방법 논문

지속적인 피부 온도 모니터링을 통한 안면 홍조 조사를 위한 런닝머신 기반 마우스 모델

DOI:

10.3791/68922

⸱

2025년 10월 14일

 ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Genetics and Development of Complex Phenotypes, School of Life Sciences, Fudan University, 2Department of Endocrinology, Jinshan Hospital, Fudan University, 3Institutes of Biomedical Sciences, School of Life Sciences, Inner Mongolia University, 4Department of Endocrinology and Metabolism, Zhongshan Hospital, Human Phenome Institute, Fudan University

* These authors contributed equally

이 논문에서

요약

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

본 연구는 난소 절제술과 운동 유발 열 발생 및 지속적인 고해상도 꼬리 피부 온도 모니터링을 결합하여 갱년기 안면 홍조의 마우스 모델을 확립합니다.

초록

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

안면 홍조는 폐경기 여성의 삶의 질을 크게 손상시키지만 근본적인 신경 메커니즘과 효과적인 치료법은 잘 알려져 있지 않습니다. 이 분야의 주요 과제는 지속적인 피부 온도 모니터링을 위한 신뢰할 수 있는 동물 모델과 비침습적 방법이 부족하다는 것입니다. 여기에서는 안면 홍조를 연구하기 위해 난소 절제술과 운동 유발 열 발생을 결합한 마우스 모델이 개발되었습니다. 3D 프린팅된 꼬리 슬리브로 고정된 원격 측정 로거를 사용하여 스트레스 없는 상태에서 꼬리 피부 온도를 지속적으로 모니터링했습니다. 또한 적외선 카메라는 열 생성 및 방출을 모니터링하는 보완적인 방법을 제공하여 체온을 보다 포괄적으로 평가할 수 있습니다. 이 모델을 사용하여 난소 절제술을 받은 마우스는 더 높은 피부 온도 상승과 더 낮은 심부 체온을 나타내는 것으로 밝혀졌으며, 이는 폐경기에서 관찰되는 안면 홍조 표현형을 효과적으로 모방했습니다. 이 접근 방식은 안면 홍조 모니터링을 위한 정확한 모델을 확립하며 체온 조절, 신경과학 및 임상 갱년기 연구 연구자에게 유용할 것입니다.

서론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

안면 홍조는 폐경기의 가장 흔하고 파괴적인 증상 중 하나이며 삶의 질을 크게 손상시킵니다1. 이러한 에피소드는 피부 온도의 갑작스러운 급상승에 이어 심부 체온이 일시적으로 떨어지는 것을 특징으로 하며2, 종종 심박수 증가, 불안 및 현기증을 동반합니다3. 심오한 영향에도 불구하고 효과적인 치료법은 여전히 제한되어 있으며4 이는 기본 메커니즘에 대한 더 깊은 이해의 필요성을 강조합니다.

안면 홍조를 연구하는 중요한 단계는 체온 조절 기능 장애를 정확하게 복제하는 신뢰할 수 있는 동물 모델을 개발하는 것입니다. 현재 주요 접근법은 피부 및 심부 체온의 변화를 유도하는 난소 절제술(OVX)을 포함합니다5. 그러나 이러한 변화는 스트레스나 주변 온도 변동에 의해 혼동될 수 있기 때문에 종종 일관성이 없습니다6. 더욱이 산발적인 안면 홍조와 같은 사건을 포착하는 것은 여전히 어려운 일입니다. 대체 방법은 설치류에서 급성 피부 혈관 확장을 유발하기 위해 약리학적 제제(예: 센크타이드, 캡사이신, 타목시펜 또는 날록손)를 사용합니다 7,8,9. 이러한 화합물은 빠르고 측정 가능한 피부 온도 상승을 일으키지만, 침습적 투여 및 용량 의존적 효과로 인해 체온 조절 반응의 해석이 복잡해집니다. 또한, 약물 유발 혈관 확장이 자연적인 안면 홍조의 생리적 조건을 완전히 요약하는지 여부는 불분명합니다. 따라서 보다 세련되고 신뢰할 수 있는 동물 모델이 시급히 필요합니다.

