방법 논문

나무를 뚫는 곤충과 관련된 군림 진드기 사육

705 조회수

⸱

DOI:

10.3791/69039

⸱

2025년 9월 2일

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

이 논문에서

요약

여기에서는 실험 또는 응용 연구를 위한 맞춤형 식량 공급원과 확장 가능한 방법을 갖춘 사육 단위를 사용하여 포식성 및 식균성 종을 포함하여 나무 구멍 곤충과 관련된 구경 진드기의 실험실 배양을 확립하고 유지하기 위한 프로토콜을 제시합니다.

초록

산상 진드기는 딱정벌레목(Coleoptera): Curculionidae 및 Cerambycidae와 같은 광범위한 나무 구멍 곤충의 일반적인 연관사입니다. 군중 진드기는 숙주의 번식지에 접근할 수 있는 몇 안 되는 유기체 그룹 중 하나입니다. 이 유기체는 미세하여 나무를 뚫는 곤충 갤러리 내에서 생물적 및 비생물적 조건에 대한 긴밀한 연관성과 친화력을 확립합니다. 갤러리 내 이들의 존재는 딱정벌레의 행동과 번식에 상당한 영향을 미칠 수 있습니다. 일부 종은 딱정벌레와 상호적 곰팡이의 자연적인 길항제 역할을 하여 딱정벌레의 성공을 보장하는 공생 관계를 방해할 수 있습니다. 이러한 특성으로 인해 헌동 진드기는 목재 구멍 해충을 표적으로 하는 생물학적 방제 프로그램의 유망한 후보가 됩니다. 그러나 이러한 진드기를 사육하기 위한 재현 가능한 방법은 진드기의 기본 생물학과 생태학을 연구하고 생물 방제제로서의 잠재력을 평가하는 데 필요합니다. 그 중요성에도 불구하고 현재 포획된 영입 진드기 개체군을 유지하기 위한 자세한 프로토콜은 없습니다. 이 연구는 두 그룹의 군림 진드기, 즉 식균자/식민(Acari: Astigmata)(즉, Histiogaster arborsignis) 및 포식자(Acari: Mesostigmata)(즉, Proctolaelaps spp.)를 사육하기 위한 실용적이고 접근 가능한 접근 방식을 제시합니다. 우리는 압연 보리 알갱이와 선충류를 각각 이러한 진드기의 영양 공급원으로 사용할 것을 제안합니다. 이러한 식품 공급원은 실용적이고 널리 접근할 수 있으며 최소한의 유지 관리만 필요하며 대상 진드기 그룹의 영양 요구 사항에 맞는 표준화된 식단을 제공합니다. 석고 숯 기반 기판은 습도 조절 매트릭스로 사용됩니다. 이 조합은 식량 자원과 이러한 진드기의 장기적인 유지 및 번식을 위한 적절한 미세 서식지를 모두 제공합니다. 설명된 방법은 확장 가능하여 연구자가 콜로니 크기와 실험 요구 사항에 비례하여 사육 단위를 확장할 수 있습니다. 이 프로토콜은 진드기의 생태학적 역할에 대한 연구를 발전시키는 데 중요한 도구를 제공합니다. 실험적으로 검증된 이 시스템은 실험실 조건에서 다른 진드기 분류군을 사육하는 데 적응성을 유지하면서 몇 달 및 여러 세대에 걸쳐 장기적인 군집 생존 가능성을 보장합니다.

서론

많은 나무를 뚫는 곤충은 대부분의 생애주기를 나무 안에서 완료하며, 그곳에서 먹이를 먹고 종종 식물 병원균의 매개체 역할을 하여 농업 및 산림 생태계에 심각한 위험을 초래합니다 1,2. 가장 해로운 그룹 중에는 Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae 및 Curculionidae과의 침입성 딱정벌레가 있으며, 이는 전 세계적으로 광범위한 나무 사망 및 경제적 손실과 관련이 있습니다3. 플로리다에는 35종 이상의 암브로시아 딱정벌레(딱정벌레목: Curculionidae)가 서식하고 있으며, 최소 15종이 아보카도 나무에 감염되는 것으로 알려져 있습니다 4,5. 과수원에서 흔히 볼 수 있는 종으로는 Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis(Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus(Fabricius), X. volvulus(Fabricius), X. gracilis(Eichhoff) 및 Xylosandrus crassiusculus(Motschulsky)가 있으며, 종종 같은 나무에서 공존합니다 4,6. 이 딱정벌레는 주로 공생 곰팡이를 매개체로 하기 때문에 피해를 입히며, 그 중 일부는 식물에 병원성이 있습니다7. 가장 심각한 병원체는 월계수 시들음병의 원인균인 Harringtonia lauricola로, 2002년경 주요 매개체인 Xyleborus glabratus Eichhoff와 함께 미국에 도입되었습니다 8,9. 월계수 시들음병은 플로리다의 아보카도 산업과 토종 로라스과를 황폐화시켜50억 그루 이상의 나무를 죽였습니다 10,11. 더욱이, H. lauricola는 이제 X. glabratus가 드문 아보카도 시스템에서 대체 매개체로 기능하는 여러 암브로시아 딱정벌레 종과 관련하여 발생합니다 4,12.

