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방법 논문

구강 편평세포암의 마우스 전임상 모델을 위한 번역 관련 종양 절제 모델

733 조회수

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DOI:

10.3791/68621

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2026년 4월 3일

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Katz Department of Oral and Maxillofacial Surgery, The University of Texas Health Science Center at Houston, School of Dentistry, 2Department of Head and Neck Surgery, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Bioengineering, Rice University

이 논문에서

요약

구강 내에 형성된 구강 편평세포암 종양을 외과적으로 절제하는 독특한 방법을 여기에서 소개합니다.

초록

현재 두경부 편평세포암(HNSCC)의 가장 흔한 형태인 구강 편평세포암(OSCC)의 1차 치료는 외과적 절제술이며, 이후 화학방사선치료와 같은 위험 적응형 치료가 이어집니다. 하지만 현재의 표준 치료와 체크포인트 차단과 같은 새로운 치료법의 등장으로 인해 진행성 재발 질환의 전체 생존율은 여전히 높으며, 두경부암의 유병률은 앞으로 몇 년간 계속 증가할 것으로 예상됩니다. 따라서 HNSCC 환자에게 잠재적이고 유망한 치료 옵션을 적용하기 위해서는 현재의 표준 치료 기법과 새로운 치료법에 대한 심층 연구가 필요합니다. 전임상 모델은 잠재적 치료 개입의 안전성과 효능을 평가하는 데 활용됩니다. 안타깝게도 현재의 전임상 모델은 많은 환자가 받는 수술 절차를 완전히 반영하지 못하고 있습니다. 주로 방사선 치료, 화학요법, 면역치료와 같은 비수술적 치료 방식을 포함하고 있기 때문입니다. 더불어, 기존 외과 모델은 정형부위에 종양이 형성되는 데 필요한 추가 시약과 종양 제거를 위한 미세수술의 필요성 때문에 제한을 받고 있습니다. 이는 치료법을 조사하고 국소 종양 재발 및 치료 저항성에 대한 통찰을 얻기 위해 개선되고 단순화된 전임상 모델 생성을 정당화합니다. 이 글은 OSCC의 표준 치료 과정을 요약한 새로운 임상 관련 동유 정소 쥐 소총 절제 모델을 설명합니다. 이 모델은 기존 모델을 단순화하여 구강 점막 종양의 외과적 절제 후 측정 가능한 재발을 가능하게 합니다. 이 모델을 사용하면 OSCC 환자의 종양 재발과 치료 저항성에 대한 귀중한 통찰을 얻을 수 있습니다. 이 전임상 모델의 확립은 OSCC가 절제 후 보조제 치료에 어떻게 반응하는지를 연구하는 데 길을 열어, 환자가 일반적으로 후속 치료를 시작하는 임상적으로 중요한 시기의 종양 상태를 포착할 수 있게 합니다.

서론

후두, 인두, 하인두, 비강, 침샘, 구강에서 기래하는 악성 종양은 두경부암으로 분류됩니다. 두경부 편평세포암(HNSCC)은 이 사례의 90% 이상을 차지하며, 이 해부학적 부위를 둘러싼 편평상피세포에서 발생합니다1. 좀 더 구체적으로, 구강 편평세포암(OSCC)은 구강 부위에 국한된 악성 종양입니다. 2022년 기준, 두경부암은 전 세계적으로 여섯 번째로 유병률이 높은 암으로, 전 세계적으로 약 947,000건의 신규 사례와 연간 482,000명의 사망자가 기록되었습니다.

