방법 논문

경정맥의 양측 결찰을 통한 뇌정맥 유출 폐색의 쥐 모델

849 조회수

DOI:

10.3791/68626

2025년 9월 12일

이 논문에서

요약

이 프로토콜은 내부 및 외부 경정맥의 양측 결찰에 의해 마우스에서 뇌정맥 유출 폐색을 유도하는 수술 방법을 자세히 설명합니다.

초록

림프관은 조직 내 유체 항상성과 면역 감시를 유지하는 데 중요한 역할을 합니다. 뇌의 경계에서 경막 수막에는 정맥동에 근접한 림프관이 있습니다. 인간의 경우 특발성 두개내 고혈압(IIH)은 경막정맥동의 협착증과 관련이 있으며, 이는 정맥 유출 장애가 뇌액 조절 및 수막 림프 배수에 영향을 미칠 수 있음을 시사합니다. 통제된 환경에서 이 관계를 탐색하기 위해 우리는 내부 및 외부 경정맥(JVL)의 양측 결찰을 통한 뇌정맥 유출 폐색의 마우스 모델을 개발했습니다. 이 수술 프로토콜은 재현 가능하고 침습적이지 않으며 안면 및 뇌 부종, 두개외 혈관 리모델링과 같은 예상되는 수술 후 징후로 높은 성공률(98.4%)을 달성합니다. 2차원 비행 시간(2D-TOF) MR 정맥 조영술에 이어 3차원(3D) 재건을 통해 업스트림 정맥 울혈이 확인되었습니다. 이 모델은 뇌혈관 구조, 림프 리모델링 및 뇌액 청소에 대한 손상된 뇌정맥 유출의 결과에 대한 종단 연구를 가능하게 합니다. JVL은 목의 혈관을 조작함으로써 두개내 구조를 손상시키지 않고 이러한 과정을 조사할 수 있습니다. 종 간의 해부학적 차이에도 불구하고 JVL은 뇌의 정맥 유출, 림프 배수 및 체액 항상성 사이의 상호 작용을 분석하기 위한 강력하고 접근 가능한 접근 방식을 제공합니다.

서론

경막은 뇌와 척수를 보호하는 수막의 가장 바깥층입니다. 경막은 구조적 지지를 제공하고 특수한 혈관 네트워크와 다양한 면역 집단을 특징으로 하는 면역 플랫폼으로 기능합니다 1,2. 경막정맥동은 모든 대뇌정맥에서 혈액을 모아 경정맥으로 향하게 합니다 3,4,5. 경막 정맥동은 생쥐와 인간 사이에 보존된 패턴을 가진 밀접한 인접 MLV입니다 6,7,8,9,10. MLV는 뇌액의 배액에 기여하고 항원, 거대분자 및 면역 세포가 수막에서 경부 림프절로 이동하도록 보장합니다 2,7,9,11,12.

경막정맥동의 협착(협착)은 대뇌 정맥 유출 장애를 초래하고 특발성 두개내고혈압(IIH)과 같은 신경학적 상태와 관련이 있습니다.. IIH 환자는 생리적 뇌정맥 유출과 정상적인 두개내압을 모두 회복시키는 혈관내 스텐트 시술로 치료할 수 있습니다15.

뇌액 항상성에서 정맥 유출의 역할과 이 과정에서 MLV의 관여를 더 잘 이해하기 위해 우리는 외부 및 내부 경정맥의 양측 결찰에 의한 뇌정맥 유출 폐색의 마우스 모델을 개발했습니다. 지금까지 경막정맥동 협착증의 쥐 모델은 설명되지 않았으며, 두개내 대뇌정맥 유출 폐색으로 이어지는 모델은 관심 경막 구조를 손상시켰습니다 16,17,18. 또한, 두개내압 조절, 뇌액 배액 및 경막 혈관 리모델링을 연구하는 데 사용되는 JVL 모델은 주로 외경정맥의 결찰에만 초점을 맞췄으며, 이로 인해 유의미한 결과 없이 경미한 표현형이 나타났습니다19,20. 이전 연구에서는 외부 경정맥과 내부 경정맥 모두를 결찰하는 타당성을 입증했습니다. 그러나 설명된 프로토콜은 결찰 후 혈관의 완전한 절단을 포함하며, 이는 국소 침습성을 증가시키고 생리학적 결과, 특히 림프 회로와 관련된 결과의 해석을 혼란스럽게 할 수 있는 단계입니다.