진드기(Acari)는 광범위한 생태학적 틈새를 차지하는 매우 다양한 절지동물입니다. 그 중 몇몇 그룹은 포식적 행동, 높은 번식률, 토양, 식물 표면, 저장된 제품 등 다양한 환경에서 번성할 수 있는 능력으로 인해 생물학적 방제제로서의 잠재력이 점점 더 인식되고 있습니다. 온실, 종묘장, 농경지에서 해충 발생을 억제하는 능력은 통합 해충 관리(IPM) 프로그램에서 그 중요성을 강조합니다13,14. 예를 들어, Phytoseiidae과에는 생물학적 방제에 상당히 중요한 여러 종, 특히 Neoseiulus californicus Berlese 및 Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot가 포함되어 있으며, 이는 온실 및 밭 작물에서 거미 진드기(Acari: Tetranychidae)와 총채벌레를 억제하는 데 광범위하게 활용됩니다15. 마찬가지로, 라엘라피드 진드기 Stratiolaelaps scimitus는 곰팡이 모기 유충 및 총채벌레 번데기와 같은 토양에 서식하는 해충을 표적으로 하는 생물학적 방제제이며 통합 해충 관리 프로그램에 광범위하게 통합됩니다16. Phoretic 진드기는 이러한 맥락에서 유망한 그룹을 나타냅니다. 이 진드기는 분산을 위해 숙주와의 일시적인 연관성에 의존하며 나무껍질 및 암브로시아 딱정벌레와 같은 나무를 뚫는 곤충의 갤러리 또는 새끼 방에서 자주 발견됩니다 17,18,19.

진드기의 다양성은 형태와 생태 모두로 확장됩니다. 일부는 식균성 및 해충성 섭식 행동을 나타내는 반면 다른 일부는 포식성입니다. 숙주와의 근접성을 고려할 때, 진드기는 알과 유충을 포식하거나, 물리적으로 손상시키거나, 간접적으로 나무를 뚫는 곤충의 공생 관계를 방해함으로써 곤충 개체군을 억제할 수 있는 잠재력을 가지고 있습니다 20,21,22,23.

진드기와 진드기의 잠재적인 생물학적 방제제에 대한 관심이 높아지고 있음에도 불구하고 진드기에 대한 사육 프로토콜의 개발은 여전히 제한적입니다. 일부 연구에서는 자유 생활 포식성 진드기를 배양하는 방법(Acari: Mesostigmata)24,25; 그러나 설명에는 진드기 군집의 초기 설정에 대한 지침이 부족한 경우가 많아 새로운 진드기 학자에게는 어려움이 됩니다. 현재 장기 실험실 콜로니를 유지하거나 실험용으로 헌동 진드기를 사육하기 위해 확립된 프로토콜은 없습니다. 이 연구에서 제시된 프로토콜은 포식성(즉, Mesostigmata) 및 식균성/부패식성(즉, Astigmata) 진드기를 모두 사육하기 위한 실용적이고 확장 가능하며 재현 가능한 방법을 제공함으로써 이러한 격차를 해소합니다. 이 프로토콜은 영동 진드기의 맥락에서 설명되지만 다른 진드기에 광범위하게 적용할 수 있으며 다양한 연구 목표에 맞게 쉽게 조정할 수 있습니다. 예를 들어, 이 방법을 사용하여 사육된 난시 진드기는 포식성 진드기의 인위적인 먹이가 될 수 있습니다26,27.

이 연구는 광범위하게 적용 가능한 기질과 식이 조합이 다양한 진드기 분류군(Mesostigmata 및 Astigmata)에 걸쳐 지속적인 생존과 번식을 지원할 수 있다는 가설 하에 산모진드기에 대한 표준화된 사육 프로토콜을 개발하고 평가하는 것을 목표로 했습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

프로토콜

여기에 설명된 프로토콜은 토양 절지동물에 대한 대량 사육 기술에 대한 이전 설명의 업그레이드된 적응입니다24,25. 또한 오토클레이브 가능한 비닐 봉지를 사용하여 식균/부패동물 영리 진드기(즉, Astigmata)를 대량 사육하는 새로운 방법도 포함되어 있습니다. 사용된 시약과 장비는 재료표에 나와 있습니다.