외과적 절제술은 일반적으로 OSCC 등 두경부암의 1차 치료 방식이며, 종종 화학방사선 치료 1,3,4가 뒤따릅니다. 이러한 표준 치료 치료법은 국소적으로 제한되거나 초기 단계 환자에서는 잠재적으로 완치가 가능하지만, OSCC 환자에게는 여전히 지방 지역과 원거리 재발률이 높습니다. 실제로 OSCC 환자의 3분의 2 미만만이 5년 이상 생존하며 심각한 부작용을 견뎌냅니다 5,6,7. 수술 중 발생한 외상 스트레스가 조직 손상과 상처 치유에 관련된 생리적 과정을 유발한다는 증거가 점점 늘고 있습니다 8,9. 더불어, 외과적 절제술이 면역 기능 장애에 기여하고, 이는 재발 가능성에 기여할 수 있다는 연구도보고되었습니다.

OSCC 환자 대다수가 1차 치료로 외과적 절제를 받고 있음에도 불구하고, 종양 및 아전체 절제를 표준화하고 종양 재발에 관련된 면역학적 기전을 보존하여이 분야 연구에 중요한 맥락을 제공하는 OSCC 관련 전임상 정형전소 절제 모델이 여전히 필요합니다. 12, 13. 이전에 동물 절제 모델을 보고한 연구로는 수술의 면역억제 효과를 연구하는 데 사용된 4T1 유방 종양 절제 모델이 있습니다14. OSCC 연구에서는 이종성 MOC1-OVA 종양 아전체 절제 모델을 쥐 옆구리에서 사용한 사례가 보고되었습니다. 정형전소 부위에서는 HPV 구인두 SCC 세포주인 mEERL95를 사용하여 절제 및 재발 모델링을 위한 뇌하 종양을 확립하는 데 사용되었으며, 추가 연구를 위해 배액 림프절을 수술로 이식하여 추가 연구를 수행하였다16. 면역결핍 마우스를 이용한 재발을 조사한 관련 정형전소 연구도 보고되었습니다13.

여기는 면역 능력이 있는 신규 종양 절제 생존 수술 및 재발 전임상 모델에 대한 새로 확립된 프로토콜입니다. 이는 절제 후 1주일 이내에 관찰된 표준 치료 종양 절제 생존 수술 및 재발 모델입니다. 이 절차는 미세수술 없이 종양 제거를 수행하고, 종양을 확립하기 위해 세포나 기저막 기질을 추가하지 않아도 되는 쥐 구강암 종양 세포주(MOC2)를 사용하여 기존 모델을 더욱 단순화합니다.

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프로토콜

다음 절차와 동물 주거 및 유지 관리는 텍사스 대학교 휴스턴 보건과학센터(UTHealth) 내 실험동물의학 및 돌봄 센터에서 기관 동물복지 위원회와 협력하여 수행되었습니다. 관련 프로토콜은 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)의 승인을 받았으며, 미국 공중보건국의 실험동물 인도적 돌봄 및 사용에 관한 정책에 명시된 원칙과 윤리 지침에 부합합니다. 다음 섹션을 진행하기 전에 지역 IACUC가 정한 모든 정책을 준수하고, IACUC가 승인한 동물 사용 프로토콜(또는 이에 상응하는 프로토콜)이 시행되어 있는지 반드시 확인해 주시기 바랍니다. 시약과 사용된 장비는 재료표에 나열되어 있습니다.

1. 정형성 구강 점막 구강종양 확립

참고: 이 특정 프로토콜에서는 MOC2 세포를 사용하여 종양17을 확립하였습니다. 하지만 다른 세포주나 유형도 사용될 수 있습니다. 생체 내에서 종양을 설립하는 데 필요한 종양 세포의 양은 세포주에 따라 다르므로, 수술 접종 전에 최적화해야 합니다.