본 논문은 6-8주 된 젊은 성인 암컷 C57Bl6/J 마우스에서 뇌정맥 유출 폐색을 유도하기 위한 JVL에 대한 정제된 수술 프로토콜을 설명합니다. 우리의 접근 방식은 내부 및 외부 경정맥 결찰술과 수술 후 여러 시점의 체계적인 분석을 결합하여 정맥 고혈압이 혈관 리모델링 및 뇌액 청소에 미치는 결과를 정확하게 정의할 수 있다는 점에서 독창적입니다.

프로토콜

모든 생체 내 절차는 INSERM과 파리 뇌 연구소의 동물 관리 및 사용 위원회(APAFIS#34974-2022012017455126)의 지침 및 기관 정책을 준수했습니다.

1. 동물의 이송 및 전처리

  1. 생후 6-8주, 체중 약 20g의 암컷 C57Bl6/J 마우스를 실험실로 옮깁니다.
    1. 각 마우스에 대해 인슐린 바늘(30-31G)을 사용하여 다음과 같은 피하 주사를 투여합니다.
      부프레노르핀 0.1 mg/kg(12.5 μg/mL; 200 μL).
      카프로펜 20 mg/kg(50 mg/mL, 멸균 0.9% NaCl에서 1:20 희석, 200 μL).
      마취 전 수화 공급을 위한 염화나트륨 0.9%(200μL).
  2. 마취 유도 및 유지 관리
    1. 마우스를 이소플루란 마취실에 놓고 400-500mL/min의 기류 속도로 3-4% 이소플루란으로 마취를 시작합니다.
    2. 마우스의 호흡수에 따라 조정하면서 140-250mL/min의 기류 속도로 마취를 1.5%로 유지합니다.
  3. 수술 부위에서 마우스의 목에서 털을 제거하고, 가급적이면 제모 크림을 사용하십시오.
  4. 마취 코 마스크에 이소플루란을 켭니다(설정 1.2.2).
  5. 건조함을 방지하기 위해 눈에 안과용 젤을 바르십시오.
  6. 마우스를 바로 누운 자세로 놓고 가열 패드 위에 멸균 드레이프를 올려 놓습니다.
  7. 마우스 머리가 마취 코 마스크 아래에 완전히 있는지 확인하십시오.
  8. 목 혈관이 적절하게 노출되도록 발을 신체 축에서 약 90° 확장합니다.
  9. 시술 중 적절한 위치와 안정성을 보장하기 위해 뒷발을 신체 축과 일직선으로 테이프로 붙입니다.
  10. 수술용 테이프를 사용하여 발을 안정시키십시오.
  11. 머리가 확장 상태로 유지되는지 확인하십시오. 필요한 경우 집게를 입에 부드럽게 삽입하여 이 위치를 유지하는 데 도움이 됩니다.
  12. 꼬리나 발을 꼬집어 마취 깊이를 확인합니다.
  13. 직장 탐침을 사용하여 체온을 모니터링하고 시술 내내 37°C를 유지하도록 가열 패드를 조절합니다.
  14. 수술 부위를 소독하십시오.
    1. 멸균 천을 사용하여 포비돈-요오드 스크럽을 해당 부위에 바릅니다.
    2. NaCl에 적신 면봉으로 헹굽니다(3회).
    3. 해당 부위를 말리고 포비돈-요오드 용액을 바르십시오.

2. 수술 단계

알림: 전체 절차는 쌍안 돋보기와 조명 램프 아래에서 수행됩니다. 시술에 필요한 모든 장비 및 수술 기구는 재료표 에 사용된 시약과 함께 나열되어 있으며 그림 1에 표시됩니다.