1. 사육 단위 기질의 준비

  1. 1-5마리의 진드기로 배양을 시작할 때 5mL 나사식 뚜껑 용기를 사용하여 군집 형성 중 진드기 시각화를 용이하게 합니다. 시작 용기 크기를 알기 위해 용기 부피 30mL당 약 20마리의 진드기를 계산하십시오.
    참고: 예를 들어, 5-20마리의 진드기로 배양을 시작할 때는 30mL 이하의 나사식 뚜껑 투명 용기를 사용하십시오. 20-40마리의 진드기로 배양을 시작할 때는 다음 용기 크기(60mL)를 활용합니다.
  2. 500mL 오토클레이브 가능한 비커에 파리 석고 90g과 분말 활성탄(9:1) 10g의 건조 혼합물을 준비합니다. 고압멸균하기 전에 완전히 섞일 때까지 분말을 저어줍니다.
  3. 고압멸균 과정에서 물이 용기에 들어가는 것을 방지하기 위해 비커를 알루미늄 호일로 덮으십시오.
  4. 오토클레이브식 비커에 유기 껍질 조각과 물이끼 (2:1)의 혼합물을 준비합니다. 사육 용기의 절반 정도를 덮을 만큼 충분히 준비하십시오.
    참고: 예를 들어, 120mL 용기를 준비할 때 약 60mL의 기질을 준비합니다.
  5. 고압멸균 과정에서 물이 용기에 들어가는 것을 방지하기 위해 비커를 알루미늄 호일로 덮으십시오.
  6. 증류수 500mL를 오토클레이브 가능한 비커에 붓습니다.
  7. 비커를 알루미늄 호일로 덮습니다.
  8. 건조 혼합물, 나무껍질-이끼 혼합물 및 증류수를 별도의 뚜껑이 있는 비커에 오토클레이브합니다. 오토클레이브를 121°C 및 15psi에서 30분 동안 설정하고 건조 시간을 30분으로 둡니다.
  9. 재료를 약 1시간 동안 실온(25°C)으로 식히십시오. 냉각하는 동안 모든 재료를 호일로 덮어 두십시오.
  10. 식으면 고압멸균된 증류수 50mL를 활성탄-석고 혼합물에 한 번에 붓고 물을 더 추가할 때마다 혼합물을 혼합합니다. 크림 같은 일관성이 될 때까지 이 과정을 반복합니다(이상적인 일관성은 마요네즈와 유사함).
  11. 즉시 혼합물을 병 바닥에 붓고 평평한 표면에 몇 번 가볍게 두드려 기포를 제거합니다. 혼합물의 1cm 층을 만들 만큼 충분히 붓습니다.
    참고: 30mL보다 작은 병을 사용하는 경우 층의 두께를 병 높이의 약 25%로 조정하십시오.
  12. 혼합물이 완전히 건조될 때까지 기다립니다(약 6시간)(그림 1A,B).
  13. 더 어두운 회색이 될 때까지 증류수를 맨 아래 층에 추가합니다. 표면을 젖히지 않고 이 층을 포화시키기에 충분한 물을 추가하십시오. 물을 과도하게 부을 경우 종이 타월을 사용하여 과도한 물을 흡수하십시오.
  14. 유기농 껍질 조각과 물이끼 (2:1)의 고압멸균 혼합물을 사육 장치에 추가합니다. 사육 장치의 절반 이하를 덮을 만큼 충분히 추가합니다(그림 1C).
    참고: 1-5마리의 진드기로 배양을 시작하는 경우 군집 형성 중 진드기 시각화를 용이하게 하기 위해 나무 껍질 및/또는 물이끼 가닥 한 가닥을 추가합니다(그림 2A).

2. 통풍 뚜껑 준비

  1. 항아리 뚜껑 중앙에 구멍을 뚫습니다. 30mL 병의 경우 직경 1cm의 구멍을 뚫습니다. 더 큰 용기의 경우, 용기의 부피가 30mL 증가할 때마다 직경 약 2mm의 비율로 구멍의 크기를 늘립니다(즉, 60mL 용기의 경우 직경 1.2mm, 90mL 용기의 경우 1.4mm 등).
    참고: 30mL보다 작은 병을 사용할 때 기질이 빨리 건조되므로 뚜껑에 구멍을 뚫지 않는 것이 좋습니다(그림 2B). 공기 교환을 위해 용기를 2일마다 개봉해야 합니다.
  2. 뜨거운 접착제를 사용하여 구멍 위에 진드기 방지 메쉬(80μm 구멍 이하)를 부착합니다. 뚜껑 양쪽의 구멍 주위에 뜨거운 접착제를 발라 모든 틈새가 덮이도록 합니다(그림 1D).