운동은 체온의 잘 알려진 조절제이며 인간의 안면 홍조 유도와 관련이 있습니다10. 일부 연구에서는 안면 홍조와 유사한 열 방출 패턴을 모방하기 위해 쥐의 강제 운동을 활용했습니다 11,12,13. 이 접근법은 온도 변동을 유발하는 비침습적 수단을 제공하지만, 특히 적외선 열화상 촬영을 통해 활성 마우스의 피부 온도를 모니터링하는 것은 기술적으로 어렵습니다. 또한 안면 홍조와 유사한 증상을 종합적으로 평가하려면 꼬리(피부)와 심부 체온을 지속적이고 장기간 기록해야 합니다.

이러한 한계를 극복하기 위해 난소 절제술과 트레드밀 유도 운동을 결합하여 안면 홍조와 같은 체온 조절 반응을 안정적으로 유발하는 최적화된 마우스 모델이 개발되었습니다. 실험에서 8-10주 동안의 C57BL/6J 마우스를 표준 조건(12:12 명암주기, 22°C±1°C, 50% ± 10% 습도)에서 사육했습니다. 또한 3D 프린팅 테일 슬리브로 고정된 원격 측정 온도 로거는 자유롭게 움직이는 마우스에서 스트레스 없이 지속적인 꼬리 온도 모니터링이 가능하도록 설계되었습니다. 열 생성 및 방출에 대한 보완적인 데이터를 제공하기 위해 적외선 열화상 촬영도 통합되었습니다. 이 모델은 안면 홍조의 메커니즘을 조사하고 잠재적인 치료 개입을 평가하는 데 유용한 도구 역할을 할 것입니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이러한 방법은 마우스 모델용으로 설계되었습니다. 마우스 연구는 Fudan University의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(2021JS0040)의 승인을 받았습니다. 프로토콜이 시행되기 전에 동물은 실험 동물의 관리 및 사용 지침에 따라 사육되었습니다. 이 연구에서 체중 20-23g의 8-10주 암컷 C57BL/6J 마우스를 표준 조건(12:12시간 명암주기, 22°C ± 1°C, 50% ± 10% 습도)에서 사육했습니다. 사용된 시약 및 장비에 대한 세부 사항은 재료 표에 나열되어 있습니다.

1. 실험 준비

  1. 표준 조건(12:12 명-암주기, 22°C±1°C, 50% ± 10% 습도)에서 사육된 8-10주 된 암컷 마우스 10마리를 자유롭게 음식과 물과 함께 준비합니다.
  2. 마우스를 OVX 및 가짜 그룹(n = 5/그룹)에 무작위로 할당합니다. 발정 주기의 동기화를 돕기 위해 집을 그룹화했습니다.
  3. 런닝머신 프로토콜 설정
    1. 연결된 컴퓨터에서 런닝머신 제어 소프트웨어 "TSE TreadMill(USB) 5.1.7_2"를 엽니다(보충 그림 1).
    2. 메뉴 모음에서 파일 > 새 파일 초기화 를 선택하여 새 실험 파일을 초기화합니다.
    3. 실행 프로토콜을 프로그래밍합니다.
      1. 첫 번째 세그먼트를 설정합니다: 0-20m/s에서 0-0.17초 가속도.
      2. 두 번째 세그먼트를 설정합니다: 0.17m/s에서 20-150초 정속.
      3. 세 번째 세그먼트를 설정합니다: 0.17-0.25m/s에서 150-170초 가속도.
      4. 최종 세그먼트를 설정합니다: 170m/s에서 600-0.25초 정속10,12.
        알림: 추가 스트레스를 피하기 위해 이 실험에서 전기 자극을 사용하지 마십시오.

2. 발정기 모니터링

  1. 피펫을 사용하여 100μL의 멸균 PBS로 세척하여 연속 8일 동안 매일 같은 시간에 염색 슬라이드에 질 면봉을 바르십시오.
  2. 휘기 후드에서 24시간 동안 슬라이드의 샘플을 자연 건조합니다.
  3. 실온에서 샘플을 100% 메탄올에 잠깐 담그십시오.
    주의: 메탄올은 흡입, 섭취 또는 피부 접촉에 의해 독성이 있습니다. 통풍이 잘 되는 흄 후드에서 사용하고 니트릴 장갑을 착용하고 스파크/화염을 피하십시오.
  4. PBS를 사용하여 상업용 20× Giemsa 염료를 1×로 희석합니다.
  5. 메탄올 고정 슬라이드를 1× Giemsa와 함께 어둠 속에서 1-2시간 동안 염색합니다.
  6. 이러한 연구14,15를 기반으로 발정기를 결정하기 위해 질 세포학을 검사합니다.
  7. 마우스가 발정기에 있을 때 실험을 진행합니다(그림 2B).
    알림: 스트레스로 인한 주기 중단을 피하기 위해 마우스를 부드럽게 다루십시오. 가성 임신을 방지하기 위해 피펫 팁을 깊게 삽입하지 마십시오.