  1. 경정맥 노출
    1. 흉골 흉부 위 5mm의 복부-경추 부위의 정중선을 따라 작은 수술용 가위를 사용하여 약 1.5cm의 세로 피부 절개를 합니다.
    2. 두 개의 미세한 겸자를 사용하여 정중선을 따라 턱밑샘을 부드럽게 분리하여 밑에 있는 혈관에 접근한 다음 둔기 해부를 진행하여 경추 근막의 표재층과 기관전 층을 해제합니다.
    3. 수술 부위의 가시성을 향상시키려면 작은 무딘 견인기를 사용하여 주변 조직을 조심스럽게 옮깁니다.
      참고: 아래 계획에 설명된 대로 외부 경정맥을 해부 및 결찰한 다음 내부 경정맥을 해부하고 결찰하는 것으로 시작합니다. 먼저 외경정맥을 결찰하면 IJV를 통한 흐름이 증가하여 IJV가 확장되어 해부가 용이해집니다.
    4. 외경정맥 절제술
      1. 흉곽 바로 위에 위치한 외부 경정맥을 측면으로 식별하여 표면적으로 놓여 있습니다.
      2. 흉곽 바로 위의 꼬리 부분에서 시작하여 두개골로 약 1cm까지 확장되는 각 정맥을 조심스럽게 해부합니다.
        알림: 이렇게 하려면 끝이 뭉툭한 겸자를 사용하여 주변 지방을 잡고 정맥을 부드럽게 들어 올리고 매우 미세하고 뾰족한 겸자를 사용하여 정맥 주변을 해부합니다.
    5. 내경정맥 절제술
      1. 기관 위의 근육과 흉양근 및 오모설 근육을 연결하는 근막을 미세한 집게를 사용하여 해부합니다.
      2. 견인기를 사용하여 흉쇄유돌근을 측면으로, 기관전 근육을 내측으로 부드럽게 후퇴시킵니다.
        참고: 그러면 내경동맥, 미주 신경 및 경추 림프관도 포함하는 근막초 내에서 내부 경정맥을 볼 수 있습니다. 내경정맥은 근막초 내의 다른 구조 앞쪽에 있습니다.
      3. 근막을 부드럽게 꼬집고 들어 올려 조직 조작을 최소화하면서 내부 경정맥을 주변 구조와 분리하여 조심스럽게 해부합니다.
        알림: 정맥은 매우 깨지기 쉽기 때문에 직접 잡지 말고 대신 주변 근막으로 들어 올리십시오. 바람직하게는 해부를 위해 끝이 매우 미세한 겸자를 사용하고 정맥을 제자리에 고정하기 위해 반뭉툭한 겸자를 사용하십시오.
  2. 경정맥 결찰술
    알림: 다음 단계는 외부 경정맥부터 시작하여 4개의 혈관 모두에 적용됩니다. 특히 피부 절개 부위를 봉합하기 전에 수술 부위에 NaCl 방울을 떨어뜨려 시술 전반에 걸쳐 장기의 적절한 수분 공급을 보장합니다.
    1. 혈관을 해부한 후 초미세 집게를 혈관 아래로 부드럽게 밀어 조심스럽게 분리하고 남아 있는 결합 조직을 제거합니다.
    2. 겸자 끝으로 6.0 꼰 봉합사(바늘 없음)를 잡고 경정맥 후쪽으로 조심스럽게 통과시키면서 반뭉툭한 겸자를 사용하여 정맥을 부드럽게 들어 올립니다.
    3. 봉합사 재료의 끝을 서로 교차시켜 외과 의사의 매듭을 수행한 다음 조여 혈관을 고정합니다.
    4. 매듭이 단단한지 확인하기 위해 두세 번 더 던지십시오.
      알림: 초기 결찰의 완전성에 대해 불확실성이 있는 경우 예방 조치로 동일한 혈관에 두 번째 결찰을 배치하십시오. 이 2차 봉합사는 동일한 축을 따라 첫 번째 매듭 위 또는 아래 몇 밀리미터 위치에 위치해야 합니다. 두 매듭 사이의 거리는 결과에 큰 영향을 미치지 않으므로 엄격하게 표준화되지 않습니다. 그림 2와 같이 완전한 혈관 폐색을 보장하기 위해 필요한 경우에만 이 단계를 수행합니다.
  3. 조직 폐쇄
    1. 해부된 조직을 원래 위치로 되돌립니다.
    2. 집게를 사용하여 피부 절개 부위의 가장자리를 부드럽게 잡아 선명하게 노출시킵니다.
    3. 절개 부위의 양쪽 가장자리가 깨끗하고 잔해물이 없으며 가능한 한 가깝게 정렬되어 있는지 확인하십시오.
    4. 바늘의 스웨이지 부분에 바늘 홀더를 사용하여 바늘(비흡수성 5.0 폴리프로필렌)으로 봉합사를 잡습니다.
    5. 가장자리에서 약 3-5mm 떨어진 절개 부위의 한쪽 끝에 바늘을 삽입합니다. 원활한 삽입을 위해 조직 표면에 대해 90° 각도를 사용하십시오.
    6. 바늘을 조직을 통해 움직여 절개 부위의 양쪽을 고르게 통과하도록 합니다.
    7. 첫 번째 매듭을 묶고 조직의 목을 졸라매지 않고 부드럽게 조입니다.
    8. 두 번 더 던지고 매듭이 단단한지 확인하십시오.
    9. 조인 후 봉합사 끝을 다듬어 매듭 너머에 봉합사의 약 1-2mm를 남깁니다.
    10. 약 0.25cm 간격으로 균일한 간격으로 6개의 개별 봉합사를 배치하여 피부 절개 부위를 완전히 봉합하는 절차를 반복합니다.
      참고: 실험 설계에서 적절한 대조군을 설정하기 위해 가짜 조작 마우스가 포함될 수 있습니다. 이 동물들은 정맥 노출에 대해 동일한 수술 절차를 거치지만 결찰은 없습니다(즉, 2.2단계 생략).