3. 먹이 공급원 및 헌운 진드기 이동

  1. 사육 단위에서 먹이/먹이의 작은 패치(표면의 약 20%)를 별도로 제공합니다.
    알림: 사육되는 진드기의 먹이 습관에 따라 먹이 공급원을 결정하십시오. 포식성 진드기(즉, Mesostigmata)의 경우 선충류 및/또는 Astigmata 진드기의 유충 및 알(즉, Aleuroglyphus ovatus 또는Thyreophagus entomophagus)을 제공합니다.27. 포식성 진드기를 먹일 수 있는 가장 접근하기 쉽고 배양하기 쉬운 선충은 미세벌레(Panagrellus spp.)입니다. (선충다: Panagrolaimidae), 생선 튀김의 식량 공급원으로 사용하기 위해 상업적으로 쉽게 구할 수 있습니다. 또는 Steinernema spp. 및 Heterorhabditis spp.28과 같은 상업적으로 이용 가능한 곤충병원성 선충을 활용합니다. 곰팡이 식열동물/부패동물(예: 난시)의 경우 압연 보리 알갱이와 압연 귀리를 제공하십시오.
  2. 미세한 붓을 사용하여 진드기를 사육 장치로 옮깁니다.
  3. 문화권에 레이블을 지정합니다. 학명과 일반 이름(가능한 경우), 날짜, 수집 장소, 호스트를 작성하십시오.
  4. 24시간 후, 입체 현미경으로 진드기를 관찰하여 진드기가 선호하는 먹이/먹이를 결정합니다.
  5. 배양물을 완전한 어둠 속에서 25-27°C의 온도 범위로 유지하십시오.

4. 숙주 및 영입 진드기 수집

  1. 시동 호스트를 선택하고 찾습니다. 많은 나무 구멍 딱정벌레와 기타 곤충은 진드기의 영동 숙주 역할을 합니다. 정찰 지역 및 구상 숙주가 차지하는 특정 생태 틈새.
  2. 미끼, 덫, 그물 수집 및/또는 손 따기와 같이 수집 후에도 진드기가 살아 있을 수 있는 방법을 사용하여 숙주를 수집합니다. 살상제를 사용하지 마십시오.
    참고: 수집 방법은 시영 숙주에 따라 다릅니다. 예를 들어, 나무껍질 및 암브로시아 딱정벌레는 린드그렌 깔때기 트랩을 사용하거나, 통나무를 수동으로 굴착하거나, 감염된 통나무를 출현 챔버 역할을 하는 용기에 넣음으로써 수집할 수 있습니다29.
  3. 영동 숙주를 실험실로 옮깁니다.
  4. 실체현미경(40-200x)을 사용하여 숙주 신체의 영문진드기를 찾습니다.
    참고: 산모진드기는 일반적으로 딱정벌레 날개(겉날개), 부드러운 큐티클(즉, 다리와 몸 부분 사이), 흉부 및 겉날개 아래에 부착됩니다.
  5. 사육 장치를 준비한 후(2단계, 3단계, 4단계 다음) 고운 붓을 사용하여 숙주의 몸에서 진드기를 조심스럽게 추출합니다.
  6. 수집된 개체를 실체현미경(40-200×)으로 검사하여 사육 단위에 추가된 모든 진드기가 형태학적으로 균일한지 확인합니다. 여러 형태형이 검출되면 분리하고 각 별개의 형태형에 대해 개별 사육 단위를 설정합니다.
  7. 미세한 페인트 브러시를 사용하여 연동 진드기를 사육 장치로 옮깁니다.

5. 문화 유지

  1. 2일마다 입체 현미경(40-200×)으로 배양물을 관찰합니다. 포자체(곰팡이), 기타 진드기 및 박테리아에 의한 오염 징후가 있는지 확인하십시오.
  2. 집게와 같은 멸균된 도구를 사용하여 오염을 수동으로 제거합니다. 작은 곰팡이 성장은 페인트 브러시로 균사에 직접 70% EtOH를 부드럽게 도포하여 관리할 수 있습니다. 인식할 수 없는 진드기를 제거합니다.
    참고: 일부 진드기 생활 단계는 형태학적으로 다른 단계와 다르게 보입니다. 예를 들어, 많은 난시 진드기는 다른 생활 단계와 유사하지 않은 영동 deutonymphs(hypopi)를 생성합니다. 사육되는 진드기의 생애 단계 간의 형태학적 차이에 대한 문헌을 조사하십시오.
  3. 식량 공급원을 보충하십시오. 사육 장치가 더러워지지 않도록 다음 배양 유지 관리 전에 섭취할 만큼의 음식을 추가하십시오.
  4. 습도를 높게 유지하기 위해 실험 장치 바닥에 증류수를 추가하십시오(>75%). 피펫을 사용하여 물을 1mL 단위로 추가합니다. 표면을 젖히지 않고(반짝이지 않게) 이 층을 포화시키기에 충분한 물을 추가합니다. 표면이 지나치게 촉촉해지면 종이 타월을 사용하여 표면이 불투명해질 때까지 과도한 물을 흡수하십시오.
    참고: 층이 물을 흡수하면 더 어두운 회색으로 변합니다.
  5. 일주일에 한 번, 기질이 압축되지 않도록 사육 장치를 부드럽게 흔듭니다. 이 단계는 500mL 이상의 용기에 보관되는 배양균에 중요합니다.