3. 난소 절제술 수술

  1. 마우스의 체중을 기록하고 이소플루란으로 마우스를 마취합니다. 수술 중 동물의 체온을 유지하기 위해 가열 패드를 사용하십시오.
  2. 뒷다리 앞 양측 배외측 부위의 털을 깎고 70% 에탄올과 요오드로 번갈아 3회 소독한다.
  3. 피부에 1cm 길이의 척추주위 절개를 하고 끝이 뭉툭한 기구를 사용하여 밑에 있는 근육 조직에서 피부를 분리합니다. 그런 다음 근육벽을 절개합니다. 면봉으로 난소 지방 패드를 노출시킵니다.
  4. 봉합사로 난소 혈관을 결찰합니다. 수술용 가위로 난소 절제16.
  5. 층, 근육, 피부의 절개 부위를 비흡수성 봉합사로 봉합합니다. 수술 부위 주변의 피부를 식염수로 부드럽게 청소하여 마른 혈액이나 잔여 방부제 스크럽을 제거합니다.
  6. 가짜 대조군의 경우 난소를 건드리지 않고 지방 패드 조각을 자릅니다.
  7. 수술 후 7일 동안 매일 마우스의 건강을 모니터링합니다.
    참고: 마취 과정 전반에 걸쳐 마우스가 약 35°C의 가열 패드 위에 있는지 확인하십시오.

4. 코어 온도 로거 이식

  1. 로거 프로그래밍 및 초기화(보충 그림 2).
    1. 온도 로거를 도킹 스테이션에 수직으로 삽입합니다.
    2. 소프트웨어 메뉴 표시줄에서 레코더 > 연결을 클릭합니다.
    3. 메뉴 막대에서 편집 > 새 측정 시퀀스 정의를 선택합니다.
    4. 녹음 모드 옵션에서 다중 녹음 간격을 선택합니다.
    5. 매개변수 설정: 시작 날짜: [YYYY-MM-DD HH:MM], 종료 날짜: [YYYY-MM-DD HH:MM], 녹화 간격: 5분
    6. 시퀀스에 간격 설정을 추가합니다.
    7. 레코더를 클릭하여 새 측정 시퀀스> 시작합니다.
  2. 마취 하에 복부 피부를 면도하고 소독하십시오.
    알림: 이 복부 온도 로거 이식 절차는 여러 번의 수술을 피하기 위해 OVX 수술과 함께 수행할 수 있습니다.
  3. 횡격막 아래 약 1cm 아래에 2cm 정중선 피부 절개를 합니다.
  4. 백선을 따라 절개를 확장하여 복막강을 엽니다.
  5. 심부 온도 로거를 시상면을 따라 복강에 부드럽게 삽입합니다.
    알림: 정확한 온도 판독을 위해서는 적절한 배치가 중요합니다. 주변 온도가 측정을 방해할 수 있으므로 피부 근처에 표면적으로 배치하지 마십시오.
  6. 5-0 비흡수성 봉합사를 사용하여 복부 절개 부위를 봉합합니다.
  7. 요오드 용액으로 복부를 소독하십시오.
    알림: 회복하는 동안 동물을 면밀히 모니터링하십시오. 쥐가 완전히 깨어날 때까지 가열 패드를 사용하여 따뜻한 환경을 유지합니다.

5. 꼬리 장착형 온도 로거 부착

  1. 로거 프로그래밍 및 초기화(4.1단계 절차 참조, 기록 간격을 2분으로 수정).
  2. 에탄올 스와이프로 꼬리를 청소하십시오. 3D 슬리브를 70% 에탄올로 소독하고 슬리브 내부에 온도 로거를 고정합니다.
  3. 슬리브에 속경화 접착제를 바르십시오. 꼬리 베이스에서 1cm 떨어진 곳에 로거를 배치합니다(그림 1A). 로거의 감지면이 피부에 밀착되어 있는지 확인하십시오. 움직임 부담을 최소화하기 위해 로거가 꼬리의 복부 쪽에 고정되어 있는지 확인하십시오.
  4. 압력을 가하여 2분 동안 제자리에 고정합니다. 정확한 배치를 위해 필요한 경우 간단한 마취를 사용하십시오.
    알림: 매일 배치 후 꼬리 부종 또는 로거 분리를 모니터링하십시오. 적절하게 부착된 장치는 최소 3일 동안 잘 유지될 수 있습니다.

