 세포 외 녹음-
    1. 녹음 시스템을 켭니다.
    2. 획득 컴퓨터에서 먼저 Server 아이콘을 두 번 클릭한 다음 Scope 를 두 번 클릭하여 엽니다.
    3. 범위 인터페이스에서 초기화 아이콘을 클릭하고 MEA 칩 ID를 입력하여 MEA 시스템을 사용하여 세포 외 기록을 시작합니다.
    4. Scope 인터페이스에서 Offset 아이콘을 클릭하여 오프셋을 설정합니다.
    5. 게인 및 필터 설정을 조정하여 신호 감지를 최적화합니다. 기본 설정인 512 게인과 300Hz의 고역 통과를 사용합니다. 샘플링 속도를 20kHz로 설정합니다.
    6. 적절한 레코딩 구성을 선택합니다. 샘플링 할 수있는 총 활성 영역은 3.85 x 2.1 mm2입니다. 이 소프트웨어를 통해 사용자는 전극 간격을 구성하는 방법을 선택할 수 있습니다. 이 프로토콜을 따르려면 가능한 한 많은 망막에 걸쳐 샘플링을 수행하므로 최대 활성 영역에 걸쳐 기록 전극을 균등하게 분산하는 기본 설정을 사용하십시오. 이로 인해 기록 전극당 87.5μm의 간격이 발생합니다.
    7. 망막이 60분 동안 기록 챔버에 적응할 때까지 기다립니다.
    8. Assay(분석) 탭으로 이동하여 Create New Assay(새 분석) 아이콘을 선택하여 망막 신경절 세포에서 자발적인 활동 기록을 시작합니다. 네트워크 분석 유형을 선택하고 적절한 파일 이름을 할당한 다음 확인을 클릭하여 구성을 저장합니다. 녹화 시간(초) 매개변수를 조정하여 원하는 녹화 시간을 설정합니다. Only Spike(스파이크만) 옵션을 활성화하여 스파이크 데이터에 초점을 맞춘 다음 Run Assay(분석 실행) 아이콘을 클릭하여 기록 세션을 시작합니다.
      참고: 10분 이상의 망막파를 기록하는 경우 채널당 전체 원시 전기생리학적 추적 대신 내장된 스파이크 감지 도구를 사용하여 활동 전위의 타임스탬프만 저장하는 스파이크만 설정을 사용하는 것이 좋습니다. 이는 1,024개 채널에서 장시간 녹화(>10분)하면 기술적으로 분석하기 어렵고 연구 진행 속도가 현저히 느려지는 TB 크기의 데이터 파일이 쉽게 생성될 수 있기 때문입니다. 우리는 스파이크 시간을 사용하는 원시 데이터가 망막파의 알려진 시공간 특성만 복제한다는 것을 확인했습니다: 2단계 파의 경우, 우리는 망막의 대부분을 덮고 이전 보고서와 일치하는 빈도로 발생하는 큰 파동을 관찰합니다( 그림 2 참조). 연구 프로젝트에서 스파이크 파형에 대한 보다 심층적인 분석이 필요한 경우 원시 전기생리학적 추적을 기록하는 것이 필요하다는 점에 주목합니다.
    9. 진행 중인 기록을 주기적으로 모니터링하여 데이터 수집이 예상대로 진행되고 있고 시스템이 제대로 작동하는지 확인합니다.

4. 정리 절차

  1. 기록이 완료되고 데이터가 저장되면 인라인 히터를 끈 다음 관류 시스템을 끕니다.
  2. 티슈 홀더 인서트를 조심스럽게 제거하고 MEA 칩을 추출합니다. 칩을 먼저 70% 에탄올로 헹구고 탈이온수(DI)를 넣어 칩을 청소합니다.
  3. 튜브가 막히는 것을 방지하려면 관류 시스템을 DI 물로 15분 동안 세척하십시오.

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결과

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HD-MEA를 사용한 고처리량 기록 및 망막 파 분석
우리는 자발적인 망막파를 한 시간 동안 HD-MEA로 기록했습니다(그림 2). 뉴런 활동의 래스터 플롯은 망막파의 구조화된 패턴을 보여주며, 여기서 각 점은 개별 전극에서 감지된 활동 전위를 나타냅니다(그림 2A, 하단). 전극 간의 합 활성은 단일 트레이스를 생성하므로 1시간 기록에 대한 파동의 타이밍을 더 쉽게 시각화할 수 있습니다(그림 2A, 상단). 평균 뉴런 활동을 나타내는 히트맵은 망막의 넓은 영역에서 샘플링할 수 있음을 보여줍니다(그림 2B). 파동의 시공간 특성을 분석하기 위해 HD-MEA 기록 데이터를 분석하여 파동 시작 부위(

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토론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

여기에 설명된 프로토콜은 망막 조직을 준비하고 HD-MEA 기록을 수행하기 위한 재현 가능한 고처리량 방법을 제공하여 망막 네트워크 활성을 연구할 수 있는 강력한 방법을 제공합니다. HD-MEA 기술은 특히 고처리량 데이터를 캡처하는 데 있어 기존의 전기생리학 및 이미징 기술에 비해 상당한 이점을 제공합니다. HD-MEA는 자발적 망막 파동 역학에 대한 밀리초 단위의 실시간 정확도 기록을 제공하여 정확한 파동 시작, 전파 및 동기화 특성화를 가능하게 합니다. 또한 HD-MEA는 수천 개의 망막 신경절 세포(RGC)를 동시에 기록하여 네트워크 활동을 볼 수 있도록 함으로써 패치 클램프 방법을 능가합니다. 이러한 확장성과 사용 편의성 및 장기 레코딩 안정성이 결합되어 HD-MEA는 개발 연구를 위한 매우 유용한 도구입니다. 이 프로토콜은 몇 가지 외삽법으로 쥐와 영장류 망막에 대한 MEA 기록에 맞게 조정할 수 있습니다. 마지막으로, HD-MEA 기록의 고처리량 특성은 높...