3. 수술 후 관리

  1. 수술 후 동물을 가열된 회복실에 넣으십시오.
  2. 의식이 완전히 회복될 때까지 5분마다 2분 동안 육안 관찰을 통해 동물의 호흡을 모니터링합니다.
  3. 동물이 충분한 따뜻함을 가지고 있는지 확인하십시오.
  4. 아치형 등, 무기력, 케이지를 열 때 움직임 없음과 같은 통증 징후를 확인하십시오.
  5. 수술 후 2일 동안 8-12시간마다 부프레노르핀(0.1mg/kg; 12.5μg/mL; 200μL)을 피하 투여합니다.
    참고: 부프레노르핀이 불충분한 경우 수술 후 1일차부터 12시간마다 카프로펜 피하 주사(5mg/kg, 희석 1:80, 200μL)를 추가할 수 있습니다.
  6. 깨어나 완전히 회복된 후에야 새끼와 함께 동물을 사육 케이지로 돌려보냅니다.
    참고: 이 단계에서 48시간 동안 젤 형태의 표준 음식과 물을 케이지 선반이 아닌 케이지에 직접 넣어 마우스가 목을 펴지 않고도 편안하게 먹고 마실 수 있도록 합니다.
  7. 수술 후 처음 48시간 동안은 매일 동물 복지를 모니터링하고, 그 다음에는 7일째까지 2일마다, 그 이후에는 일주일에 한 번 모니터링합니다.
    참고: 모니터링에는 외모, 자연 및 유발된 행동, 체중 및 수술 부위가 포함되어 통증, 스트레스 또는 임상적 악화를 감지할 수 있습니다. 이러한 관찰을 바탕으로 필요한 경우 진통제, 지지 요법 또는 안락사를 포함한 적절한 조치를 취해야 합니다.

결과

정맥 결찰 직후, 결찰 부위의 상류에 있는 혈관 분절은 눈에 띄게 확대되는 반면, 하류 분절은 무너져 혈액 유출 중단으로 인해 평평하고 창백해 보입니다(그림 2). 첫 번째 결찰 후 혈류의 방향 전환으로 인해 다른 세 개의 경정맥이 박동 방식으로 약간 확장됩니다.

수술은 숙련된 시술자가 시행할 경우 약 20분이 소요되며 수술 후 생존율은 98.4%(128/130마리)입니다. 그러나 초기 시행 중에는 주로 미주 신경 압박(5/130) 또는 혈관 출혈(3/130)으로 인해 성공률이 약 93.8%(122/130)로 낮을 수 있습니다.

성공적인 JVL 수술을 받고 장기간 모니터링한 마우스 중 77.5%(86/111)가 얼굴과 머리의 미만성 부종이 발생했으며, 이는 빠르면 수술 후 하루에 분명했습니다(그림 3). 부종은 점차 가라앉았고, 7일째까지 마우스의 15.3%(17/111)에서 부분적으로 해결되었고 14일째(0/111)까지 모든 동물에서 완전히 해결되었습니다.