6. 포식성 진드기 배양 규모 확대

  1. 배양 확립 2-4주 후 또는 배양이 진드기로 포화되면 위에서 설명한 단계에 따라 먹이가 들어 있는 더 큰 크기의 항아리를 준비합니다. 필요한 병의 크기를 알기 위해 옮겨지는 진드기의 수를 추정하고 20mL당 30마리의 진드기 규칙을 활용하십시오.
    참고: 배양물이 진드기로 포화되면 진드기는 기질 위와 뚜껑 위에서 기어 다니기 시작합니다. 일반적으로 문화권을 더 큰 컨테이너로 확장할 때입니다.
  2. 진드기가 있는 모든 기질을 기존 항아리에서 새 항아리로 옮깁니다.
  3. 새 항아리 위에 오래된 항아리를 거꾸로 놓고 바닥을 두드려 진드기를 기존 경기장에서 새 사육 장치로 제거합니다.
  4. 오래된 항아리에 상당한 수의 진드기가 남아 있으면 고운 페인트 브러시를 사용하여 수동으로 옮기십시오.

7. 비닐봉지를 대량 사육하는 데 있는 곰팡이/부패동물 배양 규모 확대

참고: 곰팡이/부패동물 진드기가 곡물을 섭취함에 따라 균열과 부패하는 유기물이 사육 기질을 빠르게 더럽혀 진드기에 해로운 조건을 만들 수 있습니다. 따라서 최대 120mL 병의 작은 사육 단위를 사용하여 식균성 진드기의 작은 군집을 유지하는 것이 좋습니다. 진드기를 확장하거나 대량 사육하려면 말린 보리가 담긴 오토클레이브 백을 사용하는 것이 좋습니다.

  1. 100cm x 19cm x 32cm 여과 가능한 백(버섯 재배에 일반적으로 사용됨)에 압연 보리 또는 귀리 32g을 추가합니다(그림 3).
  2. 곡물에 증류수 25mL를 첨가하십시오.
  3. 오토클레이브에서 파열되지 않도록 가방을 느슨하게 닫으십시오.
  4. Liquid 30 사이클(121°C)을 사용하여 백을 오토클레이브합니다.
  5. 진드기를 도입하기 전에 곡물이 완전히 식을 때까지 기다리십시오.
    알림: 곡물은 고압멸균 후 부드럽고 촉촉해야 합니다. 초기 물의 양은 가공 방식의 차이로 인해 곡물 유형과 브랜드에 따라 달라질 수 있습니다. 곡물에 첨가되는 물의 양은 프로토콜 권장 사항(25mL)에서 5-10mL씩 늘리거나 줄여 조정할 수 있습니다. 예를 들어, 곡물이 완전히 건조해 보이면 고압멸균하기 전에 물 5-10mL를 추가하십시오. 백 바닥에 눈에 보이는 물이 있는 경우 고압멸균 전에 첨가하는 물의 양을 5-10mL 줄입니다.
  6. 진드기를 사육 항아리에서 가방으로 옮깁니다. 작은 티스푼 또는 이에 상응하는 것을 사용하여 표면에서 모든 생애 단계의 혼합물을 퍼냅니다. 곡물 기질과 함께 진드기만 옮깁니다. 나무 껍질과 물이끼 조각은 곰팡이 오염의 원인이므로 옮기지 마십시오.
  7. 열 비닐 봉지 실러를 사용하여 가방을 밀봉하십시오.
  8. 배양액을 25-27 °C의 온도 범위, 가급적이면 어둠 속에 보관하십시오.