  1. 종양 세포 배양이 약 80% 합류에 도달하면 배양지를 흡인하고 폐기하여 세포를 채취합니다.
  2. 남은 혈청을 제거하기 위해, 마그네슘과 칼슘이 없는 인산염 완충식염수(PBS)로 세포를 세척하며, 부착된 세포가 혈관(예: 플라스크) 표면을 완전히 덮을 수 있을 만큼 충분한 부피를 사용한다.
  3. 배양 플라스크에 0.05% 트립신을 첨가하여 플라스크 바닥을 충분히 덮습니다. 세포를 37°C에서 5%CO2 로 약 5분간 배양하여 세포 박리를 진행합니다.
    참고: 세포 박리에 필요한 잠복 기간(2-15분)은 사용되는 세포(즉, 세포주)에 따라 다를 수 있습니다. 하지만 트립신에 장기간 노출되면 세포에 손상이 있을 수 있습니다. 충분한 세포 박리를 위해 추가 시간이 필요하다면, 주기적이고 면밀하게 세포를 관찰하세요.
  4. 세포 박리가 관찰된 후에는 전체 배지에 사용되는 트립신 부피의 최소 2배(예: 5 mL 트립신의 경우 최소 10 mL 완전 배지로 소결)로 소결합니다.
  5. 세포 현탁액을 350 x g 에서 실온에서 5분간 원심분리한 후 상원액을 흡인합니다.
  6. 차가운 PBS에 다시 넣고 세기 위해 알리코트를 복용하세요. 남은 매체를 제거하기 위해 1.5-1.6 단계를 반복하여 추가 세척을 하세요.
  7. 추가 PBS를 사용하여 접종에 최적화된 세포 농도(예: 30 μL 부피당 3 x 104 MOC2 세포)에 맞춰 조정합니다. 셀 서스펜션은 사용 준비가 될 때까지 얼음 위에 보관하세요.
  8. 쥐를 1%-3% 이소플루란으로 마취시키고, 소동물 챔버에서 1.5 L/min 산소를 보충합니다.
    참고: 제모는 필수는 아니지만, 접종 부위를 시각화하고 접종 일관성 개선을 위해 이 단계에서 제모를 권장합니다. 이 단계에서 제거한다면 3.3-3.5단계의 지침을 따르세요.
  9. 세포 부유액을 충분히 섞어 세포 분포가 고르게 되도록 하고, 0.3mL 인슐린 주사기에 모으세요.
  10. 한 손으로 쥐의 뒤쪽 목을 잡아 쥐 앞쪽이 조련자를 향하게 하고 머리가 위를 향하게 하여 입을 벌리고 접근하기 쉽게 만듭니다.
  11. 주사기를 왼쪽 하악 전정 쪽으로 아래로 향하게 하여 열린 입에 조심스럽게 삽입합니다. 바늘을 계속 하부 구강 점막을 통해 삽입하세요.
  12. 이 부위에 30 μL의 세포 현탁액을 주입하고 주사기를 조심스럽게 제거한 후 5초간 이 자세를 유지한 후 천천히 주사기를 빼 추가 세포 현탁 현탁 현탁을 추적하지 않도록 합니다.
  13. 접종 후 쥐가 정상적인 신체적·행동 상태를 유지하는지 확인하세요.
  14. 쥐의 체중과 종양 성장을 각각 밸런스와 디지털 캘리퍼스로 모니터링하세요. 종양 발생 여부를 주 2회 또는 지정된 프로토콜에 따라 정기적으로 모니터링하세요.

2. 수술을 위한 재료 설치

참고: 수술 전반에 걸쳐 설치와 조직을 돕기 위해 최소 한 명의 다른 외과의사나 수술 보조원이 함께 있어야 무임 유지 유지가 가능하도록 강력히 권장됩니다.

  1. 닫힐 수 있는 문과 제한된 통행이 가능한 깨끗한 시술실을 선택하세요.
  2. 깨끗하고 마른 침구와 종이 타월 둥지가 들어 있는 새 우리를 전기 온열기 위에 부분적으로 올려놓아 미리 데워주세요.
  3. 구슬 살균기를 작동 온도(250-265 °C)까지 데웁니다.
  4. 아이소플루란 유도실과 휴대용 마취 장치를 적절한 코 콘으로 설치하고, 아이소플루란, 산소, 관련 청소 시스템에 연결하세요.
    참고: 유도 챔버를 사용할 때는 약 3% 이소플루란 설정으로 쥐를 마취하세요. 코 콘을 사용할 때는 1%-2% 이소플루란으로 쥐를 마취하세요.
  5. 온수된 수술용 패드를 38.9 °C로 틀고, 패드 머리에 이소플루란 소스를 고정하세요.
  6. 작업 표면과 수술용 패드는 소독제로 소독하고, 작업 공간은 깨끗한 벤치 패드로 덮으세요.