JVL 수술 전과 수술 후 2일 후에 수행된 2차원 비행 시간(2D-TOF) MR 정맥 조영술과 3D 후처리를 비교한 결과 결찰 부위 상류의 두개외 안면 정맥의 정맥 확대가 나타나 성공적인 수술을 나타냅니다(그림 4). 자세한 결과 및 정량적 분석과 함께 완전한 방법론은 El Kamouh et al.23에서 확인할 수 있습니다.

figure-results-1
그림 1: 수술에 사용되는 기구 및 시약. (A) Noyes 가위(직선), (B) 홍채 가위(직선), (C) 모기 겸자(직선), (D) 곡선 핀셋, (E) 미세한 곡선 핀셋, (F) 미세한 직선 핀셋, (G) 견인기. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-2
그림 2: 직접적인 수술 결과: 경정맥의 형태학적 변화. (A,B) (A) 결찰 전과 (B) 결찰 후 외부 경정맥(EJV)의 대표 이미지로, 혈관의 윤곽이 블랙박스에 그려져 있습니다. 결찰 후 결찰 부위의 상류에 있는 혈관 부분은 충혈되고(흰색 화살표), 하류 부분은 혈액 유출 중단으로 인해 무색으로 붕괴(검은색 화살표)로 나타납니다. 스케일 바 = 2mm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-3
그림 3: JVL 수술 후 안면 부종의 시간 경과. (A) JVL 마우스의 수술 후 안면 부종을 보여주는 대표적인 이미지로, 빨간색 화살표(왼쪽 패널)로 강조 표시되어 흰색 화살표로 표시된 정상적인 얼굴 너비를 초과하는 부종을 보여줍니다. (B) 미만성 안면 부종의 발생률은 JVL 수술 후 여러 시점에서 종단적으로 평가되었습니다. 붓기 빈도는 수술 후 2시간 이내에 77.5%로 정점을 찍었고, 이후 7일(dps 7)에는 15.3%로 현저하게 감소하고 14일(dps 14)에는 완전히 해결되었습니다. 데이터는 성공적인 JVL 수술을 받은 111마리의 마우스에 대한 종단 관찰을 나타냅니다. 스케일 바 = 1cm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

figure-results-4
그림 4: 마우스 MRI는 결찰 후 두개외 안면 정맥의 확대를 보여줍니다. (A,B) JVL 수술 전(A)과 JVL 수술 후 2일(B)의 뇌 및 두개골/두개외 정맥의 측면 보기. 3D 재구성은 3D-Slicer(https://www.slicer.org)로 생성되었으며 11.7T 스캐너로 획득한 다중 기울기 에코(MGE) 및 비행 시간(TOF) 시퀀스 이미지의 3D 후처리로 수행되었습니다. 총안면 정맥(cfv)에 연결되는 후방 안면 정맥(pfv), 전방 안면 정맥(afv) 및 상악 정맥(mv)을 포함한 두개외 정맥의 수술 후 확대에 주목하십시오. 수막 정맥동: S상 결장(SVS). 스케일 바 = 2mm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

토론

이 방법론 논문은 내부 및 외부 경정맥의 양측 결찰을 통해 마우스에서 뇌정맥 유출 폐색을 유도하는 수술 절차를 설명합니다. 암컷 마우스는 일반적으로 IIH의 영향을 받는 환자의 성별 및 연령 프로필을 반영하기 위해 선택되었습니다. 이 모델은 두개내 고혈압 및 뇌액 저류와 같은 IIH의 주요 임상 특징을 효과적으로 유도하여 뇌정맥 유출 장애를 질병의 중심 병태생리학적 특징으로 강조하고 이 모델의 관련성을 뒷받침합니다23. 그러나 보상성 혈관 리모델링으로 인해 이러한 기능은 일시적일 뿐입니다. 따라서 JVL이 있는 마우스는 IIH 병태생리학을 모방하지 않으며 만성 정맥 장애의 장기적인 결과를 재현하지 않습니다. 그러나 그들은 뇌정맥 유출의 변화 후 정상적인 혈류와 CSF 배액을 회복하기 위해 혈액 및 림프 맥관 구조에서 유도된 리모델링 과정을 조사하는 흥미로운 모델을 제공합니다. 수술 후 몇 주 동안 관찰된 혈관 표현형의 동적 변화는 JVL 마우스를 뇌 혈관 리모델링의 메커니즘과 체액 제거 및 면역 감시에 미치는 영향을 연구하는 데 적합한 모델로 만듭니다23. 현재의 단계적 프로토콜은 특히 숙련된 실무자가 수행할 때 실험 간의 높은 수준의 일관성을 보장하여 정맥 유출 장애의 병태생리학을 연구하기 위한 효과적인 접근 방식이 됩니다. 또한 이 모델은 종단 연구 기회를 제공하여 연구자가 정맥 울혈의 진행 및 해결을 평가할 수 있도록 합니다.