6. 런닝머신 실행 및 데이터 수집

  1. 1.3단계의 프로토콜을 사용하여 3일 동안 가벼운 단계 동안 마우스를 런닝머신에 적응시킵니다.
    1. 고정된 런닝머신 벨트에 마우스를 개별적으로 놓습니다. 환경 탐색 및 습관화를 위해 10분을 허용합니다.
    2. 프로토콜을 실행합니다.
      1. 측정 버튼을 클릭합니다. 시작을 클릭하여 런닝머신을 초기화합니다.
      2. 프로필 시작을 선택하여 프로그래밍된 실행 프로토콜을 시작합니다.
  2. 좋은 습관화를 위해 실험 24시간 전에 꼬리 온도 로거를 부착하십시오(5단계 참조).
  3. 실험일의 가벼운 단계에서 실행되는 런닝머신:
    1. 운동 10분 전에 적외선 카메라를 사용하여 30초 동안 기준 온도를 기록합니다. 심부 체온은 이식된 복부 온도 로거를 사용하여 동시에 기록됩니다.
    2. 1.3단계의 프로토콜에 따라 런닝머신에서 마우스를 실행합니다.
      알림: 마우스가 600초 동안 계속 실행되는지 확인하십시오. 쥐가 달리기를 멈추면 헤어 브러시를 사용하여 부드럽게 계속 움직이도록 권장하십시오.
    3. 런닝머신을 작동시킨 후 마우스를 깨끗한 케이지로 옮깁니다. 운동 후 0분, 5분, 10분, 15분에 적외선 열화상 촬영을 통해 꼬리 온도를 측정합니다.

7. 데이터 분석

  1. 적외선 및 심부 온도 데이터의 경우:
    1. 기준선을 운동 전 평균 온도로 계산합니다.
    2. 각 시점에 대한 ΔT(운동 후 온도-기준선)를 플로팅합니다.
  2. 테일 온도 로거 데이터의 경우:
    1. 운동 전 10분 평균을 기준으로 사용합니다.
    2. 운동 후 15분 동안 2분 간격으로 ΔT를 계산합니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

신뢰할 수 있는 체온 조절 모니터링 시스템 개발

코어 및 피부 온도 측정을 위한 신뢰할 수 있는 모델을 구축하기 위해 맞춤형 3D 프린팅 테일 슬리브는 꼬리 바닥에서 1cm 떨어진 곳에 온도 로거를 단단히 부착하도록 설계되었으며(그림 1A), 운동으로 인한 안면 홍조 중 열 방출을 지속적이고 정확하게 측정할 수 있습니다.

이 시스템은 중단 없는 24시간 꼬리 온도 모니터링을 허용했습니다(그림 1B). 기록된 데이터는 활동(야간) 단계에서 온도가 낮고 휴식(주간) 단계에서 온도가 높은 것을 특징으로 하는 명확한 주간 리듬을...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 연구는 갱년기 안면 홍조를 조사하기 위한 실용적이고 정량적인 마우스 모델을 확립하여 해당 분야의 중요한 격차를 해소합니다. 난소 절제술과 운동 유발 열 발생의 통합은 인간 안면 홍조의 핵심 특징, 즉 꼬리 피부 온도의 급격한 상승에 이어 심부 체온의 감소를 성공적으로 요약합니다18. 이 모델은 온도 변화를 증폭시키고 안면 홍조 유도에 대한 정밀한 시간적 제어를 허용함으로써 기존 접근 방식의 강점을 결합하고 확장합니다. 따라서 갱년기 체온 조절의 기초가 되는 신경생물학적 메커니즘을 조사하고 잠재적인 치료 개입을 평가하기 위한 강력한 플랫폼을 제공합니다.

꼬리 장착형 온도 로거는 이전 연구에서 일반적으로 사용된 기존의 유선 코어 체온 모니터에 비해 몇 가지 중요한 이점을 입증했습니다 6,19

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

저자는 경쟁 이해관계가 없음을 선언합니다.