figure-protocol-1
그림 1: 종양 절제를 위한 선택된 수술 기구 및 재료. (1) 수술용 장갑, (2) 드레이프, (3) 거즈 패드, (4) 0.3 mL 인슐린 주사기, (5) 수건 드레이프, (6) 이소프로필 알코올 면봉 패드, (7) 메스 칼날, (8) 칼날 없는 메스, (9) 하트만 지혈기, (10) 모기 정혈 겸자, (11) 미세 해리 가위, (12) 미세 해리 겸자 (13) 브라운-애드손 겸자 (14) 미세 해리 겸자, (15) 면 끝 적용기, (16) 트리머, (17) 4-0 코팅 비크릴 봉합사, (18) 0.25% 부피바카인, (19) 눈 주유 연고. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

3. 동물의 수술 준비

  1. 시술 24시간 전에 마우스의 무게를 측정하여 지정된 프로토콜에 따라 적절한 마취 및 진통제 용량을 결정하세요.
  2. 생쥐를 유도 챔버에서 약 2분간 마취한 후, 수술 최소 30분 전에는 진통제를 투여합니다. 이 부위는 쥐 목덜미에 피하 주사해야 합니다.
  3. 예방접종 당시 이전에 시술하지 않았거나 이전에 제거한 모발이 다시 자라기 시작했다면, 면끝 어플리케이터를 사용해 종양 절제 부위의 모발에 소량의 제모 크림을 직접 발라주고, 수술 중 절개 부위에 털이 들어가지 않도록 충분한 여백을 두어 주세요.
  4. 크림을 약 10초 정도 두고, 마른 깨끗한 거즈로 머리를 닦아내세요.
  5. 남은 크림은 생리식염수나 물로 적신 거즈로 제거한 후, 건조하고 깨끗한 거즈로 해당 부위를 말리세요.
    참고: 전자 트리머로 제모하는 것은 허용되지만 덜 선호되는 대안 방법으로, 머리와 목 주변 피부가 얇고 연약할 수 있기 때문입니다. 트리머를 사용할 경우, 눈과 같은 민감한 부위를 피하고, 늘어진 피부는 팽팽하게 유지하여 쥐가 원치 않는 부상을 입지 않도록 하세요.
  6. 전신 진통제를 피하에, 절개 부위에 국소 진통제를 투여합니다.
  7. 마취된 쥐를 온열 패드 위에 눕히고, 앞쪽이 위를 향하게 합니다. 코는 코 콘 커버 바로 안쪽에 있어야 합니다.
  8. 시술 중 눈이 건조해지는 것을 방지하기 위해 쥐의 양 눈 양에 소량(즉, 눈을 덮을 만큼) 멸균 윤활 눈 연고를 바르세요.
  9. 깨끗한 면끝 어플리케이터를 사용해 절제 부위를 70% 이소프로필 알코올로 면봉으로 닦고, 10% 요오드를 3회 발라지며, 마지막 시술 후에는 70% 이소프로필 알코올로 요오드를 제거하세요.
  10. 멸균 장갑과 적절한 개인 보호 장비(가운, 머리 덮개)를 착용하고, 최소 18"W X 26"L의 멸균 장면을 준비하고, 적절한 도구와 재료(멸균 면 거즈, 멸균 면봉, 멸균 생리식염수, 이소프로필 알코올 도포기, 수술용 도구)를 펼쳐 놓으세요(그림 1).
  11. 쥐를 멸균 덮개로 덮고, 멸균 가위로 절제 부위 바로 위에 접근 구멍을 내세요.