JVL 수술 절차의 주요 장점과 참신함은 경막 혈관 구조의 무결성을 보존하면서 뇌정맥 유출 폐색을 유도하는 능력에 있습니다. 두개내 접근법 16,17,18과 달리 이 기술은 경막 및 관련 수막 혈관에 대한 직접적인 손상을 방지하여 다운스트림 혈관 및 체액 청소율 변화에 대한 신뢰할 수 있는 분석을 가능하게 합니다. 응고 또는 이중 결찰 후 혈관 절개를 포함하는 다른 자궁경부 기술과 비교할 때21,22, 이 방법은 덜 침습적이며 조직 조작을 최소화합니다. 소작이나 혈관의 과도한 조작을 피함으로써 뇌액 배수 및 면역 감시에서의 역할로 점점 더 인식되고 있는 구조인 인접한 경부 림프관을 손상시킬 위험을 줄입니다.

그러나 수술은 여전히 기술적으로 까다롭고 특히 처음 48시간 동안 면밀한 수술 후 모니터링이 필요합니다. 주요 과제 중 하나는 높은 수술 정밀도가 필요하다는 것입니다. 이 절차에는 인접한 중요한 구조의 손상을 피하면서 내부 및 외부 경정맥을 조심스럽게 해부하고 결찰하는 작업이 포함됩니다. 동물의 적절한 위치 지정이 필수적입니다: 쥐는 앞다리가 몸에 직각으로 뻗어 있고 머리가 펴진 상태로 유지되어 경추 노출을 최적화하여 안정적으로 고정되어야 합니다. 내경정맥은 경동맥, 미주 신경 및 경부 림프관에 가깝기 때문에 분리하기가 특히 섬세합니다. 생명을 위협하는 부상을 피하기 위해 꼼꼼한 해부가 필요합니다. 미주 신경의 압박이나 손상은 심각한 자율신경 장애로 인한 급사를 초래할 수 있으며, 특히 혈관 천공으로 인한 심각한 출혈은 즉시 통제하지 않으면 급격한 악화 및 사망으로 이어질 수 있습니다. 마취는 시술 내내 주의 깊게 모니터링해야 하며, 이소플루란 수치는 호흡수에 맞게 조정되고 온열 패드를 통해 체온을 유지해야 합니다. 특히 수술 중 출혈이 있는 경우 적절한 수분 공급도 중요합니다. 케타민의 마취 프로필이 불안정하고 작용 기간이 절차의 길이와 요구 사항에 적합하지 않기 때문에 케타민의 사용은 권장되지 않습니다.

또한 몇 가지 제한 사항을 인정해야 합니다. 이 모델은 젊은 암컷 C57BL/6J 마우스에서만 검증되었으며 결과는 성별, 연령 또는 유전적 배경에 따라 달라질 수 있습니다. 더욱이, 이 모델의 정맥 폐색은 두개외인 반면, 인간의 IIH는 두개내 경막동 협착증을 수반합니다. 두개외 정맥 고혈압으로 인한 이 모델에서 관찰된 안면 부종은 IIH 환자에서 발생하지 않으며 특정 말초 특징의 번역 관련성을 제한할 수 있습니다. 종 간의 해부학적 차이는 인간 생리학에 대한 직접적인 외삽을 더욱 제한합니다. 예를 들어, 생쥐의 경우 외부 경정맥은 인간의 내부 경정맥보다 뇌정맥 배액에 더 실질적으로 기여합니다23. 더욱이, 척추 정맥은 인간보다 쥐에서 더 중요한 역할을 합니다24,25. 마지막으로, 인간의 뇌정맥 배액은 직립 자세에서 주로 중력에 의존하여 정맥 환류에 영향을 미칩니다. 생쥐의 경우 더 작은 뇌 크기와 수평 자세는 중력의 역할을 감소시켜 뇌에서 정맥혈 반환의 효율성과 메커니즘에 덜 영향을 미칩니다26.

그럼에도 불구하고 이 모델은 손상된 뇌정맥 유출이 뇌-수막 혈관 및 수막 림프통의 리모델링과 시간 경과에 따른 뇌 유체 역학의 변화를 어떻게 유도하는지 조사하기 위한 강력하고 독특한 플랫폼을 제공합니다. 인간 정맥 장애의 만성 및 해부학적 측면을 모방하는 데 한계가 있음에도 불구하고 JVL 모델은 구현하기 쉽고 재현성이 높기 때문에 뇌 혈류 조절 및 뇌액 청소와 관련된 주요 메커니즘을 연구하는 데 유용한 도구입니다.