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공개 사항

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저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.

감사의 글

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NIH R00EY030909보조금 지원 A.T.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
3mL 일회용 전사 피펫(끝이 잘린 경우)Fisherbarnd13-711-9CM페트리 접시 사이의 망막 이동을 돕습니다.
인공 뇌척수액(aCSF)망막 조직의 생리학적 상태를 유지합니다. NaCl, KCl, NaH2PO<>4, NaHCO3, CaCl2, MgCl2, 포도당 및 발암물질로 거품을 일으킵니다.
CaCl2Fisher ChemicalsC79-500인공 뇌척수액(aCSF)
탄수화물 공급(95% O2, 5% CO2)위해 aCSF에 산소를 공급하고 조직 생존력을 유지하는 데 사용됩니다.
곡선 블레이드 메스 (# 10)Integra4-110조직을 정밀하게 절단하는 데 사용됩니다.
해부 현미경(실체경)ZeissStemi 508망막 조직을 시각화하고 다루는 데 필수적입니다.
포도당Fisher ChemicalsBP350-1인공 뇌척수액 (aCSF)을 준비하기 위해
인라인 히터다채널 시스템TC02aCSF를 32-34°C로 데웁니다; 최적의 조건을 위한 C.
Ismatec 관류 시스템IsmatecISM4208산소가 공급된 aCSF의 지속적인 흐름을 유지합니다.
KClFisher ChemicalsP271-500인공 뇌척수액(aCSF)을 준비하려면KH
2PO4Sigma AldrichP5504-100g인공 뇌척수액(aCSF)을 준비하려면MaxOne
Recording UnitMaxwell BiosystemsMX1-BRDMaxOne Chip과 System 간의 인터페이스
MaxOne 시스템Maxwell BiosystemsMEA 기반 전기생리학적 복원을 위한MX1-SYS
3축 마이크로 매니퓰레이터와 교체 가능한 인서트가 있는 MaxOne 티슈 홀더Maxwell BiosystemsMX1-HLDMEA 칩에 망막의 정확한 배치를 보장합니다.
MEA 칩(MX1-S-CHP, MaxWell Biosystems)Maxwell BiosystemsMX1-S-CHP신경 세포 활동을 기록하기 위한 고밀도 미세 전극 어레이.
MgCl2Fisher ChemicalsM33-500인공 뇌척수액(aCSF)을 제조하려면NaCl
Fisher ChemicalsS271-1인공 뇌척수액(aCSF)을 제조하려면
NaHCO3Fisher ChemicalsS233-500인공 뇌척수액(aCSF)을 제조하려면
바늘(30 G x ½)BD Biosciences305106각막 절개를 돕습니다.
신생아 동물 (P1-P14, 쥐)망막 연구에 사용되는 생쥐, 쥐 또는 기타 유기체를 모델링합니다.
MaxLab Live Scope 소프트웨어가 설치된 PCHPZ4녹음의 데이터 수집 및 분석에 사용됩니다.
페트리 접시 (35mm 또는 60mm)Pyrex3483E12해부 작업 공간으로 사용됩니다.
Roboz 마이크로 Adson 집게(RS-5232, 길이 4.75인치, 톱니 1개 x 2개, 팁 0.5mm)RobozRS-5232미세 해부용 특수 집게.
Roboz 스프링 가위 (RS-5671, 10mm 절삭 날, 0.15mm 팁 너비, 3¾ " 전체 길이)RobozRS-5671섬세한 조직 절단용 정밀 가위.
단일 헤어 브러시: 섬세한 조직을 다루기 위해 단일 머리카락으로 수정된 작은 페인트 브러시.
끝이 가는 두 개의 집게RobozRS-5060섬세한 조직 취급에 사용됩니다.
Whatman 여과지(#1), 작은 조각으로 자른다GE 헬스케어1001-042망막 조직을 취급하고 건조하는 데 사용됩니다.
을 준비하기 코어 시스템.

참고문헌

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ford, K. J., Feller, M. B. Assembly and disassembly of a retinal cholinergic network. Vis Neurosci. 29 (1), 61-71 (2012).
  2. Maccione, A., et al. Following the ontogeny of retinal waves: Pan-retinal recordings of population dynamics in the neonatal mouse. J Physiol. 592 (7), 1545-1563 (2014).
  3. Ge, X., et al. Retinal waves prime visual motion detection by simulating future optic flow. Science. 373 (6553), eabd0830(2021).
  4. Zhang, J., Ackman, J. B., Xu, H. P., Crair, M. C. Visual map development depends on the temporal pattern of binocular activity in mice. Nat Neurosci. 15 (2), 298-307 (2011).
  5. Xu, H. P., et al. An instructive role for patterned spontaneous retinal activity in mouse visual map development. Neuron. 70 (6), 1115-1127 (2011).
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