8. 비닐봉지에 담긴 곰팡이/식생동물 배양 유지

  1. 진드기가 곡물을 섭취하면 곡물이 가루로 변하고 압축되는 경향이 있습니다. 일주일에 두 번 백을 저어서 식품 기질이 공기가 통해지고 혼합되도록 합니다.
  2. 곡물의 대부분(>75%)을 섭취했거나 곰팡이나 박테리아로 오염된 경우 8단계에 따라 새 백을 준비하십시오.
  3. 진드기를 새 가방으로 옮깁니다. 진드기 농도가 가장 높으므로 분말 기질을 옮기십시오.
    참고: 진드기를 새 진드기로 옮기기 전에 가방에 넣어야 하는 시간은 해당 진드기 종, 처음 유입된 진드기 수 및 보관 온도에 따라 다릅니다. 대부분의 경우 가방은 교체해야 하기 전에 약 3주 동안 지속됩니다.

9. 월간 식민지 검사

  1. 한 달에 한 번, Hoyer의 배지30을 사용하여 군집에서 5-10마리의 성체 진드기의 현미경 슬라이드를 준비합니다.
  2. 현미경(400-1000x)으로 표본을 검사하여 사육 중인 진드기 종이 오염 물질로 대체되지 않았는지 확인하십시오.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

결과

이 원고에 설명된 프로토콜은 두 가지 포식성 진드기 종인 Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) 및 Proctolaelaps sp.(Mesostigmata: Melicharidae)와 식균/부패동물 종인 Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae)의 성장과 번식을 실험실 조건에서 효과적으로 지원했습니다. 각 진드기 종에 대해 10개의 콜로니(복제)가 준비되었습니다. 각 콜로니는 처음 7일 동안 5mL 경기장(2, 3, 4 및 5단계에 설명된 대로)에 보관된 5명의 개체로 시작된 다음 추가 성장을 지원하기 위해 더 큰 120mL 경기장으로 옮겨졌습니다(6단계에 설명된 대로). 경기장은 완전한 어둠 속에서 25°C로 유지되었고 개체수는 14일 동안 모니터링되었습니다.

진드기 수는 모든 종에 걸쳐 상당한 개체수 증가를 나타냈습니다. 7일째까지 평균 개...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

토론

본 연구는 제안된 사육 프로토콜이 통제된 실험실 조건에서 포식성 진드기(Lasioseius safroi 및 Proctolaelaps sp.)와 식균성/분열성 종(Histiogaster arborsignis)의 생존과 번식을 효과적으로 지원했음을 보여줍니다. 14일 동안 상당한 개체군 증가가 기록되었으며, mL에서 120mL 경기장으로 전환한 후 평균 군집 크기가 200마리를 초과했습니다. 이러한 결과는 프로토콜의 견고성을 확인하고 다양한 진드기 분류군을 유지하기 위한 적응성을 강조합니다. 또한, 관찰된 확장성은 생태 연구 및 경제적으로 중요한 해충을 대상으로 하는 생물학적 방제 프로그램 개발에 대한 잠재적 적용 가능성을 강조합니다.

사육 프로토콜의 핵심 구성 요소는 활성탄과 파리 석고로 구성된 기초층으로, 다양한 토양에 서식하는 절지동물을 사육하는 데 이미 널리 사용되는 ...

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

공개 사항

저자는 선언할 이해 상충이 없습니다.

감사의 글

부분적으로 이 연구는 USDA 사내 프로젝트(5010-22410-024-00-D) 및 USDA NIFA 보조금 2024-51181-43302에 따라 National Plant Disease Recovery System의 지원을 받았습니다.

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재료

이 논문에 사용된 재료 목록
이름회사카탈로그 번호댓글
뚜껑이 있는 투명 용기 5mL아마존 - Medsuo‎ Y-ZS-11-299
디테일 얇은 페인트 브러시 세트 6개아마존 - 트랜슨SJGGX6
매일 알루미늄 호일 레이놀즈 랩https://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19
457576830& gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
임펄스 히트 백 실러아마존 - runruii619438296390
멀티 필터 스트립 오토클레이브 백아마존 - Microsac 가방B076C2KTMD
유기농 코코넛 활성탄(분말) 식품 등급아마존 - Belle Chemical교류 - 01
파리의 석고(분말)DAP10318
렙티 바크동물원 의학RB4
압연 보리 플레이크아마존 - 멀버리 레인 농장B015EURFTY
압연 귀리퀘이커30000562314
물이끼아마존 - 리아레B0B1TCJQ6R
스테인레스 스틸 짠 와이어 200 메쉬타임셋TXJ-484-미국
스테리스 암스코 연구소 250스테리스RSLAB250
Walter Worm - Panagrellus silusioides 배양아마존 - 조쉬의 개구리B08XY3LM46
넓은 입 플라스틱 항아리 라운드 클리어 블랙 뚜껑아마존 - 영원한 순간73417297318230 - 250 mL 사용 가능