공개 사항

저자는 공개할 것이 없습니다.

감사의 글

이 연구는 Venolymphatic(BBT.1300), NEIMO(FRN, Fond de Recherche Neurosciences), BrainWash(ANR-17-CE14-0005), Lymbrain(ANR-20-CE16-0027-01)의 지원을 받았습니다. 저자는 다음 출처에서 자금을 지원합니다. 엘 카무, ANR-림브레인; M. Spajer, BBT.1300 정맥림프 및 INCA(Institut National du Cancer); Anne-Laure Joly Marolany: NEIMO(FRN) 및 ANR-11-INBS-0006; R. Singabahu: BBT.1300 정맥림프계, INCA(Institut National du Cancer); S. Lenck: Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale 및 Assistance Publique des Hôpitaux de Paris CIHU-2021.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
1 mL 주사기 Omnifix 100 SoloB.브라운참조 번호 91611708V수화/희석에 사용
저울 KERN 400-45N컨 & 손400-45N동물의 체중 추적에 사용
양안 정위 현미경(Leica S6E)라이카 바이오시스템즈 라이카 S6E
꼰 실FST18020-60정맥 결찰에 사용
부프레노르핀(Buprecare), 0.3mg/mL센트라베BUP002진통에 사용
Inventor 2010 Scavenger용 카트리지(마취)파이렙8438025마취에 사용
천 메디콤프하르트만411029무균 상태를 유지하는 데 사용됩니다.
면봉센트라베COT010무균 상태를 유지하는 데 사용됩니다.
곡선 핀셋(좁은 패턴 곡선 톱니 모양)파이렙제11003-20호
유타솔, 400 mg/mL센트라베EUT003안락사에 사용
미세한 곡선 핀셋(McPherson 겸자) 파이렙제11063-07호
파인 홍채 가위 스트레이트 파이렙번호 22002-10 또는 번호 14094-11
가는 직선 핀셋(Dumont Inox Medbio 겸자)파이렙제11254-20호
가열 챔버 VET-TECH파이렙HE011체온을 37도 이상으로 유지하는 데 사용됩니다. C
동온열 모니터링 시스템 Thermostar RWD 파이렙69027체온 모니터링에 사용
인슐린 주사기 0.5mL U-100(0.33mm(29G) x 12.7mmBD 마이크로파인 TM+참조 324892 진통에 사용
이소플루란(Iso-vet), 1000mg/g센트라베ISO005 인증마취에 사용
모기 집게 스트레이트파이렙번호 13010-12
비흡수성 5.0 폴리프로펜 봉합사(Dafilon 5.0)센트라베다프003피부 봉합에 사용
Noyes 가위 스트레이트 파이렙제15012-12호
Ophtalmic gel (Ocrygel)센트라베OCR002자극과 건조함으로부터 눈을 보호하는 데 사용됩니다.
포비덤 요오드 용액(베테딘), 75 mg/mL센트라베VET001무균 상태를 유지하는 데 사용됩니다.
포비둠 스크럽 4%(비누)센트라베POV008무균 상태를 유지하는 데 사용됩니다.
견인기(Guthrie)파이렙제17021-13호
리마딜(카프로펜), 50mg/mL센트라베림012진통에 사용
면도기 MOSER 독일 비오셉바이오-1556모피 면도에 사용
소형 마취 상자 유도파이렙pas de ré fé 렌스
염화나트륨 용액 0.9% B.BRAUN센트라베CHL050수화/희석에 사용
정위 프레임 KOPF 파이렙963076A동물의 위치를 지정하는 데 사용됩니다.
수술 램프(ré f: KL 1500 LED)라이카 바이오시스템즈 KL 1500 LED
수술용 테이프센트라베콜427상지 및 하지 고정에 사용
TERUMO AGANI 바늘 26G×(0.45×13mm) 레귤러 베벨 11&도테루모 AN*2613R1진통에 사용
자일라진(Paxman), 20mg/mL센트라베221631진통에 사용