4. 확립된 구강 종양의 외과적 절제술

참고: 수술 전반에 걸쳐 외과의사나 보조원은 마취 상태에서 마우스의 호흡과 반사 상태를 확인하여 적절한 산소 공급을 확인해야 합니다. 필요에 따라 수의의 지침과 기관 정책에 따라 이소플루란을 조절하세요.

  1. 새로운 수술용 메스를 사용해 종양 바로 아래, 왼쪽 턱선을 따라 턱하 절개를 하여 종양 길이를 따라 만듭니다(그림 2A, B).
  2. 하트만 제혈기를 조심스럽게 사용해 종양 쪽으로 입구를 넓히세요. 필요하면 멸균 거즈로 피를 닦아주세요.
  3. 종양을 찾아 겸자를 사용해 고정하세요(그림 2B).
    참고: 이 시점에서 조수가 鉗자를 사용해 종양 부위에 접근을 유지(즉, 피부를 떼어내는 것)을 도울 수 있습니다.
  4. 수술용 가위를 사용해 종양 기저부를 가로질러 보이는 모든 부위를 절제합니다(그림 2C). 절제된 종양 부위 위에 피부를 재배치하고, 4-0 장기 비크릴 봉합사를 사용하여 4개에서 6개의 중단 봉합사로 절개를 봉합합니다(그림 2D).
    참고: 봉합사를 너무 꽉 고정해 피부를 보존하지 않도록 주의해야 하며, 이후 봉합 제거 시 부상을 예방해야 합니다.
  5. 추가 수술을 계속하려면 수술 기구 표면을 70% 이소프로필 알코올로 세척한 후 추가 사용 전에 가열된 비드 멸균기에 10-15초간 보관하세요. 동일한 도구 세트를 최대 5마리의 쥐 또는 기관 지침과 관행에 따라 수술을 수행할 수 있습니다.
    참고: 절제된 종양은 처리 및 추가 분석(즉, 조직학 및 영상 고정; 유세포분석용 조직 해리 및 면역 염색 및 유세포 표현형 분석)을 위해 폐기되거나 가져갈 수 있으며, 이는 특정 연구 실험 계획 18,19(그림 2E)에 따른 것입니다.

figure-protocol-2
그림 2: 하부 구강 점막을 통해 경구로 형성된 구강 종양은 치유 합병증 없이 하악하 접근 법으로 절제할 수 있습니다. (A) 구강에 형성된 종양(빨간 화살표). (B) 턱하 절개로 종양이 노출됩니다. (C) 절제된 종양. (D) 여러 차례 중단된 비크릴 봉합이 포함된 상처 봉합. (E) 절제 종양. (F) 경구강 접종 요약 도면. BioRender로 생성된 이미지입니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보시려면 여기를 클릭해 주세요.