참고문헌

  1. Global review of forest pests and diseases. FAO For Pap. 156, FAO. https://openknowledge.fao.org/server/api/core/bitstreams/6ff74325-97d5-402d-8bc6-a13209a84005/content. (n.d.) (2025).
  2. Linnakoski, R., Forbes, K. M. Pathogens-the hidden face of forest invasions by wood-boring insect pests. Front Plant Sci. 10, 90(2019).
  3. Haack, R. A. Intercepted Scolytidae (Coleoptera) at U.S. ports of entry:1985-2000. Integr Pest Manag Rev. 6, 253-282 (2001).
  4. Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Ambrosia beetles (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) that breed in avocado wood in Florida. Fla Entomol. 95, 573-579 (2012).
  5. Gomez, D. F., Rabaglia, R. J., Fairbanks, K. E. O., Hulcr, J. North American Xyleborini north of Mexico: A review and key to genera and species (Coleoptera, Curculionidae, Scolytinae). ZooKeys. 768, 19-68 (2018).
  6. Atkinson, T. H., Carrillo, D., Duncan, R. E., Peña, J. E. Occurrence of Xyleborus bispinatus (Coleoptera: Curculionidae: Scolytinae) . Eichhoff in southern. 3669, 96-100 (2013).
  7. Hulcr, J., Dunn, R. R. The sudden emergence of pathogenicity in insect-fungus symbioses threatens naïve forest ecosystems. Proc R Soc B. 278, 2866-2873 (2011).
  8. Fraedrich, S. W., et al. A fungal symbiont of redbay ambrosia beetle causes a lethal wilt in redbay and other Lauraceae in the southern United States. Plant Dis. 92, 215-224 (2008).
  9. Harrington, T. C., Fraedrich, S. W., Aghayeva, D. N. Raffaelea lauricola, a new ambrosia beetle symbiont and pathogen on the Lauraceae. Mycotaxon. 104, 399-404 (2008).
  10. Evans, E. A., Crane, J., Hodges, A., Osborne, J. L. Potential economic impact of laurel wilt disease on the Florida avocado industry. HortTechnology. 20 (1), 234-238 (2010).
  11. Ploetz, R. C., et al. Recovery plan for laurel wilt of avocado, caused by Raffaelea lauricola. Plant Health Prog. 18, 51-77 (2017).
  12. Carrillo, D., et al. Lateral transfer of a phytopathogenic symbiont among native and exotic ambrosia beetles. Plant Pathol. 63, 54-62 (2014).
  13. Carrillo, D., De Moraes, G. J., Peña, J. E. Prospects for biological control of plant feeding mites and other harmful organisms. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. , Springer International Publishing. Cham, Switzerland. 81-123 (2015).
  14. Knapp, M., van Houten, Y., van Baal, E., Groot, T. Use of predatory mites in commercial biocontrol: current status and future prospects. Acarologia. 58 (Suppl), 72-82 (2018).
  15. Barber, A., Campbell, C. A. M., Crane, H., Lilley, R., Tregidga, E. Biocontrol of two-spotted spider mite Tetranychus urticae on dwarf hops by the phytoseiid mites Phytoseiulus persimilis and Neoseiulus californicus. Biocontrol Sci Technol. 13, 275-284 (2003).
  16. Moreira, G. F., De Moraes, G. J. The potential of free-living laelapid mites (Mesostigmata: Laelapidae) as biological control agents. Prospects for Biological Control of Plant Feeding Mites and Other Harmful Organisms. Carrillo, D., De Moraes, G., Peña, J. , Springer. Cham. 81-123 (2015).
  17. Binns, E. S. Phoresy as migration-some functional aspects of phoresy in mites. Biol Rev. 57 (4), 571-620 (1982).
  18. Chaires-Grijalva, M. P., et al. Acarine biodiversity associated with bark beetles in Mexico. Acarol Stud. 1, 152-160 (2019).
  19. Hofstetter, R. W., Moser, J., Blomquist, S. Mites associated with bark beetles and their hyperphoretic ophiostomatoid fungi. Biodiversity Series. 12, 165-176 (2014).
  20. Vissa, S., Hofstetter, R. W. The role of mites in bark and ambrosia beetle-fungal interactions . Insect Physiology and Ecology. , IntechOpen. (2017).
  21. Cardoza, Y. J., et al. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37 (4), 956-963 (2008).
  22. Hofstetter, R. W., Moser, J. C. The role of mites in insect-fungus associations. Annu Rev Entomol. 59, 537-557 (2014).