참고문헌

  1. Rua, R., McGavern, D. B. Advances in meningeal immunity. Trends Mol Med. 24 (6), 542-559 (2018).
  2. Rustenhoven, J., et al. Functional characterization of the dural sinuses as a neuroimmune interface. Cell. 184 (4), 1000-1016.e27 (2021).
  3. Kılıç, T., Akakın, A. Anatomy of cerebral veins and sinuses. Front Neurol Neurosci. 23, 4-15 (2007).
  4. Balik, V., et al. Variability in wall thickness and related structures of major dural sinuses in posterior cranial fossa: A microscopic anatomical study and clinical implications. Oper Neurosurg. 17 (1), 88-96 (2019).
  5. Walsh, D. R., Lynch, J. J., O' Connor, D. T., Newport, D. T., Mulvihill, J. J. E. Mechanical and structural characterisation of the dural venous sinuses. Sci Rep. 10 (1), 21763(2020).
  6. Louveau, A., et al. Structural and functional features of central nervous system lymphatic vessels. Nature. 523 (7560), 337-341 (2015).
  7. Antila, S., et al. Development and plasticity of meningeal lymphatic vessels. J Exp Med. 214 (12), 3645-3667 (2017).
  8. Absinta, M., et al. Human and nonhuman primate meninges harbor lymphatic vessels that can be visualized noninvasively by MRI. eLife. 6, e29738(2017).
  9. Ahn, J. H., et al. Meningeal lymphatic vessels at the skull base drain cerebrospinal fluid. Nature. 572 (7767), 62-66 (2019).
  10. Jacob, L., et al. Conserved meningeal lymphatic drainage circuits in mice and humans. J Exp Med. 219 (8), e20220035(2022).
  11. Louveau, A., et al. CNS lymphatic drainage and neuroinflammation are regulated by meningeal lymphatic vasculature. Nat Neurosci. 21 (10), 1380-1391 (2018).
  12. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  13. Grech, O., et al. Cognitive performance in idiopathic intracranial hypertension and relevance of intracranial pressure. Brain Commun. 3 (3), fcab202(2021).
  14. Markey, K. A., Mollan, S. P., Jensen, R. H., Sinclair, A. J. Understanding idiopathic intracranial hypertension: mechanisms, management, and future directions. Lancet Neurol. 15 (1), 78-91 (2016).
  15. Nicholson, P., et al. Venous sinus stenting for idiopathic intracranial hypertension: a systematic review and meta-analysis. J NeuroInterventional Surg. 11 (4), 380-385 (2019).
  16. Bourrienne, M. -C., et al. A novel mouse model for cerebral venous sinus thrombosis. Transl Stroke Res. 12 (6), 1055-1066 (2021).
  17. Taniguchi, R., et al. A mouse model of stenosis distal to an arteriovenous fistula recapitulates human central venous stenosis. JVS Vasc Sci. 1, 109-122 (2020).
  18. Ding, R., et al. Activating cGAS-STING axis contributes to neuroinflammation in CVST mouse model and induces inflammasome activation and microglia pyroptosis. J. Neuroinflammation. 19 (1), 137(2022).
  19. Atkinson, W., et al. Ligation of the jugular veins does not result in brain inflammation or demyelination in mice. PLoS One. 7 (3), e33671(2012).
  20. Bolte, A. C., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11 (1), 4524(2020).
  21. Auletta, L., et al. Original Research: Feasibility and safety of two surgical techniques for the development of an animal model of jugular vein occlusion. Exp Biol Med. 242 (1), 22-28 (2017).
  22. Nyul-Toth, A., et al. Cerebral venous congestion exacerbates cerebral microhemorrhages in mice. GeroScience. 44 (2), 805-816 (2022).
  23. El Kamouh, M. -R., et al. Cerebral venous blood flow regulates brain fluid clearance via dural lymphatics. bioRxiv. , (2024).
  24. Mancini, M., et al. Head and neck veins of the mouse. A magnetic resonance, micro computed tomography and high frequency color Doppler ultrasound study. PloS One. 10 (6), e0129912(2015).
  25. Farrar, M. J., Rubin, J. D., Diago, D. M., Schaffer, C. B. Characterization of blood flow in the mouse dorsal spinal venous system before and after dorsal spinal vein occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (4), 667-675 (2015).
  26. Fitzpatrick, Z., et al. Venous-plexus-associated lymphoid hubs support meningeal humoral immunity. Nature. 628 (8008), 612-619 (2024).
  27. Johnson, J. N., et al. The human craniospinal venous system and its influence on postural intracranial pressure: a review. J Neurosurg. 141 (6), 1484-1493 (2024).

재인쇄 및 허가

이 JoVE 논문의 텍스트 또는 그림 재사용 허가 요청

허가 요청

태그

MR
동영상 곧 제공

관련 논문