5. 절제 후 관리

  1. 절개 부위를 닫은 후에는 마취 흐름을 0%로 차단하고, 쥐가 의식을 회복하기 시작할 때까지(5분 미만) 분당 1.5 L/분의 산소만 계속 투여합니다. 만약 쥐가 몇 분 동안 움직이지 않고 반응하지 않는다면, 수의사 개입에 관한 기관 정책을 참조하세요.
  2. 쥐를 미리 데워진 케이지로 조심스럽게 옮기세요. 수술 후 의식과 움직임을 계속 모니터링하세요. 10분 안에 완전한 의식과 움직임을 회복할 수 있을 거예요.
  3. 승인된 프로토콜과 기관 정책에 따라 매일 수술 후 모니터링을 수행하세요.
  4. 수술 직후에는 물에 적신 펠릿을 플라스틱 무게 보트에 담아 우리 안에 직접 넣어 '부드럽은' 먹이를 제공하세요. 합병증이 없으면 다음 일상 급여 때 정상적인 고형 음식을 다시 먹을 수 있습니다.
  5. 수술 후 처음 48시간(2일)은 하루 두 번, 최소 96시간(4일) 동안 하루 한 번씩 모니터링하세요. 그 후에는 정상적인 모니터링 일정(예: 주 2회)으로 재개하세요.
  6. 수술 후 7일째에는 마취 상태에서 쥐를 자르거나 다치게 하지 않도록 주의하여 봉합사를 제거하세요.
  7. 쥐를 계속 모니터링하고, 인도적 기준에 도달하면 승인된 안락사 프로토콜과 미국 수의학 협회(ABA)에 따라 인도적으로 안락사합니다.
    참고: 종양 성장 속도론과 동물 생존율에 대한 통계적 분석은 이 방법론에 관련된 지표입니다. Kaplan-Meier 생존 곡선의 경우, 통계 분석 소프트웨어를 통해 로그랭크/맨텔-콕스 검정을 사용한 통계 분석이 수행되었습니다. 종양 성장 곡선의 경우, Šídák의 이중 ANOVA 분석을 통한 다중 비교 검정을 사용하여 미수술군과 절제군 간 종양 크기를 비교하였습니다. P값이 0.05 미만이면 유의한 것으로 간주되었습니다.

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결과

MOC2 쥐 구강점막에서의 관찰
MOC2 세포주를 사용하여 구강 내 쥐 구강 점막에 종양이 확립되었습니다(그림 2A-F). 확립된 원발 종양은 25-36 mm2 크기로 절제하였다. 절제 후 쥐는 보통 5-10분 이내에 완전한 이동성을 회복했습니다. 이후 쥐들은 수술 후 치료를 위해 모니터링되어 치유와 회복을 확인하고 종양 재발을 관찰하였습니다. 이 기간 동안 쥐들은 봉합사 조작과 절개 부위 주변에 약간의 발적 현상을 보였습니다. 그러나 수술 후 회복 기간 동안 안락사 기준에 따른 인도적 기준(즉, 체중 20% 감소)에 도달한 쥐는 없었습니다. 봉합 조작 흔적이 있었음에도 모든 부위는 봉합 상태로 유지되었고, 모든 쥐는 건강해 보였으며 추가 상처나 감염의 징후는 없었다. 수술 후 7일 만에 봉합사를 제거...

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토론

여기서 본 글은 마우스의 구강 점막 종양을 형성하고 아전체 절제하는 간단한 절차를 설명합니다. 이전 연구들도 마찬가지로 종양을 제거된 종양의 하류 분석과 이후 국소 재발, 국소 및 원거리 전이의 조사를 위한 관측 혀, 구점막, 구강바닥을 통한 종양 확립의 가능성을 입증했으며, 각각 한계가 있음을 밝혔습니다12,13. 그러나 이 새로 확립된 방법은 외과적 모델링을 단순화하는 고도로 번역 가능한 구강종양 절제술 모델을 제공합니다. 여기서는 마트리젤이나 이에 상응하는 기저막 기질 추가 사용이 필요 없는 구강암 세포주(MOC2)를 사용하여 구강 내에서 종양이 일관되게 확립됩니다. 또한, 이전 연구들은 종양 침윤 깊이를 시각화하여 이러한 접종 부위의 구강 종양의 타당성을 입증하고 특성화하였습니다. 정형전소 구강 부위의 종양 접종을 위한 확립된 절차를 따르면서, 이 모델은 진...

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감사의 글

이 연구는 1R21DE034543(NIH-NIDCR)의 자금 지원을 받았습니다. 또한 UTHealth 실험동물 의학 및 돌봄 센터의 행정, 수의, 유지 관리 직원들께도 지원과 돌봄에 감사드립니다.