  23. Moser, J. C. Mite predators of the southern pine beetle. Ann Entomol Soc Am. 68 (6), 1113-1116 (1975).
  24. Abbatiello, M. J. A culture chamber for rearing soil mites. Turtox News. 43 (7), 162-164 (1965).
  25. Freire, R. A. P., De Moraes, G. J. Mass production of the predatory mite Stratiolaelaps scimitus (Womersley) Acari: Laelapidae). Syst Appl Acarol. 12 (2), 117-119 (2007).
  26. Massaro, M., Martin, J. P. I., De Moraes, G. J. Factitious food for mass production of predaceous phytoseiid mites (Acari: Phytoseiidae) commonly found in Brazil. Exp Appl Acarol. 70, 411-420 (2016).
  27. Barbosa, M. F., De Moraes, G. J. Evaluation of astigmatid mites as factitious food for rearing four predaceous phytoseiid mites (Acari: Astigmatina; Phytoseiidae). Biol Control. 91, 22-26 (2015).
  28. Peters, A., Han, R., Yan, X., Leite, L. G. Production of entomopathogenic nematodes. Microbial Control of Insect and Mite Pests. Lacey, L. A. , Academic Press. Cambridge, MA. 157-170 (2017).
  29. Berto, M. M., et al. Beyond phoresy: interactions between Histiogaster arborsignis (Acari: Acaridae), ambrosia beetles and their fungal symbionts in Florida avocados. Symbiosis. 89 (2), 151-176 (2025).
  30. Dhooria, M. S. Acarine technology. Fundamentals of Applied Acarology. , Springer. New Delhi, India. 21-39 (2016).
  31. Fountain, M. T., Hopkin, S. P. Folsomia candida (Collembola): A "standard" soil arthropod. Annu Rev Entomol. 50 (1), 201-222 (2005).
  32. Moshkin, V. S., Brygadyrenko, V. V. Influence of air temperature and humidity on Stratiolaelaps scimitus (Acari, Mesostigmata) locomotor activity in a laboratory experiment. Biosyst Divers. 30 (2), 191-197 (2022).
  33. Gauthier, T. L. J., et al. Field-scale compression of Sphagnum moss to improve water retention in a restored bog. J Hydrol. 612, 128160(2022).
  34. Bateman, G. C. The Vivarium-being a practical guide to the construction, arrangement, and management of vivaria. , Read Books Ltd. (2017).
  35. Schausberger, P. Cannibalism among phytoseiid mites: A review. Exp Appl Acarol. 29, 173-191 (2003).
  36. Marquardt, T., Kaczmarek, S., Halliday, B. Ovoviviparity in Macrocheles glaber (Müller) (Acari: Macrochelidae), with notes on parental care and egg cannibalism. Int J Acarol. 41 (1), 71-76 (2015).
  37. Berndt, O., Meyhöfer, R., Poehling, H. M. Propensity towards cannibalism among Hypoaspis aculeifer and H. miles, two soil-dwelling predatory mite species. Exp Appl Acarol. 31, 1-4 (2003).
  38. Walter, D. E., Proctor, H. C. Mites in soil and litter systems. Mites: Ecology, Evolution & Behaviour: Life at a Microscale. , Springer. Dordrecht, Netherlands. 161-228 (2013).
  39. Ricci, M., et al. Development of a low-cost technology for mass production of the free-living nematode Panagrellus redivivus as an alternative live food for first feeding fish larvae. Appl Microbiol Biotechnol. 60, 556-559 (2003).
  40. Rueda-Ramírez, D., et al. Colombian population of the mite Gaeolaelaps aculeifer as a predator of the thrips Frankliniella occidentalis and the possible use of an astigmatid mite as its factitious prey. Syst Appl Acarol. 23 (12), 2359-2372 (2018).
  41. Navarro-Campos, C., Wäckers, F. L., Pekas, A. Impact of factitious foods and prey on the oviposition of the predatory mites Gaeolaelaps aculeifer and Stratiolaelaps scimitus (Acari: Laelapidae). Exp Appl Acarol. 70, 69-78 (2016).
  42. Mégevand, B., et al. Maintenance and mass rearing of phytoseiid predators of the cassava green mite. Exp Appl Acarol. 17 (1), 115-128 (1993).
  43. Hwang, H. -S., et al. Simple mass-rearing technique of a predatory mite Gaeolaelaps aculeifer (Canestrini) Acari: Laelapidae). Entomol Res. 49, 529-533 (2019).

액세스가 제한되었습니다. 이 콘텐츠를 보려면 로그인하거나 체험판을 시작하세요.

재인쇄 및 허가

이 JoVE 논문의 텍스트 또는 그림 재사용 허가 요청

허가 요청

태그

관련 논문