감사의 글

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

이 원고에 도움을 주신 연구실 구성원들에게 감사의 말씀을 전하고 싶습니다. 이 작업은 32171144 중국 국가자연과학재단과 비전염성 만성 질환-국가 과학 기술 주요 프로젝트(2024ZD0530300)의 자금 지원을 받았습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
동물 이식형 온도 로거스타-오디DST 나노-T
C57BL/6J 마우스젬파마텍N000013
Giemsa 염색 솔루션비요타임C0133
적외선 열화상 바리오캠VC HD 헤드 980
런닝머신 시스템TSETreadmill_6M

참고문헌

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stearns, V., et al. Hot flushes. Lancet. 360 (9348), 1851-1861 (2002).
  2. Gombert-Labedens, M., Kristine, V., Andrea, F., Maloney, S. K., Baker, F. C. Effects of menopause on temperature regulation. Temperature. 12 (2), 92-132 (2025).
  3. Kronenberg, F. Menopausal hot flashes: A review of physiology and biosociocultural perspective on methods of assessment. J Nutr. 140 (7), 1380S-1385S (2010).
  4. Koysombat, K., Mcgown, P., Nyunt, S., Abbara, A., Dhillo, W. S. New advances in menopause symptom management. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 38 (1), 101774(2024).
  5. Kobayashi, T., et al. Elevation of tail skin temperature in ovariectomized rats in relation to menopausal hot flushes. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 278 (4), R863-R869 (2000).
  6. Krajewski-Hall, S. J., Blackmore, E. M., Mcminn, J. R., Rance, N. E. Estradiol alters body temperature regulation in the female mouse. Temperature (Austin). 5 (1), 56-69 (2018).
  7. Krull, A. A., Larsen, S. A., Clifton, D. K., Neal-Perry, G., Steiner, R. A. A comprehensive method to quantify adaptations by male and female mice with hot flashes induced by the neurokinin B receptor agonist senktide. Endocrinology. 158 (10), 3259-3268 (2017).
  8. Merchenthaler, I., et al. The effect of estrogens and antiestrogens in a rat model for hot flush. Maturitas. 30 (3), 307-316 (1998).
  9. Zhang, Z., et al. Estrogen receptor alpha in the brain mediates tamoxifen-induced changes in physiology in mice. Elife. 10, e63333(2021).
  10. Witkowski, S., et al. Acute increases in physical activity and temperature are associated with hot flash experience in midlife women. Menopause. 31 (7), 600-607 (2024).
  11. Ban, Y. -H., et al. A hop extract Lifenol improves postmenopausal overweight, osteoporosis, and hot flash in ovariectomized rats. Evid Based Complement Alternat Med. 2018 (1), 2929107(2018).
  12. Shuto, H., et al. Forced exercise-induced flushing of tail skin in ovariectomized mice, as a new experimental model of menopausal hot flushes. J Pharmacol Sci. 98 (3), 323-326 (2005).
  13. Wilhelms, D. B., et al. CGRP is critical for hot flushes in ovariectomized mice. Front Pharmacol. 9, 1452(2018).
  14. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), e35538(2012).
  15. Cora, M. C., Kooistra, L., Travlos, G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: Review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicol Pathol. 43 (6), 776-793 (2015).
  16. Rowe, A. A., Issioui, Y., Johnny, B., Wert, K. J. Murine orchiectomy and ovariectomy to reduce sex hormone production. J Vis Exp. (201), e64379(2023).
  17. Goldman, J. M., Murr, A. S., Cooper, R. L. The rodent estrous cycle: Characterization of vaginal cytology and its utility in toxicological studies. Birth Defects Res B Dev Reprod Toxicol. 80 (2), 84-97 (2007).
  18. Freedman, R. R. Physiology of hot flashes. Am J Hum Biol. 13 (4), 453-464 (2001).
  19. Zhang, Z., et al. Estrogen-sensitive medial preoptic area neurons coordinate torpor in mice. Nat Commun. 11 (1), 6378(2020).
  20. Ekambaram, G., Sampath Kumar, S. K., Joseph, L. D. Comparative study on the estimation of estrous cycle in mice by visual and vaginal lavage method. J Clin Diagn Res. 11 (1), Ac05-Ac07 (2017).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

이 JoVE 논문의 텍스트 또는 그림 재사용 허가 요청

허가 요청

태그

관련 논문