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재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
0.05% 트립신코닝25-052-클0.53 mM EDTA, 1 X [-] 중탄산나트륨 
0.25% 부피바카인 HCl 주사맥케슨10772802.5mg/kg-1mg/kg, ID/SC 20-30uL
염화나트륨 0.9%, USP맥케슨1617365 mL/kg, SC, IV 1.5 mL
23G 니들벡턴, 디킨슨 앤 컴퍼니 [맥케슨]402
4-0 코팅 비크릴맥케슨100700
50 mL 원뿔관써모 사이언티픽33965
흡수형 벤치 패드VWR115-0684
알코올 스왑 이소프로필 알코올 70%벡턴, 디킨슨 앤 컴퍼니 [VWR]326895
오토클레이브 파우치 셀프 씰링 5 & frac14; ” x 10" 그리고 nbsp;맥케슨960944
밸런스오하우스 [VWR]30253019
바이오클레이브 미니벤치마크 사이언티픽B4000-M
브라운-애드슨 겸자로보즈 [VWR]RS-5231
면팁 어플리케이터 멸균 6인치맥케슨999736
둘벡코의 포페이트 완충 식염수 / 변형시티바SH30028.02[-] 칼슘, [-] 마그네슘
에티카 XRÒ*피델리스 동물 건강NDC 86084-100-303.25 mg/kg SC
범용 드레이프맥케슨68107
유리 구슬 살균기VWR75999-324
유리 구슬VWR75999-332
하트만 지혈기파인 사이언스 툴스 [VWR]13003-10
고품질의 휴대용 마취 장치패터슨 수의원07-8915662
이소플루란, USP맥케슨8032504-5% 유도, 1-3% 유지
MedLEDÒ 크롬 (헤드라이트)KLS 마틴ML-MC7-HT-HK-X21
미세 해리 겸자로보즈 [VWR]RS-5174
마이크로 해부 가위로보즈 [VWR]RS-5914
모노젝트 인슐린 주사기카디널 헬스 [맥케슨]8881600145
모기 지혈 겸자로보즈 [VWR]RS-7100
나이어 바디 크림 제모교회 및 드와이트 컴퍼니, Inc.
바늘 홀더로보즈 [VWR]RS-7154
PVP 준비액 10% 포비돈 요오드맥케슨911740
메스로보즈 [VWR]RS-9843
메스 칼날 탄소강 No. 10맥케슨862685
소동물 온열 패드K& H 펫 제품 [아마존]9 x 12인치 20W
작은 쥐 상자패터슨 수의원07-893338
작은 노즈 콘패터슨 수의원78909681
스테리-드레이프맥케슨5713
멸균 거즈 패드 2" x2" – 12플래이두칼 코퍼레이션 [아마존]참고: 1212
멸균 윤활제 안고 연고맥케슨730979
수술용 장갑맥케슨20-2070N
주사기 1cc맥케슨1065984
추적 가능한 디지털 탄소 섬유 캘리퍼피셔 브랜드15-077-957
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참고문헌

  1. Klein, J. D., Grandis, J. R. The molecular pathogenesis of head and neck cancer. Cancer Biol Ther. 9 (1), 1-7 (2010).
  2. Lee, A. M., Weaver, A. N., Acosta, P., Harris, L., Bowles, D. W. Review of current and future medical treatments in head and neck squamous cell carcinoma. Cancers (Basel). 16 (20), 3488(2024).
  3. Liu, Y., Zhang, N., Wen, Y., Wen, J. Head and neck cancer: Pathogenesis and targeted therapy. MedComm (Beijing). 5 (9), e702(2024).
  4. Qiao, X., et al. The evolving landscape of PD-1/PD-L1 pathway in head and neck cancer. Front Immunol. 11, 1721(2020).
  5. Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. -H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. J Immunother Cancer. 6 (1), 86(2018).
  6. Chaves, P., et al. Preclinical models in head and neck squamous cell carcinoma. Br J Cancer. 128 (10), 1819-1827 (2023).
  7. International Agency for Research on Cancer. Estimated number of new cases from 2022 to 2050, both sexes, age [0-85+]. Globocan. , World Health Organization. (2022).
  8. Bonomi, M., Patsias, A., Posner, M., Sikora, A. The role of inflammation in head and neck cancer. Adv Exp Med Biol. 816, 107-127 (2014).
  9. Tang, F., Tie, Y., Tu, C., Wei, X. Surgical trauma-induced immunosuppression in cancer: recent advances and the potential therapies. Clin Transl Med. 10 (1), 199-223 (2020).
  10. Tai, L. -H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of post-operative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. J Vis Exp. (85), e51253(2014).
  11. Kansal, V., Kinney, B. L. C., Schmitt, N. C. Characterization of the tumor microenvironment in the mouse oral cancer (MOC1) model after orthotopic implantation in the buccal mucosa. Head Neck. 46 (5), 1056-1062 (2024).
  12. Oweida, A. J., et al. Intramucosal inoculation of squamous cell carcinoma cells in mice for tumor immune profiling and treatment response assessment. J Vis Exp. (146), e59195(2019).
  13. Behren, A., et al. Development of an oral cancer recurrence mouse model after surgical resection. Int J Oncol. 36 (4), 849-855 (2010).
  14. Tai, L. -H., et al. Preventing post-operative metastatic disease by inhibiting surgery-induced dysfunction in natural killer cells. Cancer Res. 73 (1), 97-107 (2013).
  15. Sharon, S., et al. A platform for locoregional T-cell immunotherapy to control HNSCC recurrence following tumor resection. Oncotarget. 12 (13), 1201-1213 (2021).
  16. Mermod, M., et al. Mouse model of postsurgical primary tumor recurrence and regional lymph node metastasis progression in HPV-related head and neck cancer. Int J Cancer. 142 (12), 2518-2528 (2018).
  17. Judd, N. P., Allen, C. T., Winkler, A. E., Uppaluri, R. Comparative analysis of tumor-infiltrating lymphocytes in a syngeneic mouse model of oral cancer. Otolaryngol Head Neck Surg. 147 (3), 493-500 (2012).
  18. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (third edition). Eur J Immunol. 51 (12), 2708-3145 (2021).
  19. Gurina, T. S., Simms, L. Histology, staining. , StatPearls Publishing. (2025).
  20. Cognetti, D. M., Weber, R. S., Lai, S. Y. Head and neck cancer: An evolving treatment paradigm. Cancer. 113 (7 Suppl), 1911-1932 (2008).
  21. Anderson, G., et al. An updated review on head and neck cancer treatment with radiation therapy. Cancers (Basel). 13 (19), 4912(2021).
  22. Johnson, D. E., et al. Head and neck squamous cell carcinoma. Nat Rev Dis Primers. 6 (1), 92(2020).
  23. Friedman, J., et al. Neoadjuvant PD-1 immune checkpoint blockade reverses functional immunodominance among tumor antigen-specific T cells. Clin Cancer Res. 26 (3), 679-689 (2020).
  24. Zhou, S., et al. Neoadjuvant and adjuvant immunotherapy in the treatment of oral squamous cell carcinoma. J Biochem Mol Toxicol. 39 (3), e70199(2025).
  25. Shibata, H., Saito, S., Uppaluri, R. Immunotherapy for head and neck cancer: a paradigm shift from induction chemotherapy to neoadjuvant immunotherapy. Front Oncol. 11, 727433(2021).
  26. Saddawi-Konefka, R., et al. Lymphatic-preserving treatment sequencing with immune checkpoint inhibition unleashes cDC1-dependent antitumor immunity in HNSCC. Nat Commun. 13 (1), 4298(2022).
  27. Darragh, L. B., et al. Elective nodal irradiation mitigates local and systemic immunity generated by combination radiation and immunotherapy in head and neck tumors. Nat Commun. 13 (1), 7015(2022).
  28. Saddawi-Konefka, R., et al. Defining the role of immunotherapy in the curative treatment of locoregionally advanced head and neck cancer: Promises, challenges, and opportunities. Front Oncol. 11, 738262(2021).

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